Multielektroden-Array-Aufzeichnungen von Netzhautwellen mit hoher Dichte unter Verwendung einer Elektrophysiologie-Plattform

Summary

Multielektroden-Arrays mit hoher Dichte (HD-MEAs) werden verwendet, um spontane Netzhautwellen zu untersuchen, die eine entscheidende Rolle bei der Entwicklung neuronaler Schaltkreise spielen. Dieses Protokoll beschreibt die Schritte zur Präparation von Netzhautgewebe von Mäusen und zur Durchführung elektrophysiologischer Aufzeichnungen mit HD-MEAs auf einer elektrophysiologischen Plattform.

Abstract

Spontane Netzhautwellen sind ein Kennzeichen der retinalen Netzwerkaktivität während der Entwicklung und spielen eine entscheidende Rolle bei der Bildung des visuellen Systems, indem sie die Verfeinerung von Axonen, die Permeabilität des Gefäßsystems und die allgemeine Reifung der neuronalen Schaltkreise beeinflussen. Diese Wellen werden üblicherweise in ex vivo Netzhautpräparationen unter Verwendung von Multielektrodenarrays (MEAs) untersucht, die elektrophysiologische Aufzeichnungen großer Populationen der Aktivität von retinalen Ganglienzellen (RGC) ermöglichen. Die MEA-basierte Elektrophysiologie hat sich aufgrund ihrer einfachen Handhabung zur schnellen Erfassung von Hochdurchsatzdaten zu einem leistungsfähigen Werkzeug entwickelt, wodurch sie sich ideal für die Untersuchung der Netzhautaktivität unter einer Vielzahl von experimentellen Bedingungen eignet.

In diesem Protokoll skizzieren wir die kritischen Schritte zur Vorbereitung von Netzhautgewebe für die Erfassung elektrophysiologischer Daten mit Hilfe einer High-Density-MEA (HD-MEA) auf einer elektrophysiologischen Plattform. Der Prozess beginnt mit der sorgfältigen Isolierung intakter Netzhäute von neugeborenen Tieren unter physiologischen Bedingungen. Nach der Präparation wird die Netzhaut sorgfältig auf einen HD-MEA-Chip montiert, der aus einem Gitter von 26.400 Elektroden besteht, das in der Lage ist, gleichzeitige extrazelluläre Aufzeichnungen von mindestens 1.000 RGCs durchzuführen. Die Aufzeichnungen können bis zu mehreren Stunden dauern. Letztendlich bietet dieser methodische Ansatz wertvolle Anwendungen bei der Untersuchung der Netzhautentwicklung, von Krankheiten und potenziell speziesübergreifenden Vergleichsstudien und trägt zu breiteren Fortschritten in den Neurowissenschaften und der Sehforschung bei.

Introduction

Spontane Netzhautwellen sind periodische Ausbrüche korrelierter Aktivität, die in der sich entwickelnden Netzhaut vor dem Einsetzen des Sehvermögens beobachtet wurden. Bei Mäusen verändern sich die Schaltkreise, die Netzhautwellen auslösen und ausbreiten, während der Entwicklung rapide und beginnen embryonal und enden mit der Augenöffnung (postnataler Tag 14)¹. Mit der Entwicklung von Netzhautschaltkreisen ändern sich die raumzeitlichen Eigenschaften der Netzhautwellen dramatisch ^2,3. Mehrere Studien belegen, dass diese spezifischen raumzeitlichen Eigenschaften die Entwicklung des visuellen Systems beeinflussen: Die asynchrone Aktivität zwischen den Augen bewirkt eine augenspezifische Segregation⁴, die Größe des Wellenbereichs leitet die Verfeinerung der retinotopen Axone in binokularen Hirnregionen ^5,6, und die Ausbreitungsrichtung der Wellen wurde mit der Anweisung der Richtungsselektivitätsschaltkreise im Colliculus superior in Verbindung^{gebracht 3}. Neben neuronalen Schaltkreisen sind Netzhautwellen für die Entwicklung der Durchlässigkeit des Blutgefäßsystems verantwortlich⁷. Darüber hinaus wurde entdeckt, dass die Netzhautwellen des Stadiums II das Auswachsen von rezeptiven Feldbereichen kontrollieren und in retinalen Ganglienzellen (RGCs) ^{stabilisieren8}. Entscheidend ist, dass aberrante Netzhautwellen während der Entwicklung die Grundlage für verschiedene neurologische Entwicklungsstörungen sein könnten, und in der Tat sind Netzhautwellen in einem Mausmodell des angeborenen Nystagmus^{abnormal 3}. Angesichts ihrer entscheidenden Rolle bei der frühen Entwicklung des visuellen Systems und ihrer Auswirkungen auf Krankheiten besteht die Notwendigkeit, die raumzeitliche Dynamik von Netzhautwellen in jedem Alter und in jedem Tiermodell aufzuzeichnen.

Es gibt mehrere Methoden, um Netzhautwellen zu untersuchen. Sowohl die Einzelzell-Elektrophysiologie ^9,10 als auch die Calcium-Bildgebung 11,12,13,14,15 haben zu bahnbrechenden Erkenntnissen über Schaltkreise und die Funktion von Netzhautwellen geführt. Hier konzentrieren wir uns auf Multielectrode Array Recordings (MEA), eine Methode, die seit der frühen Untersuchung von Netzhautwellen^{verwendet wird 16} und sich als Technik weiter verbessert hat². MEAs ermöglichen die gleichzeitige extrazelluläre Aufzeichnung von Aktionspotentialen von Hunderten bis Tausenden von RGCs und ermöglichen es den Forschern, die Initiierung, Ausbreitung und Beendigung von Wellen zu verfolgen, ähnlich wie es mit der Kalziumbildgebung möglich ist. Da MEAs das Wirkungspotenzial von RGCs direkt erfassen, können MEAs verwendet werden, um verschiedene genetische Mausmodelle oder Nicht-Modellorganismen zu untersuchen, ohne dass die zusätzliche Komplikation durch die Einführung eines Kalziumindikators erforderlich ist. Gewebe kann auch direkt in der MEA kultiviert werden, was sehr lange Aufnahmezeiten ermöglicht. MEAs sind auch hochgradig skalierbar, wobei aktuelle Produkte bis zu sechs aktive MEAs gleichzeitig ermöglichen, was eine schnelle Beurteilung der Netzhaut ermöglichen und die Wirkstoffforschung katalysieren könnte. Die vielleicht größte Stärke von MEAs ist ihre Fähigkeit, viele Zellen mit einer hohen Abtastrate zu beproben, was es Laboren auf der ganzen Welt ermöglicht, schnell umfangreiche Datensätze zu erhalten, aber Fachwissen in der Nachbearbeitung erfordert.

Das Hauptziel dieses Protokolls ist es, ein detailliertes und reproduzierbares Protokoll für die Präparation von Netzhautgewebe und die Durchführung elektrophysiologischer Aufzeichnungen unter Verwendung eines Single-Well-High-Density-MEA-SYSTEMS (HD-MEA) bereitzustellen, um spontane Netzhautwellen ex vivo zu untersuchen. Diese Methode gewährleistet einen hohen Durchsatz und eine Langzeit-Datenerfassung und eignet sich daher für eine Vielzahl von entwicklungs- und krankheitsbezogenen Studien. Das neue, fortschrittliche CMOS-basierte HD-MEA-System, das >1.000 Elektrodenstellen gleichzeitig ermöglicht, bietet mehrere Vorteile gegenüber herkömmlichen elektrophysiologischen Ansätzen. Sein Elektrodenarray mit hoher Dichte (26.400 Elektroden) ermöglicht präzise, gleichzeitige extrazelluläre Aufzeichnungen von bis zu 1.012 RGCs und erfasst feinskalige räumliche Aktivitätsmuster. Das Single-Well-Design bietet einheitliche Aufzeichnungsbedingungen¹⁷. Darüber hinaus ermöglicht dieses System mehrstündige Langzeitaufzeichnungen, die es ermöglichen, die Wellendynamik unter verschiedenen physiologischen und pharmakologischen Bedingungen ohne signifikante Signalverschlechterung zu untersuchen¹⁸. Durch die Bereitstellung eines Protokolls zielt diese Studie darauf ab, die HD-MEA-Technologie einem breiteren Publikum von Forschern in den Neurowissenschaften, der Augenheilkunde und der Sehwissenschaft zugänglich zu machen. Diese Methode stellt einen bedeutenden Fortschritt in der Erforschung von Netzhautwellen dar und bietet neue Wege zur Untersuchung der frühen Entwicklung des visuellen Systems, der Krankheitsmechanismen und möglicher therapeutischer Interventionen.

Protocol

Dieses Protokoll beschreibt die Schritte zur Isolierung und Aufbereitung von Netzhautgewebe von neugeborenen Mäusen für MEA-Aufzeichnungen von Netzhautwellen unter Verwendung der HD-MEA-Plattform von Maxwell Biosystems. Das Verfahren ist so konzipiert, dass die physiologischen Bedingungen erhalten bleiben und sichergestellt wird, dass das Netzhautgewebe strukturell intakt, frei von Beschädigungen und richtig vorbereitet für einen optimalen Elektrodenkontakt bleibt. Diese Versuche wurden vom Vanderbilt Animal Care and Use Program unter der Protokollnummer M2200056-00 genehmigt. Die Mäuse (1-2 Wochen alt, beide Geschlechter) wurden in einem 12-stündigen Tag-Nacht-Zyklus-Vivarium untergebracht und mit einer normalen Futterdiät gefüttert.

1. Aufbereitung des Netzhautgewebes

1. Isolierung der Netzhaut
   HINWEIS: In der Materialtabelle finden Sie Einzelheiten zu den Materialien, Geräten und Reagenzien, die in diesem Protokoll verwendet werden (siehe auch Abbildung 1).
   1. Vorbereiten des Arbeitsbereichs
      1. Bereiten Sie die künstliche Zerebrospinalflüssigkeit (aCSF) vor: 125 mM NaCl, 2,5 mM KCl, 1,25 mM NaH₂PO₄, 26 mM NaHCO₃, 2 mM CaCl₂, 1 mM MgCl₂, 10 mM Glukose, blasig mit Karbogen: 95 % O₂/5 % CO₂ (pH 7,4, Osmolarität 290 ± 10 mOsm) und lagern Sie es bei 5 °C. Bewahren Sie das aCSF 10 Minuten lang auf Eis auf, während es mit Sauerstoff angereichert wird, bevor Sie es sezieren.
         HINWEIS: Das CaCl₂ sollte zuletzt hinzugefügt werden, nachdem die Lösung 10 min lang mit Carbogen gesprudelt wurde.
      2. Beginnen Sie mit der Sauerstoffversorgung mit frischem, eiskaltem aCSF (für mindestens 10 Minuten).
      3. Richten Sie Präparierwerkzeuge und Mikroskop ein.
   2. Euthanasieren Sie das Tier gemäß den institutionellen Richtlinien.
   3. Entkernen Sie die Augen mit einer gebogenen Federschere.
      1. Da postnatale Welpen die Augen bis zum Alter von P11-13 (bei der Maus) geschlossen haben und die Lider vorsichtig geöffnet werden müssen, verwenden Sie eine Mikrozange, um die Augenlider zu greifen, und eine Federschere, um sie zu entfernen. Nehmen Sie die Augen vorsichtig mit einer Federschere heraus, um Augenschäden zu vermeiden.
      2. Durchtrennen Sie den Sehnerv und legen Sie die Augen in oxygeniertes Liquor. Verwenden Sie eine Transferpipette, um das Auge vorsichtig zwischen den Petrischalen zu bewegen.
         HINWEIS: Für den Rest des Dissektionsprotokolls alle 10 Minuten mit sauerstoffreichem aCSF auffrischen.
   4. Unter einem Präpariermikroskop
      1. Machen Sie mit einer Nadel einen kleinen Schnitt in die Hornhaut, während Sie das Auge mit einer Pinzette stabilisieren.
      2. Präparieren Sie die Hornhaut stumpf, indem Sie vorsichtig entlang des Sklerallumfangs reißen.
      3. Entfernen Sie die Iris und die Linse. Wenn die Netzhaut bei Jungtieren an der Linse befestigt ist, trennen Sie sie vorsichtig mit einer Pinzette.
         HINWEIS: Bei Jungtieren ist die Netzhaut manchmal an der Linse befestigt. Ziehe die Linse mit der Pinzette vorsichtig von der Netzhaut, wobei du mit einer Pinzette an der Linse ziehst und die andere an den äußeren Rändern der Netzhaut auflegst, um die Netzhaut an Ort und Stelle zu halten, während die Linse entfernt wird.
   5. Richten Sie die Netzhaut aus.
      1. Identifizieren Sie die ventrale Seite anhand des Aderhautgewebes (siehe Sondereker et ^al.19 für ein detailliertes Protokoll zur Orientierung) und positionieren Sie es mit der RGC-Schicht nach oben zum Forscher gewandt.
      2. Verwenden Sie ein gebogenes Skalpell, um einen Referenzschnitt von 45° gegen den Uhrzeigersinn von der Bauchachse aus zu machen.
      3. Trennen Sie mit einer feinen Pinzette vorsichtig die Netzhaut vom retinalen Pigmentepithel (RPE) und der Sklera.
         HINWEIS: Bei jüngeren Mäusen löst sich das RPE leicht von der Netzhaut. Bei älteren Mäusen ist das RPE stärker an der Netzhaut befestigt. Wenn nach der Entfernung des RPE von einem Großteil der Netzhaut das RPE immer noch über den Sehnerv an der Netzhaut verankert ist, verwenden Sie eine Federschere, um diese Verbindung zu durchtrennen. Dadurch wird eine Schädigung des Netzhautgewebes in der Nähe des Sehnervs verhindert.
   6. Die Netzhaut von Neugeborenen hat fast keinen Glaskörper, aber ältere Netzhäute haben einen (erscheint als braunes Filament am Rand der Netzhaut, aber die Fasern verbinden sich auch im Glaskörper miteinander). Entfernen Sie mit der feinen Pinzette das Glasgewebe, das über der RGC-Schicht liegt.
      HINWEIS: Diese Faserschicht löst sich manchmal, wenn die Linse entfernt wird. Wenn dies nicht der Fall ist, ist es wichtig, so viel wie möglich davon zu entfernen, da dies sonst den ordnungsgemäßen Kontakt der RGCs mit den Elektroden verhindert.
   7. Machen Sie mit einem Skalpell vier Reliefschnitte, damit die Netzhaut flach in der Schale liegt. Um später die Orientierung zu kennen und zu behalten, schneiden Sie die beiden Ecken des ventralen Quadranten mit einem Skalpell ab.

2. Montage der Netzhaut auf dem MEA-Chip

1. Montage der Netzhaut-
   1. Übertragen Sie die Netzhaut vorsichtig von der Petrischale auf den MEA-Chip, indem Sie die Transferpipette mit abgeschnittener Spitze verwenden. Stellen Sie sicher, dass sich genügend aCSF im Chip befindet, um den Boden der Vertiefung zu bedecken.
   2. Verwenden Sie die Ein-Haar-Bürste, um die Netzhaut vorsichtig so zu manövrieren, dass sie über den Elektroden positioniert ist, wobei die RGC-Schicht den Elektroden zugewandt ist.
   3. Entfernen Sie mit der 10-μl-Pipette vorsichtig überschüssiges aCSF um das Netzhautgewebe herum. Kippen Sie den Chip in einem Winkel, um überschüssiges aCSF zu entfernen.
      HINWEIS: Berühren Sie niemals die Elektroden oder Verstärker mit der Pipettenspitze. Wenn der Liquor entfernt wird, flacht die Netzhaut weiter ab. Wenn ein Teil der Netzhaut unter sich selbst gefaltet ist, schaufeln Sie mit der Einhaarbürste vorsichtig unter das gewünschte Blättchen, um es zu entfalten. Um zu verhindern, dass sich die Netzhaut bewegt, während sich ein Teil der Segel entfaltet, kann eine zweite Ein-Haar-Bürste verwendet werden, um sanften Druck auf die Mitte der Netzhaut auszuüben, wo der Sehnerv verbunden ist.
   4. Trocknen Sie die Vertiefung so weit wie möglich, indem Sie den Span in einem Winkel von 45° kippen und den letzten aCSF entfernen, der sich im gekippten Teil des Späns ansammelt.
      HINWEIS: Dadurch wird die Verbindung zwischen der Netzhaut und den Elektroden erhöht.
   5. Verwenden Sie Filterpapier, um die Ränder der Netzhaut vorsichtig abzutupfen und zu trocknen. Platzieren Sie den MEA-Chip in einer Aufnahmekammer.
2. Verbesserung des Elektrodenkontakts-
   1. Verwenden Sie einen austauschbaren Gewebehaltereinsatz, um die Netzhaut sanft auf die Elektroden zu drücken, um einen optimalen Kontakt zu gewährleisten und das Signal-Rausch-Verhältnis zu verbessern.
      HINWEIS: Der Einsatz des Gewebehalters sollte nicht mehr abgesenkt werden, sobald er mit der Netzhaut in Berührung kommt (an der Kontaktstelle ist ein deutlicher "nasser Fleck" sichtbar). Eine weitere Absenkung des Elektrodenhalters birgt die Gefahr, dass das Netzhautgewebe geschädigt wird. Schneller Übergang von Schritt 2.1.4 zu 2.2.1, um die Dauer zu minimieren, in der die Netzhaut ohne sauerstoffreiches aCSF bleibt; Dieser Schritt ist von entscheidender Bedeutung und sollte so schnell wie möglich abgeschlossen werden. Es ist wichtig, beim Abflachen der Netzhaut auf dem Chip schnell vorzugehen, aber es ist auch wichtig, dass der größte Teil des aCSF aus der Dissektion getrocknet wird, damit die Netzhaut einen guten Kontakt mit der Elektrode hat. Wenn man zu schnell vorgeht, um die Netzhaut mit Sauerstoff zu versorgen, riskiert man, keinen guten Kontakt mit den Aufzeichnungselektroden zu haben, und wenn man zu langsam vorgeht, riskiert man, dass die Netzhautzellen hypoxisch werden und absterben. Wir stellen fest, dass 30-60 s zu gutem Kontakt und gesunder Netzhaut führen (d.h. wir beobachten typische Netzhautwellen).
   2. Beginnen Sie mit dem Befüllen der MEA-Chip-Vertiefung mit sauerstoffhaltigem aCSF bei einer Flussrate von 2 mL/min.
      HINWEIS: Ein offenes Perfusionssystem wird empfohlen, da das elektrische Rauschen gering bleibt und die Netzhaut mit frischem Liquor versorgt wird. Stellen Sie sicher, dass ein Inline-Heizsystem an die Perfusionsanlage angeschlossen ist, um den aCSF auf physiologische Bedingungen zu erwärmen.
   3. Schalten Sie die Inline-Heizung des Perfusionssystems ein, um den aCSF auf 32-34 °C zu erwärmen.

3. Elektrophysiologische Aufzeichnungen

1. Extrazelluläre Aufzeichnungen-
   1. Schalten Sie das Aufnahmesystem ein.
   2. Doppelklicken Sie auf dem Erfassungscomputer zuerst auf das Serversymbol und dann auf Bereich , um es zu öffnen.
   3. Klicken Sie auf das Symbol Initialisieren in der Scope-Oberfläche und geben Sie die MEA-Chip-ID ein, um extrazelluläre Aufzeichnungen mit dem MEA-System zu starten.
   4. Klicken Sie auf das Symbol Versatz in der Scope-Benutzeroberfläche , um den Versatz einzurichten.
   5. Passen Sie die Verstärkungs- und Filtereinstellungen an, um die Signalerkennung zu optimieren. Verwenden Sie die Standardeinstellungen von 512 Gain und einen Hochpass von 300 Hz; Stellen Sie die Abtastrate auf 20 kHz ein.
   6. Wählen Sie die entsprechende Aufnahmekonfiguration aus. Die gesamte aktive Fläche, die beprobt werden kann, beträgt 3,85 x 2,1 mm². Mit der Software können Benutzer auswählen, wie der Elektrodenabstand konfiguriert werden soll. Um diesem Protokoll zu folgen, verwenden Sie die Standardeinstellung, die die Aufzeichnungselektroden gleichmäßig über den maximal aktiven Bereich verteilt, da dadurch so viel wie möglich von der Netzhaut abgetastet wird. Dies führt zu einem Abstand von 87,5 μm pro Aufzeichnungselektrode.
   7. Lassen Sie die Netzhaut 60 Minuten lang an die Aufnahmekammer gewöhnen.
   8. Beginnen Sie mit der Aufzeichnung spontaner Aktivitäten von RGCs, indem Sie zur Registerkarte "Assay " navigieren und das Symbol "Neuen Assay erstellen " auswählen. Wählen Sie den Netzwerk-Assay-Typ aus, weisen Sie einen geeigneten Dateinamen zu und klicken Sie auf OK , um die Konfiguration zu speichern. Stellen Sie die gewünschte Dauer für die Aufnahme ein, indem Sie den Parameter Aufnahmezeit (Sek.) anpassen. Aktivieren Sie die Option Nur Spike , um sich auf Spike-Daten zu konzentrieren, und klicken Sie dann auf das Symbol "Assay ausführen ", um die Aufzeichnungssitzung zu starten.
      HINWEIS: Für Aufzeichnungen von Netzhautwellen von 10 Minuten und länger empfehlen wir, die Einstellung "Nur Spikes " zu verwenden, die nur die Zeitstempel der Aktionspotentiale mit einem integrierten Spike-Erkennungstool speichert, anstatt der vollständigen elektrophysiologischen Rohspur pro Kanal. Dies liegt daran, dass langwierige Aufzeichnungen (>10 Minuten) über 1.024 Kanäle leicht zu TB-großen Datendateien führen können, die technisch schwierig zu analysieren sind und den Forschungsfortschritt drastisch verlangsamen. Wir haben bestätigt, dass Rohdaten mit Spike-Zeiten nur die bekannten raumzeitlichen Eigenschaften von Netzhautwellen replizieren: Für Wellen im Stadium II beobachten wir große Wellen, die den größten Teil der Netzhaut bedecken und mit Frequenzen auftreten, die mit früheren Berichten übereinstimmen (siehe Abbildung 2). Wir stellen fest, dass, wenn das Forschungsprojekt eine tiefergehende Analyse von Spike-Wellenformen erfordert, die Aufzeichnung der elektrophysiologischen Rohspur eine Notwendigkeit ist.
   9. Überwachen Sie die laufende Aufzeichnung regelmäßig, um sicherzustellen, dass die Datenerfassung wie erwartet verläuft und das System ordnungsgemäß funktioniert.

4. Verfahren zur Reinigung

1. Sobald die Aufzeichnung abgeschlossen ist und die Daten gespeichert wurden, schalten Sie die Inline-Heizung aus und dann das Perfusionssystem aus.
2. Entfernen Sie vorsichtig den Einsatz des Taschentuchhalters und ziehen Sie den MEA-Chip heraus. Reinigen Sie den Chip, indem Sie ihn zuerst mit 70 % Ethanol und dann mit deionisiertem (DI) Wasser spülen.
3. Um ein Verstopfen der Schläuche zu vermeiden, spülen Sie das Perfusionssystem 15 min lang mit DI-Wasser.

Results

Hochdurchsatz-Aufzeichnungen und Analysen von Netzhautwellen mit HD-MEAs
Wir führten eine einstündige HD-MEA-Aufzeichnung von spontanen Netzhautwellen durch (Abbildung 2). Ein Rasterdiagramm der neuronalen Aktivität zeigt das strukturierte Muster der Netzhautwellen, wobei jeder Punkt ein detektiertes Aktionspotential einer einzelnen Elektrode darstellt (Abbildung 2A, unten). Die Summierung der Aktivität über die Elektroden hi...

Discussion

Das hier beschriebene Protokoll bietet ein reproduzierbares Hochdurchsatzverfahren zur Präparation von Netzhautgewebe und zur Durchführung von HD-MEA-Aufzeichnungen und bietet ein robustes Verfahren zur Untersuchung der Netzhautnetzwerkaktivität. Die HD-MEA-Technologie bietet erhebliche Vorteile gegenüber herkömmlichen elektrophysiologischen und bildgebenden Verfahren, insbesondere bei der Erfassung von Hochdurchsatzdaten. HD-MEA liefert Echtzeit-Aufzeichnungen der spontanen Netzhautwell...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
3 mL Einweg-Transferpipette (mit abgeschnittenem Ende)	Fisherbarnd	13-711-9CM	Hilft beim Bewegen der Netzhaut zwischen Petrischale.
Künstliche Zerebrospinalflüssigkeit (aCSF)			Erhält die physiologischen Bedingungen für das Netzhautgewebe; bestehend aus NaCl, KCl, NaH2PO4, NaHCO3, CaCl2, MgCl2, Glukose und mit Carbogen blasiert.
CaCl2	Fisher Chemicals	C79-500	Zur Herstellung von künstlichem Liquor cerebrospinalis (aCSF)
Carbogen-Versorgung (95% O2, 5% CO2)			Wird verwendet, um aCSF mit Sauerstoff anzureichern und die Lebensfähigkeit des Gewebes zu erhalten.
Skalpell mit gebogener Klinge (#10)	Integra	4-110	Wird verwendet, um Gewebe mit Präzision zu schneiden.
Präpariermikroskop (Stereoskop)	Zeiss	Stemi 508	Unverzichtbar für die Visualisierung und Handhabung von Netzhautgewebe.
Glukose	Fisher Chemicals	BP350-1	Zur Herstellung von künstlichem Liquor cerebrospinalis (aCSF)
Inline-Heizung	Multichannel System	TC02	Erwärmt aCSF auf 32-34°; C für optimale Bedingungen.
Ismatec Perfusionssystem	Ismatec	ISM4208	Sorgt für einen kontinuierlichen Fluss von sauerstoffreichem aCSF.
KCl	Fisher Chemicals	P271-500	Zur Herstellung von künstlichem Liquor cerebrospinalis (aCSF)
KH2PO4	Sigma Aldrich	P5504-100g	Zur Aufbereitung von künstlichem Liquor cerebrospinalis (aCSF)
MaxOne Recording Unit	Maxwell Biosystems	MX1-BRD	Schnittstelle zwischen MaxOne Chip und System
MaxOne System	Maxwell Biosystems	MX1-SYS Core-System	für MEA-basierte elektrophysiologische Rekodierungen.
MaxOne Tissue Holder mit 3-Achsen-Mikromanipulator und austauschbaren Einsätzen	Maxwell Biosystems	MX1-HLD	Sorgt für eine präzise Platzierung der Netzhaut auf dem MEA-Chip.
MEA-Chip (MX1-S-CHP, MaxWell Biosystems)	Maxwell Biosystems	MX1-S-CHP	Mikroelektroden-Array mit hoher Dichte zur Aufzeichnung der neuronalen Aktivität.
MgCl2	Fisher Chemicals	M33-500	Zur Herstellung von künstlichem Liquor cerebrospinalis (aCSF)
NaCl	Fisher Chemicals	S271-1	Zur Herstellung von künstlichem Liquor cerebrospinalis (aCSF)
NaHCO3	Fisher Chemicals	S233-500	Zur Herstellung von künstlichem Liquor cerebrospinalis (aCSF)
Nadel (30 G x ½)	BD Biosciences	305106	Hilft bei der Herstellung von Schnitten in der Hornhaut.
Neugeborene Tiere (P1-P14; Maus)			Modellorganismen wie Mäuse, Ratten oder andere, die für Netzhautstudien verwendet werden.
PC mit MaxLab Live Scope Software	HP	Z4	Wird zur Datenerfassung und Analyse von Aufnahmen verwendet.
Petrischale (35 mm oder 60 mm)	Pyrex	3483E12	Wird als Arbeitsbereich zum Sezieren verwendet.
Roboz Micro Adson-Pinzette (RS-5232, 4.75" lang, 1 x 2 Zähne, 0.5 mm Spitze)	Roboz	RS-5232	Spezialisierte Pinzette für die Feindissektion.
Roboz Federschere (RS-5671, 10 mm Schneide, 0,15 mm Spitzenbreite, 3¾ " Gesamtlänge)	Roboz	RS-5671	Präzisionsschere zum Schneiden von empfindlichem Gewebe.
Einhaarpinsel			Kleiner Pinsel, der zu einem einzigen Haar modifiziert wurde, um empfindliches Gewebe zu handhaben.
Zwei Pinzetten mit feiner Spitze	Roboz	RS-5060	Wird für die Handhabung von empfindlichem Gewebe verwendet.
Whatman Filterpapiere (#1), in kleine Stücke geschnitten	GE Healthcare	1001-042	Wird zum Behandeln und Trocknen von Netzhautgewebe verwendet.