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Methodenartikel

Nachweis von Mycoplasma pneumoniae , Nukleinsäure- und Arzneimittelresistenzgen

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DOI:

10.3791/68500

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19. September 2025

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1Department of Clinical Laboratory Medicine, Heyuan Key Laboratory of Molecular Diagnosis & Disease Prevention and Treatment, Heyuan People's Hospital, Guangdong Provincial People's Hospital Heyuan Hospital, 2Department of Clinical Laboratory Medicine, Heyuan People's Hospital, Guangdong Provincial People's Hospital Heyuan Hospital, 3Department of Clinical Laboratory Medicine, Guangdong Provincial People's Hospital, Guangdong Academy of Medical Sciences, Southern Medical University, 4Medical laboratory, Heyuan Key Laboratory of Molecular Diagnosis & Disease Prevention and Treatment, Doctors Station of Guangdong province, Heyuan People's Hospital, Guangdong Provincial People's Hospital Heyuan Hospital

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll bietet eine schnelle und zuverlässige Möglichkeit, Mycoplasma pneumoniae-Infektionen zu erkennen und Antibiotikaresistenzen zu identifizieren. Es hilft Ärzten, schneller die richtigen Behandlungen auszuwählen, die Versorgung von Patienten mit Lungenentzündung zu verbessern und einen besseren Einsatz von Antibiotika zu unterstützen

Zusammenfassung

Mycoplasma pneumoniae (Mp) ist einer der am weitesten verbreiteten Erreger, der für ambulant erworbene Lungenentzündungen (CAP) in pädiatrischen Populationen verantwortlich ist. Der Nachweis von Mycoplasma pneumoniae-Resistenzgenen bietet eine solide technische Unterstützung und eine theoretische Grundlage für die präzise klinische Diagnose und Behandlung von MP-Infektionen. Eine genaue Diagnose und Bewertung der Arzneimittelresistenz bei Mp-Infektionen sind für die klinische Behandlung unerlässlich. Zu den gängigen Nachweismethoden für Mycoplasma pneumoniae gehören Kultur, Antikörpernachweis und molekularbiologisch basierte Assays. Die Mp-Kultur ist der Goldstandard für die Diagnose, erfordert jedoch ein spezielles Medium, ist zeitaufwändig und hat eine geringe Sensitivität. Der Antikörper-basierte Nachweis von Mp ist weit verbreitet; Im Frühstadium der Infektion kann es jedoch zu falsch negativen Ergebnissen kommen. Der molekularbiologisch basierte Nachweis bietet eine schnelle Durchlaufzeit, ein geringes Kontaminationsrisiko, eine hohe Sensitivität, eine hohe Spezifität und ist nicht durch den Zeitpunkt der Probenentnahme oder den Immunstatus begrenzt. Es wurde daher als neuer Goldstandard für die Diagnose von Mycoplasma pneumoniae-Infektionen anerkannt. Makrolid-Wirkstoffe sind die Behandlung der ersten Wahl bei Mp-Infektionen bei Kindern. Mit dem extensiven Einsatz von Makroliden bei Atemwegsinfektionen bei Kindern hat jedoch die Inzidenz von arzneimittelresistenten Mycoplasma pneumoniae-Infektionen zugenommen. Patienten, die mit resistenten Stämmen infiziert waren, erlebten nach der Verabreichung im Vergleich zu Patienten, die mit empfindlichen Stämmen infiziert waren, eine signifikant längere Fieberdauer, einen längeren Krankenhausaufenthalt und ein verlängertes Fieber. Zu den bisher identifizierten Mutationsstellen gehören 2063, 2064, 2067 und 2617. In China sind Punktmutationen nur an den Positionen 2063 und 2064 dokumentiert, wobei eine A-zu-G-Substitution an Position 2063 am häufigsten ist. Für diese Stellen wurde die Polymerase-Kettenreaktion (PCR) in Kombination mit der Fluoreszenzsondentechnologie eingesetzt, um die Nukleinsäuren und Arzneimittelresistenzmutationen von Mycoplasma pneumoniae in menschlichen Sputumproben nachzuweisen. Der Nachweis von Mycoplasma pneumoniae-Resistenzgenen bietet eine entscheidende technische Unterstützung und eine theoretische Grundlage für eine genaue Diagnose und effektive Behandlung von Mp-Infektionen.

Einleitung

Mycoplasma pneumoniae (Mp) ist der kleinste pathogene Mikroorganismus, der in der Lage ist, unabhängig zu überleben und sich in einer Zwischenposition zwischen Bakterien und Viren befindet. Es wird hauptsächlich durch Atemtröpfchen oder Aerosole verbreitet und ist mit 20 % bis 40 %der CAP-Fälle der zweithäufigste Erreger der ambulant erworbenen Lungenentzündung (CAP)bei Kindern 1. Mp zeigt eine inhärente Resistenz gegen β-Lactam-Antibiotika wie Penicillin und Cephalosporine, da es keine Zellwand hat, auf die diese Antibiotika abzielen, indem sie die Zellwandsynthese behindern. Zu den wichtigsten therapeutischen Modalitäten für Mp-Infektionen gehören Wirkstoffe, die die Proteinsynthese behindern, einschließlich Makrolide und Tetracycline, sowie Arzneimittel, die die DNA-Replikation behindern, wie Tetracycline und Fluorchinolone 3,4,5. Daher ist die rechtzeitige Identifizierung von Mp im Labor unerlässlich, um den vernünftigen Einsatz von Antibiotika zu informieren. Zeitgenössische Labornachweismethoden für Mp umfassen Isolierung und Kultur, Antigennachweis, Antikörpernachweis und genetische Diagnosetechniken.

Als traditionelle Nachweismethode sind Isolierung und Kultur nach wie vor der definitive Standard für die Diagnose einer Mycoplasma pneumoniae-Infektion . Kashyap et al. beobachteten, dass die Kultivierung von Mp aus Rachenabstrichen oder Sputumproben eine zuverlässige diagnostische Technik ist6. Dieser Ansatz stößt auf erhebliche Hindernisse, wie z. B. die strengen kulturellen Voraussetzungen von Mp, verlängerte Kulturzeiträume und typischerweise niedrige positive Nachweisraten, die den routinemäßigen klinischen Einsatz einschränken. Der Nachweis des Mp-Antigens hängt von Mp-spezifischen Antikörpern ab. Miyashita et al. verwendeten monoklonale Antikörper aus verschiedenen Mp-Stämmen als Überzugsmittel in einem Doppelantikörper-Sandwich-ELISA und bewerteten deren Wirksamkeit mittels PCR7. Die Ergebnisse zeigten keinen wesentlichen Unterschied zwischen den beiden Methoden. Der Bedarf an hochspezifischen monoklonalen Antikörpern mit hohen Titern schränkt jedoch die umfassende Implementierung dieser Methode ein.

Nach einer Mp-Infektion bildet das Immunsystem spezifische IgM- und IgG-Antikörper. IgM-Antikörper werden in der Regel innerhalb von 1 Woche nach der Infektion nachweisbar und erreichen ihren Höhepunkt nach 3 bis 4 Wochen, was sie zu wertvollen diagnostischen Indikatoren für eine frühe Infektion macht. Allerdings können im Anfangsstadium aufgrund verminderter Antikörperspiegel falsch-negative Ergebnisse auftreten8. Umgekehrt manifestieren sich IgG-Antikörper später und deuten typischerweise auf eine vorangegangene Infektionhin 9,10. Der serologische Nachweis von Mp wird in unspezifische und spezifische Antikörper-Assays eingeteilt. Unspezifische Antikörpertests sind zwar einfach zu verabreichen, aber ihre Spezifität ist begrenzt, da Infektionen mit anderen Krankheitserregern, einschließlich Rickettsien und Adenoviren, ebenfalls den Kälteagglutininspiegel erhöhen können, was zu falsch-positiven Ergebnissen führt. Zu den spezifischen Antikörper-Assays gehören der Komplement-Fixierungstest, der Partikelagglutinationstest, der indirekte Hämagglutinationstest, der indirekte Immunfluoreszenz-Assay und der Enzyme-Linked Immunosorbent Assay (ELISA). ELISA wird in China aufgrund seiner etablierten Technologie und kommerziellen Zugänglichkeit häufig eingesetzt, da es eine hohe Empfindlichkeit und einfache Bedienung bietet und somit als praktische und zuverlässige Methode zur Diagnose von Mp-Infektionen in der klinischen Routine dient11.

Die quantitative Real-Time-Fluoreszenz-PCR zeichnet sich durch eine schnelle Verarbeitungszeit, eine erhöhte Spezifität, eine robuste Sensitivität und das Fehlen von Kreuzreaktivität aus. Diese Methode identifiziert Mp-DNA in Proben von Sputum, Rachenabstrich oder Bronchialspülflüssigkeit und erfordert 1-100 ng DNA pro Reaktion. Der Nachweis erfolgte mit einem real-time PCR-Instrument. Das DNA-Template erfährt bei höheren Temperaturen eine Denaturierung, gefolgt von Primer-Annealing und Fluoreszenzsondenhybridisierung. Die Genamplifikationstechnologie ermöglicht die Replikation von Nukleinsäurefragmenten in extrem niedrigen Konzentrationen auf Millionen von Kopien in einem kurzen Zeitrahmen und erreicht eine Nachweisempfindlichkeit von ≥10 KBE/ml12. Im Vergleich zur konventionellen PCR reduziert die quantitative Real-Time-Fluoreszenz-PCR das Kontaminationsrisiko und ermöglicht gleichzeitig einen hohen Durchsatz und eine automatisierte Analyse. Daher hat es sich in der klinischen Praxis als die bevorzugte Technik für den direkten Mp-Nachweis herauskristallisiert13. Aufgrund seiner erhöhten Empfindlichkeit sind strenge Maßnahmen erforderlich, um eine Kontamination zu verhindern, die zu falsch-positiven oder falsch-negativen Ergebnissen führen kann.

In der klinischen Behandlung stellen Makrolide die primäre therapeutische Intervention bei Mycoplasma pneumoniae-Pneumonie (MPP) dar. Der übermäßige Gebrauch und die unsachgemäße Anwendung von Antibiotika haben einen Selektionsdruck ausgeübt, der zur Entstehung von Makrolid-resistenten Mp geführt hat. Diese Beständigkeit trägt wesentlich zum feuerfesten MPP bei. Die Makrolidresistenz bei Mycoplasma pneumoniae ist in Ostasien, insbesondere in China und Japan, besonders erhöht, während Europa und die Vereinigten Staaten relativ niedrigere Resistenzraten aufweisen. Pädiatrische Patienten weisen im Vergleich zu Erwachsenen im Allgemeinen erhöhte Resistenzraten auf, was eine verstärkte Untersuchung erforderlich macht14. Seit dem Jahr 2000 ist die Inzidenz von Mycoplasma pneumoniae-Infektionen (MRMPI) weltweit deutlich gestiegen, insbesondere in Ostasien. In China machen MRMPI-Stämme 69 % bis 95 % der Fälle aus15 und tragen wesentlich zu schweren Erkrankungen, Behandlungsversagen, Komplikationen und Langzeitfolgen bei. Forschungsergebnisse deuten darauf hin, dass Mutationen im 23S rRNA-Gen die Makrolidbindung an Zielstellen hemmen und somit die Wirksamkeit des Medikaments verringern. Häufige Mutationsloci umfassen die Positionen 2063, 2064, 2067 und 2617. In China wurden Mutationen ausschließlich an den Positionen 2063 und 2064identifiziert 16,17. Eine Studie aus dem Jahr 2016 zeigte, dass die Makrolid-Resistenzraten in Peking, Harbin, Shanghai und Xinjiang zwischen 66,7 % und 86,7 % schwankten, während Nanjing eine niedrigere Rate von 20 % aufwies18. Makrolidresistente Stämme sind in verschiedenen Regionen aufgetreten, wobei die Resistenzraten wie folgt angegeben werden: 8,3 % bis 9,8 % in Frankreich, 3,0 % bis 3,6 % in Deutschland, 8,2 % in den Vereinigten Staaten, 0,9 % bis 2,9 % in Dänemark, 12,1 % in Kanada, 20 % in Italien, 22 % in Israel, 8 % in Spanien und 9,3 % im Vereinigten Königreich 19,20,21,22,23,24,25,26, 27. Urheberrecht Dieser Trend unterstreicht die weltweite Verbreitung von Makrolidresistenzen. Im Jahr 2008 berichteten Hindley et al. über 46 Fälle von makrolidresistenten Mycoplasma pneumoniae, wobei 40 Fälle die A2063G-Mutation, ein Fall die A2063C-Mutation und fünf Fälle die A2064G-Mutation aufwiesen28. Vergleichbare Resistenzmutationen wurden in Japan und den Vereinigten Staaten identifiziert, wobei die primären Mutationen an den Positionen 2063 und 206429 auftraten. Forschungsergebnisse deuten auf einen Zusammenhang zwischen Mutationsstellen und Arzneimittelresistenz-Phänotypen hin: Die A2063G-Mutation verleiht Resistenz gegen 14-gliedrige Makrolide (ML), die A2064G-Mutation verleiht Resistenz gegen 14- und 16-gliedriges ML, C2617G verleiht Resistenz gegen 14- und 15-gliedriges ML und die A2067G-Mutation verleiht Resistenz gegen 16-gliedrige ML30. Die Überwachung der Mp-Resistenz ist entscheidend für die frühzeitige Identifizierung arzneimittelresistenter Infektionen und für die klinische Behandlungsentscheidung. Studien haben gezeigt, dass In-vitro-Empfindlichkeitstests auf antimikrobielle Wirkstoffe die klinische Wirksamkeit von Arzneimitteln vorhersagen können31. Im Jahr 2011 veröffentlichte das American Clinical and Laboratory Standards Institute Richtlinien, in denen die Mikrodilutionsmethode zur Bestimmung der minimalen Hemmkonzentration (MIC) zur Bewertung der Makrolidresistenz befürwortetwurde 32. Die Bestimmung der MHK kann jedoch mehrere Wochen in Anspruch nehmen, wodurch ihr klinischer Nutzen bei der Steuerung der Echtzeit-Antibiotikatherapie eingeschränkt wird.

Die Sanger-Sequenzierung ist eine direkte Technik zur Identifizierung von Mutationen im 23S rRNA-Gen von Mp. Bei dieser Methode werden fluoreszenzmarkierte Nukleotide und elektrophoretische Analysen verwendet, um DNA-Sequenzen zu ermitteln und so die Identifizierung genetischer Variationen von Mp zu erleichtern. Die Sanger-Sequenzierung ist zwar in der Lage, gleichzeitig mehrere Mutationen zu identifizieren und das Verhältnis von resistenten und anfälligen Stämmen zu quantifizieren, ist jedoch arbeits- und zeitintensiv, wodurch ihr klinischer Nutzen eingeschränktwird 33,34. Im Gegensatz dazu ermöglicht die Pyrosequenzierung eine genauere Beurteilung von DNA-Sequenzvariationen, indem sie die Pyrophosphatfreisetzung während des Nukleotideinbaus identifiziert. Diese Methode kann MRMPI-Stämme identifizieren und das Verhältnis von resistenten und anfälligen Stämmen in klinischen Proben mit größerer Genauigkeit als die Sanger-Sequenzierung quantifizieren. Darüber hinaus ermöglicht die Pyrosequenzierung eine longitudinale Überwachung einzelner Patienten, was eine Echtzeitbewertung der sich entwickelnden Resistenz ermöglicht und über Behandlungsmodifikationen informiert33. Seine klinische Anwendung wird jedoch durch die Notwendigkeit von Spezialgeräten, kompetentem Personal und verlängerten Verarbeitungsdauern eingeschränkt.

Basierend auf der RFLP-Analyse (Restriktion Fragment Length Polymorphism) des P1-Gens wird Mp in zwei Typen eingeteilt: Typ I (weiter unterteilt in fünf Subtypen: 1a-1e) und Typ II (weiter unterteilt in drei Subtypen: 2a-2c). Mit diesem Test können 8 Gensubtypen von Mycoplasma pneumoniae35 nachgewiesen werden. Diese Methode erleichtert die qualitative Identifizierung von Mycoplasma pneumoniae und Makrolid-Resistenzmutationen (23S rRNA 2063 (A:G) und 2064 (A:G) Mutationsstellen) in pädiatrischen Sputumproben und bietet ein schnelles und unkompliziertes ergänzendes diagnostisches Instrument für Mykoplasmeninfektionen und die Überwachung von Antibiotikaresistenzen.

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Protokoll

Alle Studienprotokolle wurden von der medizinischen Ethikkommission des Heyuan People's Hospital geprüft und genehmigt (Zulassungs-Nr. YXYJLL-LW2025001). Alle Patienten gaben vor der Teilnahme eine schriftliche Einverständniserklärung ab.

1. Entnahme von Proben

HINWEIS: Seien Sie vorsichtig bei der Aufrechterhaltung der aseptischen Technik während der Probenentnahme.

  1. Entnehmen Sie Sputumproben des Patienten oder des Verdachtspatienten. Entnehmen Sie Proben innerhalb von 3 Tagen nach Ausbruch der Krankheit des Patienten.
  2. Weisen Sie den Patienten an, den Mund mit Wasser auszuspülen, tief zu atmen, den Atem 5 s lang anzuhalten und allmählich auszuatmen.
  3. Bitten Sie den Patienten, noch einmal tief auszuatmen, versuchen Sie, den Auswurf auszustoßen, geben Sie ihn in einen dafür vorgesehenen Plastikbecher und schließen Sie den Deckel. Das Sputum sollte unverzüglich bei Raumtemperatur (RT) an das klinische Labor abgegeben werden. Lagern Sie die Proben bei 2-8 °C im Kühlschrank.

2. Vorbereitung der Amplifikationsreagenzien

  1. Tauen Sie den Puffer, die Primersonde und das Wasser aus dem Kit bei 4 °C auf, nachdem Sie sie aus dem -20 °C-Gefrierschrank entnommen haben. Entfernen Sie das Enzym, mischen Sie es vorsichtig durch Schütteln und zentrifugieren Sie es dann bei 1.006 x g für 10 s.
  2. Entnehmen Sie ein steriles nukleasefreies Zentrifugenröhrchen, beschriften Sie es und bereiten Sie das Reaktionssystem für jede Person vor, wie in Tabelle 1 beschrieben. Die Gesamtzahl der PCR-Reaktionen muss der Summe der Proben, einer schwachen positiven Qualitätskontrolle, einem Qualitätskontrollprodukt W und einer negativen Extraktionskontrolle entsprechen.
  3. Bestimmen Sie die Menge jedes Reagenzes, geben Sie es in ein Zentrifugenröhrchen geeigneter Größe, mischen Sie es gründlich und zentrifugieren Sie es kurz bei niedriger Geschwindigkeit. Geben Sie 20 μl Reagenz in jedes PCR-Reaktionsröhrchen und stellen Sie es in den Probenverarbeitungsbereich um.

3. Probenbehandlung

  1. 1 ml Sputumproben mit 2 mL Sputumaufschlusspuffer behandeln, gründlich mit dem Vortex mischen und 30 Minuten lang inkubieren, bis eine vollständige Verflüssigung erreicht ist.
  2. Basierend auf der Probenmenge werden nacheinander 5 μl des internen Standards in die 1. und 7. Säule der Nukleinsäure-Extraktionsplatte gegeben, gefolgt von der Zugabe von 200 μl verflüssigter Proben, normaler Kochsalzlösung und MM schwacher positiver Qualitätskontrolle nacheinander.
  3. Entnehmen Sie eine Nukleinsäure-Extraktionsplatte mit einem automatisierten Nukleinsäure-Extraktionsinstrument. Fügen Sie die extrahierten Nukleinsäuren hinzu, nachdem Sie nachgeschaltete Assays in den Spalten 6 und 12 der Extraktionsplatte durchgeführt haben.
  4. Probenzugabe: Geben Sie im Probenvorbereitungsbereich des PCR-Labors die extrahierte Nukleinsäure in die 6. und 12. Säule der Extraktionsplatte. Anschließend werden 5,0 μl der vorbereiteten Probennukleinsäure in das PCR-Reaktionsröhrchen überführt, das das PCR-Reaktionsgemisch enthält (einschließlich Proben-, starken und schwachen positiven Qualitätskontrollen, Qualitätskontrolle W und Extraktions-Negativkontrolle).
  5. Sichern Sie die Flüssigkeit des PCR-Reaktionsröhrchens und führen Sie eine sofortige Zentrifugation durch, um zu bestätigen, dass die Flüssigkeit ordnungsgemäß versiegelt und frei von Blasen ist.

4. Verstärkung

  1. Setzen Sie das Reaktionsröhrchen in den Fluoreszenz-PCR-Detektor ein und konfigurieren Sie die Zyklusparameter wie in Tabelle 2 beschrieben.
  2. Erfassung von Fluoreszenzsignalen in FAM (2063 oder 2064 A:G-Mutation), VIC (Mycoplasma pneumoniae) und CY5 (Interner Standard), wobei die Datenerfassung auf 64 °C eingestellt ist.

5. Datenanalyse

HINWEIS: In dieser Studie wurde quantitative real-time PCR (qPCR) verwendet, wobei repräsentative Ergebnisse auf A:G-Resistenz-assoziierte Mutationen an den Positionen 2063 oder 2064 von Mycoplasma pneumoniae hinweisen. Patienten, die positiv getestet werden, sollten Makrolid-Antibiotika in der klinischen Behandlung vermeiden.

  1. Nach der Reaktion analysiert und archiviert das Gerät selbstständig die Ergebnisse. Prüfen Sie, ob die Zielgene für die Negativkontrolle die FAM-Fluoreszenz Ct ≥ 35.33 und die VIC-Fluoreszenz Ct ≥ 35.01 aufweisen, während die Zielgene für die Qualitätskontrolle W die FAM-Fluoreszenz Ct ≥ 35.33 und die VIC-Fluoreszenz Ct ≥ 35.01 aufweisen. Die Ct-Werte für FAM- und VIC-Fluoreszenz in schwach positiven Qualitätskontrollprodukten lagen zwischen 29,00 und 34,00.
  2. In der Regel liegt der Ct-Wert des internen Standards bei ≤ 35,00. Wenn eine charakteristische S-Amplifikationskurve beobachtet wird, der interne Standard jedoch aufgrund der erhöhten Konzentration des Zielgens nicht amplifiziert wird, ist dies direkt als positive Probe zu melden oder die Probe durch eine 10-fache Gradientenverdünnung neu zu bewerten.
  3. Klassifizieren Sie die Probe, die UNDECT oder das Fehlen einer typischen S-Typ-Amplifikationskurve aufweist, als negativ.
  4. Betrachten Sie die Proben als negativ, wenn die FAM-Fluoreszenz (2063 oder 2064 A:G-Mutation) Ct ≥ 35,33, die VIC-Fluoreszenz (Mycoplasma pneumoniae) Ct ≥ 35,01 beträgt oder wenn keine typische S-Typ-Amplifikationskurve vorhanden ist. Proben sind positiv, wenn ihr Ct-Wert Tabelle 3 entspricht und eine charakteristische S-Typ-Amplifikationskurve aufweist.
    HINWEIS: Die Ergebnisse der Probendetektion hängen von der Qualität der Probenentnahme, -verarbeitung, -transport und -konservierung ab. Fehler können zu falsch negativen Ergebnissen führen. Wenn die Kreuzkontamination während der Probenverarbeitung nicht kontrolliert wird, kann dies zu falsch positiven Ergebnissen führen.

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Ergebnisse

Nach der Verflüssigung, Nukleinsäureextraktion und Fluoreszenz-PCR-Amplifikation von Sputumproben wurden der Startwert, der Endwert und der Schwellenwert der Baseline nach der Analyse der Amplifikationskurve modifiziert. Der Startwert war 3 und der Endwert 20.

Die repräsentativen Ergebnisse dieses Experiments waren positiv für die Mp-Nukleinsäure, und eine A: G-Resistenzmutation trat an 2063 oder 2064 Stellen auf, was auf eine M...

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Diskussion

Die PCR und ihre abgeleiteten Techniken zeigen im Vergleich zu serologischen Methoden eine überlegene Sensitivität und Spezifität bei der Identifizierung, Typisierung und dem Nachweis von Arzneimittelresistenz bei Mycoplasma pneumoniae (MP). Darüber hinaus bieten PCR-basierte Techniken eine einfache Bedienung und geringere Kosten, was sie zu einer praktikablen Alternative für die klinische Routinediagnostik macht36. Mp ist ein bemerkenswerter Erreger, der...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

Die experimentellen Reagenzien werden vom Heyuan Key Laboratory of Molecular Diagnosis & Disease Prevention and Treatment, Doctors Station in der Provinz Guangdong, unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Automatisiertes Nukleinsäure-ExtraktionsgerätGuangzhou Da 'an Gene Co., Ltd.Smart 32
Filter-TippsCoring Life Science Co., Ltd.298220010-10&Mikro; L
Filter-TippsCoring Life Science Co., Ltd.030230011-50&Mikro; L
Filter-TippsCoring Life Science Co., Ltd.056230015-300 & Mikro; L
MikroröhrchenCoring Life Science Co., Ltd.141249341,5 ml
Mycoplasma pneumoniae Kit zum Nachweis der Nukleinsäure- und Arzneimittelresistenz-Mutationsstelle ( Fluoreszenz-PCR-Methode )Jiangsu Mole Biotechnology Co., Ltd.20241111
Reagenz zur Extraktion von Kernsäuren (Methode der magnetischen Beads)Shengxiang Biotechnology Co., Ltd.Nr. G24004
PCR-RöhrchenDN Biotech (Hongkong) Co., Ltd.61210030,2 ml
Echtzeit-Fluoreszenz-PCR-InstrumentBIO-RADCFX96

Referenzen

  1. Waites, K. B., Xiao, L., Liu, Y., Balish, M. F., Atkinson, T. P. Mycoplasma pneumoniae from the Respiratory Tract and Beyond. Clin Microbiol Rev. 30 (3), 747-809 (2017).
  2. Leal, S. M., et al. Evaluation of Commercial Molecular Diagnostic Methods for Detection and Determination of Macrolide Resistance in Mycoplasma pneumoniae. J Clin Microbiol. 58 (6), e00242-e00320 (2020).
  3. Lu, A., Wang, L., Zhang, X., Zhang, M. Combined treatment for child refractory Mycoplasma pneumoniae pneumonia with ciprofloxacin and glucocorticoid. Pediatr Pulmonol. 46 (11), 1093-1097 (2011).
  4. Li, Z. W., et al. Mycoplasma pneumoniae infection and drug resistance in children in Meizhou area from 2010 to 2014. Chinese J Zoonoses. 32 (3), 306-311 (2016).
  5. Ishiguro, N., et al. Therapeutic efficacy of azithromycin, clarithromycin, minocycline and tosufloxacin against macrolide-resistant and macrolide-sensitive Mycoplasma pneumoniae pneumonia in pediatric patients. PLoS One. 12 (3), e0173635(2017).
  6. Kashyap, S., Sarkar, M. Mycoplasma pneumonia: Clinical features and management. Lung India. 27 (2), 75-85 (2010).
  7. Miyashita, N., et al. Diagnostic sensitivity of a rapid antigen test for the detection of Mycoplasma pneumoniae: Comparison with real-time PCR. J Infect Chemother. 21 (6), 473-475 (2015).
  8. de Groot, R. C. A., et al. Mycoplasma pneumoniae carriage evades induction of protective mucosal antibodies. Eur Respir J. 59 (4), 2100129(2022).
  9. Rogozinski, L. E., Alverson, B. K., Biondi, E. A. Diagnosis and treatment of Mycoplasma pneumoniae in children. Minerva Pediatr. 69 (2), 156-160 (2017).
  10. Messous, S., et al. Prevalence of Chlamydophila pneumoniae and Mycoplasma pneumoniae IgM and IgG antibodies in Tunisian patients presenting with exacerbation of chronic obstructive pulmonary disease. Med Mal Infect. 47 (2), 158-163 (2017).
  11. Li, Q. Z., Shi, W. Y., Chen, H. L. Research progress on laboratory detection technology of Mycoplasma pneumoniae. Chinese J Zoonoses. 33 (09), 841-844 (2017).
  12. Li, C., et al. Comparison of PCR and RT-PCR detection of Mycoplasma pneumoniae in throat swab specimens. Chinese J Zoonoses. 28 (2), 127-130 (2012).
  13. Taylor, S. C., et al. The Ultimate qPCR Experiment: Producing Publication Quality, Reproducible Data the First Time. Trends Biotechnol. 37 (7), 761-774 (2019).
  14. Waites, K. B., Talkington, D. F. Mycoplasma pneumoniae and its role as a human pathogen. Clin Microbiol Rev. 17 (4), 697-728 (2004).
  15. Cao, B., Qu, J. X., Yin, Y. D., Eldere, J. V. Overview of antimicrobial options for Mycoplasma pneumoniae: focus on macrolide resistance. Clin Respir J. 11 (4), 419-429 (2017).
  16. Liu, X., et al. Drug resistance mechanisms of Mycoplasma pneumoniae to macrolide antibiotics. Biomed Res Int. 2014, 320801(2014).
  17. Ye, Y., Li, S., Li, Y., Ren, T., Liu, K. Mycoplasma pneumoniae 23S rRNA Gene Mutations and Mechanisms of Macrolide Resistance. Lab Med. 44 (1), 63-68 (2013).
  18. Xue, G., et al. Comparison of the molecular characteristics of Mycoplasma pneumoniae from children across different regions of China. PLoS One. 13 (8), e0198557(2018).
  19. Pereyre, S., et al. The increased incidence of Mycoplasma pneumoniae in France in 2011 was polyclonal, mainly involving M. pneumoniae type 1 strains. Clin Microbiol Infect. 19 (4), E212-E217 (2013).
  20. Dumke, R., von Baum, H., Lück, P. C., Jacobs, E. Occurrence of macrolide-resistant Mycoplasma pneumoniae strains in Germany. Clin Microbiol Infect. 16 (6), 613-616 (2010).
  21. Yamada, M., Buller, R., Bledsoe, S., Storch, G. A. Rising rates of macrolide-resistant Mycoplasma pneumoniae in the central United States. Pediatr Infect Dis J. 31 (4), 409-500 (2012).
  22. Uldum, S. A., et al. Epidemic of Mycoplasma pneumoniae infection in in Denmark, 2010 and 2011. Euro Surveill. 17 (5), 20073(2010).
  23. Eshaghi, A., et al. Macrolide-resistant Mycoplasma pneumoniae in humans, Ontario, Canada, 2010-2011. Emerg Infect Dis. 19 (9), 1525-1527 (2013).
  24. Loconsole, D., et al. First Description of Macrolide-Resistant Mycoplasma pneumoniae in Adults with Community-Acquired Pneumonia in Italy. Biomed Res Int. 2019, 7168949(2019).
  25. Pereyre, S., et al. The spread of Mycoplasma pneumoniae is polyclonal in both an endemic setting in France and in an epidemic setting in Israel. PLoS One. 7 (6), e38585(2012).
  26. Rivaya, B., et al. Macrolide resistance and molecular typing of Mycoplasma pneumoniae infections during a 4 year period in Spain. J Antimicrob Chemother. 75 (10), 2752-2759 (2020).
  27. Brown, R. J., Macfarlane-Smith, L., Phillips, S., Chalker, V. J. Detection of macrolide resistant Mycoplasma pneumoniae in England, September 2014 to September 2015. Euro Surveill. 20 (48), 30078(2015).
  28. Suzuki, Y., et al. Gene Mutations Associated with Macrolide-resistance and p1 Gene Typing of Mycoplasma pneumoniae Isolated in Yamagata, Japan, between 2004 and 2013. Kansenshogaku Zasshi. 89 (1), 16-22 (2015).
  29. Kawai, Y., et al. Nationwide surveillance of macrolide-resistant Mycoplasma pneumoniae infection in pediatric patients. Antimicrob Agents Chemother. 57 (8), 4046-4049 (2013).
  30. Yun, Y. E., et al. Analysis on Mycoplasma pneumonia 23SrRNA gene mutation site and drug resistance phenotype. Lab Med. 28 (1), 11-16 (2013).
  31. Morozumi, M., Takahashi, T., Ubukata, K. Macrolide-resistant Mycoplasma pneumoniae: characteristics of isolates and clinical aspects of community-acquired pneumonia. J Infect Chemother. 16 (2), 78-86 (2010).
  32. Waites, K. B., et al. Methods for Antimicrobial Susceptibility Testing for Human Mycoplasmas; Approved Guideline. , Wayne (PA): Clinical and Laboratory Standards Institute. https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK544375/ (2011).
  33. Waites, K. B., Xiao, L., Liu, Y., Balish, M. F., Atkinson, T. P. Mycoplasma pneumoniae from the Respiratory Tract and Beyond. Clin Microbiol Rev. 30 (3), 747-809 (2017).
  34. Diaz, M. H., Winchell, J. M. The Evolution of Advanced Molecular Diagnostics for the Detection and Characterization of Mycoplasma pneumoniae. Front Microbiol. 7, 232(2016).
  35. Dorigo-Zetsma, J. W., Dankert, J., Zaat, S. A. Genotyping of Mycoplasma pneumoniae clinical isolates reveals eight P1 subtypes within two genomic groups. J Clin Microbiol. 38 (3), 965-970 (2000).
  36. Guo, Y., et al. Research progress on drug resistance mechanism of Mycoplasma pneumoniae. Chinese J Nosocomial Infect. 26 (20), 4782-4784 (2016).
  37. Zhang, W., Wang, Y., Cai, L. J. Mutation analysis and clinical significance of multidrug resistance gene loci in children with Mycoplasma pneumoniae. Chinese J Cont Pediat. 26 (11), 1176-1181 (2024).
  38. Pereyre, S., Goret, J., Bébéar, C. Mycoplasma pneumoniae: Current Knowledge on Macrolide Resistance and Treatment. Front Microbiol. 7, 974(2016).

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