Im lebenden Organismus Konfokale Mikroskopie: Ein Standardverfahren zum Nachweis von Demodex-Milben am Lidrand

Zusammenfassung

Die konfokale In-vivo-Mikroskopie ist ein vielversprechendes bildgebendes Verfahren mit hoher Auflösung. Wir stellen das folgende Verfahren für Ärzte vor, um Demodex am Lidrand in vivo nachzuweisen.

Zusammenfassung

Ein Befall mit Demodex-Milben kann eine Entzündung des Augenlidrandes verursachen, und die Demodex-Blepharitis kann in klinischen Fällen zu einer Reihe von Augenerkrankungen führen. Zahlreiche Mediziner diagnostizieren einen Augenbefall durch Demodex-Milben durch Wimpernepilation und die Beobachtung der Wimpern unter Lichtmikroskopie in vitro. Das Vorhandensein von Milbenresten nach der Wimpernentfernung und die mit dem Eingriff verbundenen Schmerzen sind jedoch Einschränkungen der klinischen Standardversorgung.

Die konfokale In-vivo-Mikroskopie (IVCM) ist ein nicht-invasives bildgebendes Verfahren, das es Ärzten ermöglicht, Demodex-Milben am Lidrand ohne Epilation detailliert zu beobachten. Diese Technik ermöglicht eine schmerzfreie Analyse, die in <30 Minuten abgeschlossen werden kann. Trotz wachsender Aufmerksamkeit für diese Untersuchung ist sie für viele Augenärzte ohne umfangreiche Erfahrung möglicherweise unzugänglich. In dieser Arbeit wird eine Standardarbeitsanweisung für die Visualisierung von Demodex-Milben am Lidrand mit IVCM vorgestellt, um eine verstärkte Akzeptanz dieser Methode in der klinischen Arbeit zu fördern.

Einleitung

Die Blepharitis ist eine der am häufigsten anzutreffenden ophthalmologischen Diagnosen in der klinischen Praxis. Es gibt Hinweise auf einen signifikanten Zusammenhang zwischen dem Vorhandensein von Demodex-Milben und Blepharitis¹. Der Befall von Milben beinhaltet sowohl die direkten Schäden, die durch Demodex² verursacht werden, als auch Immunreaktionen, die durch seine Sekrete ausgelöst werden, die als Vektor für Bakterien fungieren und möglicherweise zur Entwicklung von Blepharitis³ beitragen können. Die Demodex-Blepharitis (DB) verursacht ein Spektrum unbefriedigender Ereignisse, einschließlich einer Schädigung der Hornhaut und der Augenoberfläche¹, die sich negativ auf die Lebensqualität des Patienten auswirken ^4,5.

Demodex ist eine parasitäre Milbe, die Haarfollikel und Talgdrüsen sowie deren Nähe besiedelt⁶. Der Nachweis von Demodex in oder um die Wimpernfollikel kann bei der Diagnose von DB⁷ helfen. Die klinische Diagnose der DB umfasst die Wimpernepilation und die Beobachtung von Demodex unter Lichtmikroskopie. Es ist jedoch bekannt, dass viele Milben, die sich tief im Follikel befinden, nach der Wimpernentfernung in der Öffnung verbleiben^{können 8,9,10}, was möglicherweise zu einer Unterschätzung der Milbenzahl führt. Die konfokale In-vivo-Mikroskopie (IVCM), ein nicht-invasives Bildgebungsinstrument in der Augenheilkunde, bietet einen alternativen Ansatz zur Visualisierung von Demodex in oder um die Wimpernfollikel in vivo¹¹. Diese Technik ermöglicht einen Einblick in die Mikrostrukturen der Augenoberfläche und der Augenlider mit histologischer Auflösung¹¹. Milben können anhand ihrer charakteristischen Morphologie und Beweglichkeit visuell identifiziert werden. Die IVCM kann jedoch für Augenärzte, denen es an umfassender Erfahrung mit dieser Bildgebungsmodalität mangelt, technische Herausforderungen mit sich bringen¹².

Um die Einführung von IVCM in klinischen Routineanwendungen, einschließlich der Differentialdiagnose und Nachsorge gesunder Augenlider sowie der DB, zu erleichtern, schlagen wir eine Standardarbeitsanweisung (SOP) für die Beobachtung von Demodex-Milben am Lidrand vor. Dieses Protokoll bietet Klinikern einen systematischen Ansatz für den Milbennachweis in vivo.

Protokoll

Dieses Protokoll konzentriert sich auf die SOP, die für die Beobachtung von Demodex am Augenlidrand mit IVCM verwendet wird (Abbildung 1). Diese Studie wurde vom Institutional Review Board (IRB) des Augenkrankenhauses der Medizinischen Universität Wenzhou genehmigt (IRB-Zulassung Nr. H2023-022-K-20), und auf das Erfordernis einer individuellen Einwilligung für diese retrospektive Analyse wurde aufgrund des retrospektiven Charakters verzichtet. Die hier beschriebenen Verfahren beziehen sich auf die Beschreibungen, die zuvor berichtet wurden 11,13,14,15,16.

Abbildung 1: Das Tomographen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

1. Bereiten Sie das Gerät und das Programm vor

1. Schalten Sie den Computer ein.
   1. Nachdem der Desktop angezeigt wird, schalten Sie den Wippschalter auf der Rückseite des Geräts von O auf I. Achten Sie auf das grüne Leuchten des Wippschalters, das anzeigt, dass das Gerät eingeschaltet ist, bevor Sie mit Untersuchungen beginnen.
      HINWEIS: Das Einschalten des Geräts vor dem Starten des Computers kann zu Verbindungsfehlern führen.
   2. Starten Sie die Software und stellen Sie die Programmeinstellungen vor der Untersuchung ein. Wählen Sie im Setup-Menü Optionen (Ergänzende Datei 1: Ergänzende Abbildung S1); Aktivieren Sie dann das Kontrollkästchen Bildnummern anzeigen , um die Bildnummer für jedes Bild anzuzeigen. Aktivieren Sie außerdem das Kontrollkästchen Informationen beim Beenden anzeigen , um ein unbeabsichtigtes Herunterfahren der Software zu verhindern.
      HINWEIS: Die Anzeige der Miniaturansichten als große Symbole erleichtert die direkte Betrachtung der Ergebnisse. Ändern Sie die Einstellungen nicht häufig.
2. Vorbereitungen vor der Prüfung
   1. Reinigen Sie das Objektiv mit Linsenreinigungstüchern. Desinfizieren Sie die Kopfstütze und den Kinnhalter mit alkoholgetränkten Wattebällchen, um Infektionen durch pathogene Keime zu vermeiden, die durch verschmutzte Geräteteile übertragen werden.
   2. Stellen Sie den Kinnhalter ein. Vergewissern Sie sich, dass die horizontale Position des Kinnhalters korrekt ist: Drücken Sie die beiden schwarzen Hebel zusammen, um den Kinnhalter nach vorne zu ziehen, bis er einrastet.
   3. Bewegen Sie die Kamera nach hinten. Drehen Sie die Einstellschraube, um sicherzustellen, dass sie sich vor der Untersuchung vom Patienten weg bewegt.
   4. Tragen Sie einen Tropfen (ca. 0,02 ml) Ophthalmisches Gel auf Carbomer-Basis als Kontaktgel auf die Vorderseite der Mikroskoplinse des Geräts auf.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das Kontaktgel frei von Luftblasen ist und nur eine kleine Menge verwendet wird. Zu viel Kontaktgel, das auf die Vorderseite der Mikroskoplinse des Geräts aufgetragen wird, kann in das Objektiv fließen und an den mechanischen Komponenten haften, was zu einer Beschädigung des Geräts führt.
   5. Nehmen Sie eine sterile Einwegkappe aus Polymethylmethacrylat (PMMA) aus der Schutzhülle und drücken Sie die Seiten der Kappe fest auf die Mikroskoplinse des Geräts, ohne die vordere Oberfläche der Kappe zu berühren (Abbildung 2).
      HINWEIS: Um die PMMA-Kappe richtig zu montieren, stellen Sie sicher, dass das Kontaktgel ohne Luftblasen mit der hinteren Oberfläche der Kappe in Kontakt kommt. Die Kappen werden in einem speziellen Behälter aufbewahrt, um eine Beschädigung der sterilen Verpackung zu vermeiden. Verwenden Sie keine Verschlüsse mit beschädigter Verpackung, da dies die Gefahr von Infektionen während der Untersuchung bergen kann.
   6. Tragen Sie einen einzelnen Tropfen Gel-Tränenersatz auf die Vorderseite der Kappe als Gelbrücke zwischen der Kappe und dem Augenlid auf (Abbildung 2).
      HINWEIS: Um Verwechslungen zwischen den Gelen zu vermeiden, verwenden wir für beide Anwendungen das gleiche ophthalmische Gel auf Carbomer-Basis: den Gel-Tränenersatz und das Gel, das als Mittel zwischen der Mikroskoplinse und der Kappe verwendet wird.
   7. Erstellen Sie eine neue Patientenakte oder wählen Sie eine vorhandene Patientenakte aus.

Abbildung 2: Die korrekte Anpassung der PMMA-Kappe und der Gelanwendung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

2. Bereiten Sie den Patienten vor

HINWEIS: Führen Sie diese Untersuchung nicht durch, wenn die Integrität der Hornhaut fragwürdig ist.

1. Um die Mitarbeit des Patienten zu erhalten und potenzielle Risiken zu minimieren, erklären Sie dem Patienten Folgendes:
   1. Versichern Sie dem Patienten, dass die Untersuchung mit dem Gerät sicher ist, auch wenn es das Augenlid berührt. Informieren Sie den Patienten, dass sein Auge durch einen Tropfen eines topischen Anästhetikums am Lidrand betäubt wird.
   2. Bitten Sie den Patienten zu Beginn der Untersuchung, das Kinn auf den Kinnhalter zu legen und die Stirn während des gesamten Untersuchungsvorgangs gegen die Stirnstütze zu lehnen, um die beste Bildqualität zu erzielen.
   3. Informieren Sie den Patienten, dass das Gerät in die Nähe des Augenlids bewegt wird, bis die PMMA-Kappe es berührt. Versichern Sie ihnen, dass sie keine Schmerzen verspüren werden, während das Gerät ihr Augenlid berührt, obwohl sie den Kontakt der PMMA-Kappe spüren werden. Bitten Sie sie, den Arzt sofort zu informieren, wenn sie während der Untersuchung Schmerzen verspüren.
   4. Informieren Sie den Patienten, dass er seinen Blick ruhig halten muss, während der Arzt Bilder des Augenlidrandes für die Beobachtung des Demodex aufnimmt. Bitten Sie den Patienten, dem Arzt mitzuteilen, ob er Müdigkeit verspürt. Sie dürfen sich eine Weile zurücklehnen und ausruhen, bevor die Prüfung fortgesetzt wird. Sie werden informiert, sobald die Prüfung abgeschlossen ist.
2. Befolgen Sie die Anweisungen auf der Verpackung des topischen Anästhetikums und/oder des Augengels, um Kontraindikationen zu vermeiden. Fragen Sie den Patienten, ob er Allergien hat, um zu bestätigen, dass die Allergien des Patienten keine Kontraindikationen für das topische Anästhetikum und/oder das Augengel sind.
   HINWEIS: Allergische Reaktionen auf das topische Anästhetikum und/oder das Augengel können als Folge von nicht identifizierten Allergien auftreten.
3. Tragen Sie einen Tropfen Proparacainhydrochlorid, ein topisches Anästhetikum, auf den Rand des zu untersuchenden Augenlids auf.
   HINWEIS: Wenn eine allergische Reaktion auftritt, sofort mit Kochsalzlösung spülen.

3. Führen Sie eine Untersuchung durch

1. Beobachte zuerst das rechte Auge. Bewegen Sie die Scankamera aus der Sicht des Bedieners nach links. OD wird automatisch im Abschnitt Einstellungen durch die Rechts-Links-Erkennung der Kamera ausgewählt.
2. Bewegen Sie die CCD-Kamera nach links. Drehen Sie das Objektiv der CCD-Kamera, um das Bild der CCD-Kamera (das Kontrollbild) senkrecht zur optischen Achse der Scanner-Laserkamera einzustellen.
3. Starten Sie eine neue Prüfung.
   1. Beobachten Sie das Dialogfeld Untersuchungsdaten und wählen Sie auf der Registerkarte Untersuchungsdaten in der Dropdown-Liste Gerät (Ergänzende Datei 1: Ergänzende Abbildung S2) die Option Heidelberg Retina Tomograph-Hornhaut aus, und beachten Sie das Dialogfeld Einstellungen des Hornhautmoduls, das angezeigt wird.
   2. Wählen Sie FOV 400 aus der Dropdown-Liste Field Lens aus und klicken Sie zur Bestätigung auf OK (Ergänzende Datei 1: Ergänzende Abbildung S3).
   3. Warten Sie, bis sich das Akquisitionsfenster öffnet. Das Live-Bild der Scan-Laser-Kamera und das Kontrollbild werden angezeigt. Wenn das Kontrollbild nicht angezeigt wird, vergewissern Sie sich, dass das CCD-Kamerakabel korrekt an die CCD-Kamera angeschlossen ist, und starten Sie das Aufnahmefenster neu.
4. Stellen Sie die Faktoren im Aufnahmefenster ein (Ergänzende Datei 1: Ergänzende Abbildung S4): Wählen Sie 1x aus der Dropdown-Liste CCD-Zoomfaktor aus, um die Größe des Kontrollbildes festzulegen. Aktivieren Sie die Kontrollkästchen Automatische Helligkeit und Automatisch , um die Helligkeit der Live- und Steuerungsbilder automatisch zu steuern. Wenn die automatische Helligkeitsregelung jedoch deaktiviert ist, können Sie mit dem Schieberegler die Helligkeit der Steuerung und der Live-Bilder steuern. Vergewissern Sie sich, dass der Scantyp "Abschnitt " ausgewählt wurde, sodass jedes Mal, wenn der Fußschalter gedrückt wird, ein einzelnes Bild erfasst und gespeichert wird.
5. Erfassen Sie ein Referenzbild.
   1. Deaktivieren Sie vor dem Starten einer Aufnahme die automatische Helligkeitssteuerung und bewegen Sie den Schieberegler nach links, um die Bildhelligkeit anzupassen. Stellen Sie die Fokusebene mit dem Einstellstift so ein, dass die anfängliche helle Reflexion im Livebild der Scan-Laserkamera angezeigt wird, nachdem sie dunkel geworden ist und die vordere Oberfläche der PMMA-Kappe anzeigt.
      HINWEIS: Das Mikroskop ermöglicht eine Fokuseinstellung von 10 μm.
   2. Klicken Sie im Abschnitt Fokusposition [μm] auf Zurücksetzen und warten Sie, bis der Wert für Fokusposition [μm] auf 0 sinkt. Das aktuelle Bild wird als Referenzbild gekennzeichnet. Deaktivieren Sie die automatische Rückstellung und aktivieren Sie das Kontrollkästchen Automatische Helligkeit. Die Helligkeit des Livebildes wird automatisch geregelt.
   3. Wenn anstelle der Werte im Abschnitt Fokusposition [μm] gestrichelte Linien angezeigt werden oder wenn sich die angezeigten Werte trotz Anpassungen der Fokusebene nicht ändern, stellen Sie sicher, dass das Kabel des Mikroskopobjektivs korrekt angeschlossen ist.
      HINWEIS: Die Fokusposition [μm] für die Pachymetrie zeigt die Position der Brennebene des aktuell angezeigten Bildes in Mikrometern an. Wird die Fokusebene nachträglich verschoben, wird die tatsächliche Position der Fokusebene in Bezug auf die Position des Referenzbildes berechnet.
6. Erhöhen oder senken Sie die Höhe der Untersuchungsliege für den Patienten. Legen Sie das Kinn des Patienten auf den Kinnhalter und die Stirn gegen die Stirnstütze (Abbildung 3A,B). Stellen Sie die Erhöhung der Kinnstütze über die dafür vorgesehene schwarze Einstellschraube des Geräts so ein, dass die oberen Augenlider des Patienten mit den roten Markierungen auf der Kopfstützensäule übereinstimmen.
7. Sagen Sie dem Patienten, dass er vor der festen Lichtquelle des Zeigers nach unten schauen und den Blick ruhig halten soll (Abbildung 3A,B).
   HINWEIS: Augenbewegungen während der Bildaufnahme können zu einer schlechten Bildqualität und einer Beschädigung der Augenoberfläche führen.
8. Verwende ein Wattestäbchen, um das obere Augenlid umzudrehen und die Wimpernwurzel und den Lidrand vollständig freizulegen. Positionieren Sie die Reflexion des Laserstrahls auf Höhe des oberen Augenlids des Patienten, indem Sie die Einstellschraube des Geräts drehen. Bewegen Sie die Scanning-Laserkamera langsam in Richtung des oberen Augenlidrandes des Patienten, bis sie die Mitte der PMMA-Kappe sanft vertikal berührt (Abbildung 3C). Wenn der Patient über Beschwerden berichtet, halten Sie inne und überprüfen Sie die Ausrichtung der PMMA-Kappe.
   HINWEIS: Üben Sie nicht zu viel Druck auf das Augenlid des Patienten aus. Der Kontakt zwischen der PMMA-Kappe und dem Augenlid des Patienten aufgrund einer unzureichenden Gelbrücke, Augen- und Kopfbewegung des Patienten und/oder einer zu starken Kamerabewegung des Bedieners kann die Augenoberfläche und das Augenlid verletzen.
9. Scannen Sie die Wimpernwurzel vorsichtig von der Schläfenseite zur nasalen Seite des Lidrandes mit winzigen horizontalen Bewegungen des Lidrandes, um die Beurteilung der Wimpern und ihrer Follikel zu ermöglichen. Scannen und erfassen Sie Bilder, indem Sie das Mikroskopobjektiv des Geräts im oder gegen den Uhrzeigersinn drehen, ändern Sie die Fokusebene allmählich, um den gesamten Follikel und die Wimpernwurzel zu beobachten, und notieren Sie sich die verschiedenen Tiefen, die im Livebild der Scan-Laserkamera angezeigt werden. Erfassen Sie Bilder, indem Sie sechs bis zehn Wimpernhaarfollikel pro Auge scannen, wobei die Probenahme auf die Schläfen-, Mittel- und Nasenregion des Augenlidrandes verteilt wird.
   HINWEIS: Wenn im Live-Bild der Scanning-Laserkamera ein kleiner Reflex angezeigt wird, der beim Ändern der Position der Fokusebene bestehen bleibt, kann dies auf das Vorhandensein von Luftblasen im Kontaktgel hinweisen. Um dieses Problem zu beheben, erneuern Sie das Kontaktgel.
10. Speichern Sie die Bilder manuell und nehmen Sie alle vermuteten Bilder von Demodex-Milben auf, indem Sie auf das Fußpedal drücken. Aktivieren Sie das Pedal-Audio-Feedback, um die erfolgreiche Bildaufnahme zu überprüfen. Wenn im Livebild der Scanning-Laserkamera keine Lidstrukturen dargestellt werden und nur stark reflektierende Grenzschichten sichtbar sind, kann dies darauf hindeuten, dass der Kontakt zwischen der PMMA-Kappe und dem Lidrand des Patienten unterbrochen ist. Um dieses Problem zu beheben, richten Sie die Kamera so lange aus, bis die PMMA-Kappe den Lidrand des Patienten richtig berührt.
11. Wenn das Live-Bild verschwommen oder verzerrt erscheint oder die Haarfollikelstruktur nicht anzeigt, können diese Probleme darauf hindeuten, dass der Patient den Kopf bewegt oder blinzelt. Erinnern Sie den Patienten daran, sich auf das Fixationslicht zu konzentrieren, um Bewegungen zu minimieren. Passen Sie nach Möglichkeit die Helligkeit, die Fokusebene und die Scanposition an, um die Bildqualität zu verbessern.
12. Wenn die Scanning-Laserkamera eingestellt werden muss oder der Patient Müdigkeit oder Schmerzen verspürt, bitten Sie den Patienten, sich zurückzulehnen, die Scanning-Laserkamera nach hinten zu bewegen und die Kamera neu einzustellen. Wenn der Patient während der Untersuchung weiterhin Beschwerden verspürt und nach der Ruhe keine Anzeichen einer Linderung der Symptome zeigt, brechen Sie den Eingriff ab und planen Sie ihn neu, um die Sicherheit des Patienten zu gewährleisten.
13. Wenn ein Patient mehrmals am Tag untersucht wird, speichern Sie alle Bilder auf derselben Untersuchungsregisterkarte im Bildbetrachtungsfenster.
14. Untersuchen Sie das linke Auge, bewegen Sie die Kamera aus der Sicht des Bedieners nach rechts und warten Sie, bis das Betriebssystem automatisch ausgewählt ist. Entfernen Sie die PMMA-Kappe vom Gerät, setzen Sie eine neue PMMA-Kappe auf die Mikroskoplinse des Geräts und wiederholen Sie die vorherigen Schritte.

Abbildung 3: Positionierung des Patienten. (A,B) Der Patient wird positioniert. (C) Die Kappe wird so eingestellt, dass sie das Augenlid berührt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

4. Nach der Untersuchung

1. Beenden Sie die Prüfung; Stellen Sie sicher, dass die Bilder der Wimpernfollikel gespeichert werden und dass die aufgenommenen Bilder im Bildbetrachtungsfenster angezeigt werden. Ist dies nicht der Fall, ist die Bildaufnahme möglicherweise fehlgeschlagen oder die Daten wurden nicht gespeichert. Schließen Sie zunächst mögliche Fehlfunktionen des Geräts aus, wie z. B. Probleme mit der Softwareverbindung oder Pedalausfälle. Erklären Sie dem Patienten nach der Fehlerbehebung die Situation und wiederholen Sie die Untersuchung.
2. Bitten Sie den Patienten, sich nach der Untersuchung nicht die Augen zu reiben, bis die Wirkung der Lokalanästhesie nachgelassen hat.
3. Entfernen Sie die PMMA-Kappe vom Gerät.
4. Reinigen Sie das Mikroskopobjektiv mit Linsenreinigungstüchern.
5. Wählen Sie Im Dialogfeld Optionen die Option Nach Aufnahmezeit sortieren (schnell) und beobachten Sie die aufgenommenen Bilder der Wimpernfollikel in der Reihenfolge von der Schläfenseite bis zur Nase (Ergänzende Datei 1: Ergänzende Abbildung S5) -- die Reihenfolge des Scannens der Wimpernwurzel entlang des Augenlidrandes. Überprüfen Sie alle Bilder, wählen Sie die Bilder mit hoher Qualität für die Analyse aus (Abbildung 4), und löschen Sie Bilder mit geringer Qualität. Lassen Sie einen Beobachter die Bilder auf das Vorhandensein von Milben untersuchen und notieren Sie die Anzahl der Wimpernfollikel mit Demodex-Milben insgesamt für jedes Auge.
   HINWEIS: Qualitativ hochwertige Bilder zeigen eine klare Milbenmorphologie, und der abgebildete Teil der Milbe sollte so groß wie möglich sein, idealerweise größer als 100 μm. Wenn keine qualitativ hochwertigen Bilder verfügbar sind, ist eine unabhängige Bewertung durch einen zweiten Beobachter erforderlich. Sind die Ergebnisse der beiden Beobachter widersprüchlich, muss ein dritter Beobachter entscheiden, um die Diskrepanz zu beseitigen und das Endergebnis für die Aufnahme in den Bericht festzulegen.
6. Erstellen Sie Berichte, indem Sie das hochwertige Bild von der temporalen Seite zur nasalen Seite in die Lightbox für den Bericht einfügen. Wählen Sie aus den Befundvorlagen und Milbenzählungsformaten (siehe Ergänzungsdatei 2) eine geeignete Befundvorlage zur Beschreibung der Ergebnisse auf Basis der Untersuchungsbefunde aus.

Abbildung 4: Demodex im Wimpernfollikel. (Bilder: 400 μm x 400 μm). (ein)Im Follikel sind drei Demodex-Milben zu beobachten (gelber Pfeil), und eine einzelne Wimper ist markiert (weißer Pfeil). (B) Fünf Demodex-Milben sind im Follikel zu beobachten (gelber Pfeil) und eine einzelne Wimper ist markiert (weißer Pfeil). Da Milben durch verschiedene Tiefen wandern können, kann die Bildgebung in einer einzigen Fokusebene fragmentierte Teile einzelner Milben erfassen, was zu einer unvollständigen morphologischen Darstellung führt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

5. Schalten Sie das Gerät jeden Tag nach Feierabend aus

1. Nachdem Sie alle Dialogfelder und Fenster geschlossen haben, schließen Sie die Software.
2. Schalten Sie den Computer aus.
3. Schalten Sie das Gerät aus, indem Sie den Wippschalter auf der Rückseite des Geräts von I auf O umschalten. Für eine optimale Systemleistung und Datensicherheit fahren Sie zuerst die Software herunter und schalten Sie dann das Gerät aus.
   HINWEIS: Das Gerät sollte nicht zu lange ununterbrochen eingeschaltet bleiben, insbesondere nicht länger als einen ganzen Tag.
4. Warten Sie regelmäßig die an das Gerät angeschlossene unterbrechungsfreie Stromversorgung (USV) und stellen Sie deren ordnungsgemäßen Betrieb sicher, um Datenverluste oder Fehlfunktionen des Geräts durch plötzliche Stromausfälle zu vermeiden.
5. Führen Sie regelmäßige Backups durch, z. B. durch die Verwendung von NAS-Speicher (Network-Attached Storage).

Ergebnisse

In Anlehnung an die oben beschriebene SOP untersuchten wir im Jahr 2024 Patienten mit Verdacht auf einen Demodex-Befall . Darüber hinaus haben wir die Daten aus dem Jahr 2023 verglichen, als diese SOP noch nicht angewendet wurde. Wie in Abbildung 5 gezeigt, ist die Zahl der Patienten, die sich im Jahr 2024 der IVCM zum Demodex-Nachweis unterzogen haben, deutlich höher als im Vorjahr. Diese SOP ermöglicht die Untersuchung von Patienten unterschiedlichen Alters, von 4 Jahren ...

Diskussion

Der Ektoparasit Demodex ist einer der häufigsten Parasiten beim Menschen. Diese Milben leben in den Wimpernfollikeln, den Meibom-Drüsen (MGs) und den Talgdrüsen und sind transparent, länglich und messen eine Länge von 0,15 bis 0,4 mm¹⁷. Die mit dem Gerät durchgeführte IVCM liefert Echtzeitbilder von 400 μm x 400 μm mit einer lateralen Auflösung von 1 μm/Pixel und einer Vergrößerung von 800x. Durch IVCM können detaillierte Bilder von Demodex in de...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
Ophthalmisches Gel auf Carbomer-Basis, Vidisic	Bausch and Lomb, Berlin, Deutschland	8187195
Heidelberg Eye Explorer Software	Heidelberg Engineering GmbH, Heidelberg, Deutschland	Version 1.3.3.0
Heidelberg Netzhauttomograph III	Heidelberg Engineering GmbH, Heidelberg, Deutschland	Nr. HRT3-08398
Proparacainhydrochlorid	Alcon Laboratories, Fort Worth, TX, USA	8387271
TomoCap	Heidelberg Engineering GmbH, Heidelberg, Deutschland	18829	PMMA-Kappe