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Methodenartikel

Ein mikroskopischer 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid-Test für eine genaue und zuverlässige Analyse der Myokardinverletzung

845 Ansichten

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DOI:

10.3791/68596

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28. November 2025

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Molecular Cardiology, Medical Faculty and University Hospital Düsseldorf, Heinrich Heine University of Düsseldorf, 2Department of Anesthesiology and Perioperative Medicine, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 3Shanghai Key Laboratory of Anesthesiology and Brain Functional Modulation, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 4Clinical Research Center for Anesthesiology and Perioperative Medicine, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University, 5Translational Research Institute of Brain and Brain-Like Intelligence, Shanghai Fourth People's Hospital, School of Medicine, Tongji University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Der aktuelle 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)-Test führt ein verfeinertes TTC-Färbungsprotokoll ein, das die Analyse der Myokardinschäden mit mikroskopischer Auflösung ermöglicht und hochwertige Bilder erzeugt, die eine genaue und zuverlässige Bewertung der Infarktgröße und der Lebensfähigkeit der Kardiomyozyten auf zellulärer Ebene ermöglichen.

Zusammenfassung

In diesem Protokoll präsentieren wir eine verfeinerte 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)-basierte Methode zur genauen und zuverlässigen Analyse des Myokardinfarkts (MI) bei zellulärer Auflösung. Dieses Protokoll beinhaltet ein zweistufiges TTC-Färbungsverfahren an infarktierten Herzen 24 Hpost-MI: Perfusion, bei der eine 1%-TTC-Lösung retrograd durch die koronare Gefäße über eine Aortenkanüle perfundiert wird, und Immersion, bei der das Herz anschließend über Nacht in TTC-Lösung bei 4 °C inkubiert wird. Nach der Färbung wird das Herz in eine OCT-Verbindung eingebettet und transversal in 50 μm dicke Scheiben im Abstand von 100 μm kryosektioniert. Nach einem 24-stündigen Fixationsprozess mit Zambonis Fixativ wird unter mikroskopischer Untersuchung eine scharfe und deutliche Grenze zwischen lebensfähigem Myokard (tiefrot) und nekrotischem Gewebe (gelb) erkennbar. Bemerkenswert ist, dass dieser mikroskopische TTC-Test eine MI-Detektion nicht nur in der akuten Phase (24 Stunden nach dem MI) ermöglicht, sondern auch über ein erweitertes Zeitfenster über 7 Tage hinaus. Da der mikroskopische TTC-Test mehrschichtige Bilder erzeugt (80 Schnitte pro Herz), entwickelten wir einen robusten, farbbasierten semi-automatisierten Algorithmus, der eine schnelle und effiziente Analyse großer Bilddatensätze ermöglicht und die globale Infarktgröße innerhalb von Minuten quantifiziert. Mit diesen Verbesserungen verfeinert der aktuelle Ansatz den TTC-Färbungsprozess erheblich und bietet ein breit anwendbares und wertvolles Werkzeug für Labore, die kardiale ischämische Verletzungen untersuchen.

Einleitung

In den letzten zwei Jahrzehnten wurde die Kardioprotektion weiterhin als Schlüsselstrategie zur Erhaltung von Kardiomyozyten nach schweren ischämischen Herzverletzungen verfolgt1. Sowohl in experimentellen als auch klinischen Kontexten ist das endgültige Ausmaß der Myokardialverletzung eine entscheidende Kennzahl zur Bewertung der Effizienz kardioprotektischer Maßnahmen2. Daher ist eine zuverlässige und genaue Einschätzung der Infarktgröße äußerst wünschenswert und grundlegend wichtig.

In Nagetiermodellen basierte das Standardprotokoll zur Beurteilung der postmortalen Infarktusgröße hauptsächlich auf der Aktivität der mitochondrialen Dehydrogenase, die enzymatisch die farblose Verbindung 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) in lebensfähigen Zellen in ein rotes Niederschlag umwandelt, während sie im nekrotischenGewebe 3 hellgrau bleibt. Obwohl die auf TTC basierende Färbung einfach und kosteneffektiv ist, bringt sie mehrere methodische Herausforderungen und intrinsische Einschränkungen mit sich. Dazu gehören Herzschnitte, die in TTC-Lösung kontraktiert werden, was das Gewebe stark verformt und verhindert, dass die Schnitte flach liegen und planimetrisch liegen; ungleichmäßige Schnittdicke während der Probenverarbeitung; und eine schlechte Bildqualität, die die genaue Abgrenzung der Infarkt-Grenze erschwert. In den letzten Jahren wurden mehrere technische Modifikationen in den Probenvorbereitungsprozess eingeführt, wie die Verwendung von Acrylherzmatrizen4 oder das Halbeinfrieren des Herzens, um das Schneiden3 zu erleichtern. Obwohl diese Modifikationen die Praktikabilität des Gewebeschnitts erheblich verbesserten, setzt der konventionelle Ansatz weiterhin auf Grobbildgebung dicker Herzschnitte, was oft eine variable und suboptimale Bildqualitätliefert, mit unzureichendem Farbkontrast, der der Infarktmessung6 eine erhebliche Subjektivität verleihen kann. Darüber hinaus erfordert die konventionelle Methode den Einsatz von Ganzherzgewebe, was multifunktionale Analysen an denselben Gewebeproben verhindert, wie zum Beispiel die Immunco-Färbung regulatorischer Proteine zur Identifizierung wichtiger Signalkaskaden, die am Überleben des Herzens beteiligt sind. Daher sind oft beträchtliche Tierzahlen erforderlich, um verschiedene Forschungsfragen angemessen zu beantworten.

Um diese Einschränkungen zu überwinden,entwickelten wir ein Protokoll, das für die mikroskopische Bildgebung der TTC-Färbung geeignet ist. Diese Methode kombiniert "Perfusion + Immersion"-Färbungsschritte mit der Kryosektion des Herzgewebes in dünne Scheiben, die für die Bildgebung mit einem Lichtmikroskop optimiert sind. Obwohl diese Methodekürzlich 7 gemeldet wurde, glauben wir, dass detaillierte experimentelle Verfahren ihre Praktikabilität und Zugänglichkeit erhöhen. Außerdem haben wir, da die mikroskopische TTC-Methode hochauflösende Bilder aus mehreren Herzschnittsschichten erzeugt, einen robusten, farbbasierten halbautomatischen Algorithmus entwickelt, um die zeitaufwändige Analyse großer Bilddatensätze zu adressieren. Die derzeitige Methode ermöglicht eine schnelle Erkennung von Infarktregionen und die Quantifizierung der globalen Infarktgröße innerhalb von Minuten.

Insgesamt dient das hier vorgestellte Protokoll als wertvolles Werkzeug, das es Forschern ermöglicht, diese Methode effizient und mit Leichtigkeit und Genauigkeit umzusetzen.

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Protokoll

Alle Experimente wurden von der LANUV Nordrhein-Westfalen, Deutschland, genehmigt und gemäß den ARRIVE-Richtlinien sowie dem NIH-Leitfaden für die Pflege und Nutzung von Labortieren durchgeführt. Alle notwendigen Geräte und Chemikalien sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Aufbau eines Langendorff-Retroperfusionssystems

HINWEIS: Das System besteht aus einem zweifachen, dreifachen Absperrhahn, der mit einer Aortenkanüle aus einer 20-Gauge-stumpfen Nadel verbunden ist, sowie zwei Infusionsports, einer für die Waschlösung (phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS) Port) und der andere für die TTC-Infusion (TTC-Port). Durch Wechsel der Richtung des Dreifach-Stopphahns kann das Perfusat austauschbar an das Herz geliefert werden.

  1. Befestigen Sie das Gerät horizontal auf einer 150-mm-Petrischale mit einem Stück Klebeband, um unerwünschte Bewegungen bei späteren Schritten zu verhindern.
  2. Stellen Sie die Kanülenspitze so ein, dass sie 1 mm über dem Boden liegt und sie mit der Höhe der Aortenwurzel ausrichtet, wenn das Herz flach liegt.
  3. Das System mit eiskalten PBS vorfüllen und eine 10-ml-Spritze über den PBS-Port verwenden.
  4. Frische Färbungslösung zubereiten (1 % TTC in PBS gelöst); für jedes Herz ist ein Mindestvolumen von 6 ml erforderlich.
    VORSICHT: Kinderheilung gilt allgemein als gefährlich und erfordert vorsichtige Handhabung, da sie leichte Hautreizungen, starke Augenreizungen verursachen und beim Einatmen schädlich ist. Entsorgen Sie Abfälle und Rückstände gemäß den Anforderungen der örtlichen Behörden.
  5. Benutze eine 3-ml-Spritze, um den TTC-Port mit der Färbelösung vorzufüllen.
  6. Stellen Sie sicher, dass keine unbeabsichtigten Luftblasen im System vorhanden sind, da diese potenzielle Luftembolien verursachen könnten, die die anschließende Verfärbung beeinträchtigen würden. In den meisten Fällen sind Luftblasen im System sichtbar; wenn vorhanden, entfernen Sie sie, indem Sie PBS herausziehen und nachfüllen, während Sie sanft auf den dreifachen Stopphahn in der aufrechten Kanülposition tippen.
  7. Forme einen lockeren, halbquadratischen Knoten mit einer 6-0-Seidennaht und lege ihn am distalen Ende der Kanüle an, um später die Aortenwurzel zu fixieren.

2. Herzprobevorbereitung

HINWEIS: C57BL/6J-Mäuse (20–25 g) wurden in dieser Studie verwendet. Der experimentelle Myokardinfarkt (MI) wurde durch chirurgisches Ligieren der linken vorderen absteigenden Arteria (LAD) für 30–60 Minuten ausgelöst, wie unten beschrieben. Die Induktionsmethodik für den MI wurde bereits8 Male berichtet und ist in diesem Manuskript nicht detailliert beschrieben. Sofern nicht anders angegeben, wurden Herzproben 24 Stunden nach dem MI entnommen.

  1. Nehmen Sie die MI-Maus aus dem Käfig und lassen Sie sie durch zervikale Verrenkung unter tiefer Isoflurananästhesie (3 %, v/v) einschläfern.
    HINWEIS: Alle Verfahren zur Euthanasie müssen ordnungsgemäß dokumentiert und gemeldet werden, einschließlich Grund für die Euthanasie und der verwendeten Methode, gemäß den örtlichen Vorschriften.
  2. Bringen Sie das eingeschläferte Tier auf den Operationstisch und sichern Sie alle vier Enden mit Klebeband.
  3. Entfernen Sie das Fell vom mittleren Bauchbereich bis zur mittleren Vorderpfote mit einer Mikro-Dissektionszange und Schere.
  4. Machen Sie einen 2 cm langen Querschnitt in die Bauchmuskelwand, direkt unterhalb des Zwerchfells, um eine weitere Thorakotomie zu ermöglichen.
  5. Breite das Zwerchfell mit einer feinen Schere, um das Herz freizulegen, und mache dann beidseitige Schnitte durch Haut, Muskeln und Rippen, um die Brusthöhle zu öffnen.
  6. Schneiden Sie das Zwerchfell beidseitig zurück und legen Sie das Herz vollständig frei, indem Sie das Brustbein anheben.
  7. Gießen Sie sofort 20 ml eiskaltes PBS auf die Herzoberfläche, um den Herzschlag zu stoppen.
  8. Entfernen Sie das Herz zusammen mit dem umliegenden Gewebe (Lunge und Speiseröhre) und übertragen Sie die Gewebemasse für etwa 1 Minute in einen 50-ml-Becher mit eiskaltem PBS, damit der Herzschlag nachlässt.
  9. Übertragen Sie das Herz auf eine 150 mm große Petrischale und schneiden Sie die Aortenwurzel unter einem Fernglas mit feiner Pinzette und Schere frei von Bindegewebe.
  10. Entfernen Sie vorsichtig die Thymus und legen Sie die aufsteigende Aorta frei.
  11. Schneiden Sie die Aortenwurzel durch Zerschneiden des Bindegewebes.
  12. Heben Sie den Aortenstumpf mit einer feinen Pinzette auf und befestigen Sie ihn über die Kanüle, die bereits mit einem mit PBS und TTC-Färbemittel vorgefüllten Perfusionsgerät verbunden ist. Verwenden Sie eine feine Pinzette, um die Wand der Aortenwurzel beim Einsetzen zu stabilisieren.
  13. Sichern Sie die Aorta mit dem vorgefertigten lockeren Knoten an der Kanüle. Untersuchen Sie die Kanüle und das Herz sorgfältig, während sie mit PBS nachperfundiert werden. Die Füllung des Herzens kann visuell durch das Wölben des Herzkammers bestätigt werden, wenn das Volumen des PBS, das in das Herz eintritt, steigt.
  14. Lassen Sie das außerherzige Gewebe (Lunge und Speiseröhre) in situ, um das Herz in einer natürlichen und geeigneten Position zu stützen.

3. Versuchen, sich zu begeben, zu färben

  1. Bedecken Sie das Herz mit feuchtem Seidenpapier, sobald die Kanüle gesichert ist.
  2. Beginnen Sie, das Herz mit einer vorgefertigten 10-ml-Spritze zu spülen, die mit eiskalten PBS gefüllt ist, mit einer Geschwindigkeit von 2-3 mL/min für 3 Minuten, bis das Herz-Eluat verschwunden ist. Dies stellt sicher, dass nur eine minimale Menge Blut im Herzen und im Herzen verbleibt. Während dieses Schrittes sollten Sie einen übermäßigen Druck während der Perfusion vermeiden, da dies zu einem Riss des infarktierten Ventrikels führen kann.
  3. Untersuchen Sie das Herz unter einem Fernglasmikroskop, um sicherzustellen, dass an der Aortenwurzel kein Leck vorliegt und es sich unter Perfusionsdruck richtig aufbläht.
  4. Drehen Sie den Drei-Wege-Absperrhahn zur TTC-Lösung und lassen Sie langsam 1 ml Färbelösung über 30 Sekunden durch den TTC-Port einfließen.
  5. Gib 5 Minuten später 1 ml TTC-Lösung erneut ein und wiederhole diesen Schritt nach weiteren 5 Minuten (10 Minuten nach der ersten TTC-Infusion). Für eine dreifache Infusion über 15 Minuten sind insgesamt 3 ml TTC-Lösung erforderlich.
  6. Inspizieren Sie die Herzoberfläche unter einem Fernglasmikroskop. An diesem Punkt sollte eine klare Unterscheidung zwischen dem lebensfähigen Myokard (tiefrot) und dem nekrotischen Gewebe (hellgrau) bereits sichtbar sein.
  7. Entfernen Sie alle nicht-kardialen Gewebe mit einer feinen Schere und übertragen Sie das gefärbte Herz in ein 15-mL konisches Rohr mit 3 mL TTC-Lösung.
  8. Stellen Sie das konische Rohr über Nacht bei 4 °C auf, um eine zweite Färbung durch Eintauchen durchzuführen.

4. Gewebeblockvorbereitung

  1. Nehmen Sie das Herz aus dem konischen Rohr und trocknen Sie es vorsichtig mit Seidenpapier. An diesem Punkt wird die Färbung im lebensfähigen Myokard ausgeprägter, und das nicht perfundierte Myokard (epikardiale und möglicherweise endokardiale Regionen) zeigt ebenfalls leicht rote Färbungen.
  2. Füllen Sie eine stumpfe, gebogene 20-Gauge-Kanüle mit einer optimalen Schneidetemperatur (OCT)-Paste mit einer 1-mL-Spritze.
  3. Entfernen Sie die Trikuspidalklappe mit einer feinen Schere und führen Sie die Kanüle in den rechten Ventrikel ein.
  4. Füllen Sie die Höhlung mit OCT-Verbindung (ca. 50–80 μL) und stoppen Sie die Infusion, wenn Rückfluss festgestellt wird.
  5. Die Mitralklappe werden freigelegt und die Kanüle durch den linken Vorhof und die Mitralklappe in den linken Ventrikel eingeführt.
  6. Lassen Sie die Kavität vorsichtig mit einer OCT-Verbindung (ca. 80 μL) infundieren und stoppen Sie die Infusion, sobald ein Abfluss aus der Aorta festgestellt wird.
  7. Bereiten Sie eine kleine zylindrische Kapsel (1 cm Durchmesser) aus Alufolie vor und füllen Sie sie mit 300 μL OCT-Verbindung.
  8. Setzen Sie das Herz vorsichtig in die Kapsel in eine Apex-Down-Position und stellen Sie es in eine vertikale Ausrichtung. Von oben nach unten sollte die Spitze nicht übermäßig zu einer Seite hervorstehen.
  9. Tauchen Sie die Kapsel in eine 2-Methylbutan-Lösung ein, die auf -30 °C bis -40 °C vorgekühlt ist.
  10. Lassen Sie die Probe 5–10 Minuten in der Lösung verbleiben, damit sie fest wird, bevor Sie einen Gewebeblock bilden.
  11. Beschriften Sie den Gewebeblock und lagern Sie ihn bei -80 °C für eine weitere histologische Analyse.

5. Kryosektionierung und Fixierung

  1. Montiere den Gewebeblock mit OCT-Verbindungsstoff auf einen Kryostat-Chuck.
  2. Setzen Sie das Chuck in den Kryostat und stellen Sie die Temperatur auf etwa -24 °C ein.
  3. Schneiden Sie den Gewebeblock, bis die Spitze sichtbar ist.
  4. Stellen Sie die Schnittdicke auf 50 μm ein und sammeln Sie jeden zweiten Schnitt, was zu 100-μm-Intervallen zwischen den Schnitten führt.
    HINWEIS: Vermeiden Sie Gewebefaltungen während der Kryosektion. Dies wird weitgehend minimiert, indem die leeren Ventrikelhöhlen mit OCT-Substanz gefüllt werden (siehe Schritte 4.4-4.6).
  5. Richten Sie die Scheiben nacheinander auf Glasmikroskop-Objektträgern aus und platzieren Sie acht Stücke pro Objektträger. Insgesamt werden 80 Schnitte, also 10 Objektträger, pro Herz erwartet.
  6. Trockne die Objektträger mit einem Föhn auf der niedrigsten Stufe und Raumtemperatur-Luftzirkulation (keine Heizung erforderlich) für etwa 10 Minuten.
  7. Untertauchen Sie die Objektträger in eine Färbekammer, die mit Zamboni-Lösung gefüllt ist (ein Fixativ mit 2 % Paraformaldehyd und 0,4 % Pitricsäure mit 2 % Paraformaldehyd und 0,4 % Pitricsäure mit Alkohol).
    VORSICHT: Das Zamboni-Fixativ kann eine allergische Hautreaktion auslösen und wird vermutet, genetische Defekte und Karzinogenese zu verursachen. Entsorgen Sie Abfälle und Rückstände gemäß den Vorschriften der örtlichen Behörden.
  8. Fixieren Sie das Herzgewebe über Nacht auf 4 °C. Diese langfristige Fixierung sorgt dafür, dass die Oberfläche des Herzgewebes frei von Luftblasen bleibt, die während des Fixationsprozesses entstehen.
  9. Nach der Fixierung nehmen Sie die Objektträger aus dem Fixativ und spülen Sie sie dreimal mit PBS ab.
  10. Montiere die Schlitten mit Montagemedium und bedecke die Abschnitte mit Deckschichten. Nach diesem Schritt sind die Herz-Slides bereit für die Bildaufnahme.
  11. Bewahren Sie die Proben in einer Objektträgerbox bei Raumtemperatur auf.
    HINWEIS: Da Formazan-Niederschläge wasserunlöslich sind, kann die Färbung jahrelang erhalten bleiben, ohne dass die Intensität verloren geht.

6. Bildgebung und Verarbeitung

  1. Richte ein Lichtmikroskop mit einem 1,25-fachen Objektiv ein und führe die CellSens-Software zur Bildgebung aus.
  2. Positioniere den Herzabschnitt im Zentrum des Sichtfelds.
  3. Passen Sie die Belichtungszeit, den Fokus und den Weißabgleich der Kamera nach Bedarf an.
  4. Nehmen Sie Bilder von jedem Abschnitt auf und speichern Sie alle Bilder aus demselben Herzen in einem eigenen Ordner.
  5. Kopieren Sie das R-Skript (Supplementary File 1) auf die RStudio-Plattform und führen Sie einen R-basierten automatisierten Algorithmus aus, um MI zu bewerten. Der Algorithmus berechnet die planimetrischen Infarktgrößen für jede Scheibe und berechnet das gesamte Infarktvolumen für das gesamte Herz.
  6. Exportiere den Datensatz in eine Excel-Datei und analysiere die Daten bei Bedarf.
  7. Importiere alle Bilder jedes Herzens in die ImageJ-Plattform für die spätere 3D-Rekonstruktion.
  8. Stapeln Sie alle Bilder in einer kohärenten, sequentiellen Reihenfolge mithilfe des Pop-up-Menüs der ImageJ-Plattform.
  9. Erstellen Sie eine 3D-Konstruktion mit der Surface Plot-Funktion.
  10. Öffne das Volumen-Viewer-Fenster und passe alle Parameter für die 3D-Projektion an.
    HINWEIS: Die Methodik für Immunhistochemie9 und Videos zur konventionellen TTC-Färbung 4,5 wurden bereits berichtet und sind in diesem Manuskript nicht enthalten.

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Ergebnisse

Die wichtigsten Schritte zur Durchführung der mikroskopischen TTC-Färbung sind in Abbildung 1 dargestellt. Nach zwei Runden TTC-Färbung wurde auf der Herzoberfläche ein deutlich gestanztes Muster sichtbar. Das serielle Schneiden des gesamten Herzens im Abstand von 100 μm ergab etwa 80 Gewebeschnitte, wobei sich die Ligationsstelle um die 60. Scheibe befindet. In jedem Abschnitt war die tiefrote Färbung lebensfähige...

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Diskussion

Myokardinfarkt (MI), verursacht durch eine verlängerte Myokardischämie, bleibt ein großes globales Gesundheitsproblem, da ischämische Verletzungen oft die für eine effektive Durchblutung notwendige Herzkontraktile Funktion beeinträchtigen. In den letzten Jahrzehnten wurden bedeutende Anstrengungen darauf verwendet, Interventionen oder Verbindungen zu identifizieren, die die Herzresistenz gegen ischämischen Stress1 verbessern. Obwohl alternative Surrogatendpunkte w...

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Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Danksagungen

Diese Studie wurde von FoKo 23/2013 und vom Herz-Kreislauf-Forschungsinstitut Düsseldorf (CARID) finanziert.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1,25x ZielOlympusPlanApo 1.25X/0.04Bildgebung
10-mL-SpritzenB.Braum4617100VRetro-Perfusion
2,3,5-TriphenyltetrazoliumchloridMilipore1.08380.0100Chemikalien
20-G-KanüleBD305895Retro-Perfusion
3  mL-SpritzenB.Braum4617022VRetro-Perfusion
3-Wege-AbsperrhahnB.Braum16494CRetro-Perfusion
Aquamount BDH362262HZyrosektion
GleichgewichtOhausN/AChemikalien abwägen
Fernglas-MikkroskopLeicaMZ6Kanulation
C57BL/6JJanvierN/ATiere
KameraOlympusUC30Bildgebung
DeckblätterEprediaBB02400500A113MN20Zyrosektion
KryostatLeicaM850Zyrosektion
Doppelt destilliertes WasserMIliporeN/ALösende Chemikalien
Feine SezierschereAESCULAPBC702RChirurgische Instrumente
Feine mikrodissektionierende Zange  AESCULAPFM001RChirurgische Instrumente
Glasmikroskop-ObjektträgerEngelbrecht11102Zyrosektion
ImageJNIH1,54gBildverarbeitung
IsofluranePiramal14150097146754Chemikalien
IsopropanolRoth  0733.1Chemikalien
LichtmikroskopOlympusBX61Bildgebung
Mikro-dissektionierende Zange  F.S.T11152-10Chirurgische Instrumente
OCT-VerbindungSakura4583Chemikalien
PetrischaleTherno Scientific172931Retro-Perfusion
Phosphatgepufferte KochsalzlösungRoth9143.1Chemikalien
RstudioPosit Software2024.09.0Bildverarbeitung
SeidennahtF.S.T18020-60Retro-Perfusion
SoftwareOlympusCellSens V3.2Bildgebung
Edelstahl-SezierscherenAESCULAPBC257RChirurgische Instrumente
Zamboni-LösungMorphisto12773.0050Chemikalien

Referenzen

  1. Bolli, R., Becker, L., Gross, G., Mentzer, R., Balshaw, D., et al. Myocardial protection at a crossroads: the need for translation into clinical therapy. Circ Res. 95 (2), 125-134 (2004).
  2. Murphy, E., Steenbergen, C. Mechanisms underlying acute protection from cardiac ischemia-reperfusion injury. Physiol Rev. 88 (2), 581-609 (2008).
  3. Bohl, S., Medway, D. J., Schulz-Menger, J., Schneider, J. E., Neubauer, S., et al. Refined approach for quantification of in vivo ischemia-reperfusion injury in the mouse heart. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 297 (6), H2054-H2058 (2009).
  4. Liepinsh, E., Kuka, J., Zvejniece, L., Vilskersts, R., Dambrova, M. Rodent heart and brain tissue preparation for digital macro photography after ischemia-reperfusion. J Vis Exp. (180), e62942(2022).
  5. Kim, S. -C., Boehm, O., Meyer, R., Hoeft, A., Knüfermann, P., et al. A murine closed-chest model of myocardial ischemia and reperfusion. J Vis Exp. (65), e3896(2012).
  6. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 314 (4), H812-H838 (2018).
  7. Ding, Z., et al. A refined TTC assay precisely detects cardiac injury and cellular viability in the infarcted mouse heart. Sci Rep. 14 (1), 25214(2024).
  8. Zhu, H., et al. IL-6 coaxes cellular dedifferentiation as a pro-regenerative intermediate that contributes to pericardial ADSC-induced cardiac repair. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 44(2022).
  9. Zhu, H., et al. Sfrp1 as a pivotal paracrine factor in the trained pericardial stem cells that foster reparative activity. Stem Cells Transl Med. 13 (2), 137-150 (2023).
  10. Yellon, D. M., Hausenloy, D. J. Myocardial reperfusion injury. N Engl J Med. 357, 1121-1135 (2007).
  11. Li, C., Chen, M., Zhang, D., Xu, T., Wang, Z. Cardiac injury induced by obstructive jaundice: a comprehensive review. Perioper Precis Med. 28 (1), 28-38 (2025).
  12. Chang, X., et al. ß-tubulin contributes to Tongyang Huoxue decoction-induced protection against hypoxia/reoxygenation-induced injury of sinoatrial node cells through SIRT1-mediated regulation of mitochondrial quality surveillance. Phytomedicine. 108, 154502(2023).
  13. Li, Z., Hu, B., Zou, X. Research advances in understanding the role and mechanism of pyroptosis in myocardial ischemia-reperfusion injury. Perioper Precis Med. 2 (2), 52-63 (2024).
  14. Ouyang, W., et al. An immunostaining-based approach for assessing myocardial viability in the infarcted mouse hearts. Front Cardiovasc Med. 12, 1598314(2025).
  15. Benedek, A., et al. Use of TTC staining for the evaluation of tissue injury in the early phases of reperfusion after focal cerebral ischemia in rats. Brain Res. 1116 (1), 159-165 (2006).
  16. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for in vivo mouse models of myocardial infarction. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 321 (6), H1056-H1073 (2021).
  17. Lujan, H. L., Janbaih, H., Feng, H. -Z., Jin, J. -P., DiCarlo, S. E. Myocardial ischemia, reperfusion, and infarction in chronically instrumented, intact, conscious, and unrestrained mice. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 302 (12), R1384-R1400 (2012).
  18. Redfors, B., Shao, Y., Omerovic, E. Myocardial infarct size and area at risk assessment in mice. Exp Clin Cardiol. 17 (4), 268-272 (2012).

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Nachdrucke und Genehmigungen

Schlagwörter

TTC F rbungMyokardinfarktKryosektionierungmikroskopische BildgebungHerzisch mieQuantifizierung der Infarktgr ekoronare Perfusion3D RekonstruktionAnalyse von Herzgewebe
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