Methodenartikel

Translational relevantes Tumorresektionsmodell für murine präklinische Modelle des oralen Plattenepithelkarzinoms

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DOI:

10.3791/68621

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3. April 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Katz Department of Oral and Maxillofacial Surgery, The University of Texas Health Science Center at Houston, School of Dentistry, 2Department of Head and Neck Surgery, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 3Department of Bioengineering, Rice University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Eine einzigartige Methode zur chirurgischen Entfernung von oralen Plattenepithelkarzinomtumoren, die in der Mundhöhle etabliert wurden, wird hier gezeigt.

Zusammenfassung

Derzeit ist die Erstlinienbehandlung für die häufigste Form des Kopf-Hals-Plattenepithelkarzinoms (HNSCC), das Mundhöhlen-Plattenepithelkarzinom (OSCC), eine chirurgische Resektion, gefolgt von risikoangepassten Behandlungen wie Chemoradiotherapie. Mit dem aktuellen Versorgungsstandard und sogar dem Aufkommen neuer Behandlungen wie der Checkpoint-Blockade bleibt die Gesamtüberlebensrate bei fortgeschrittenen, wiederkehrenden Erkrankungen hoch, und die Prävalenz von Kopf- und Halskrebs wird in den kommenden Jahren voraussichtlich weiter steigen. Daher ist eine tiefere Untersuchung aktueller Standardbehandlungsmethoden zusätzlich zu neuartigen Therapien notwendig, um potenzielle und vielversprechende Behandlungsoptionen auf Patienten mit HNSCC zu übertragen. Präklinische Modelle werden verwendet, um die Sicherheit und Wirksamkeit potenzieller Behandlungsinterventionen zu bewerten. Leider verkörpern die aktuellen präklinischen Modelle nicht vollständig den chirurgischen Eingriff, den viele Patienten erhalten, da sie hauptsächlich nicht-chirurgische Behandlungsmethoden wie Strahlentherapie, Chemotherapie oder Immuntherapie umfassen. Darüber hinaus sind bestehende chirurgische Modelle durch zusätzliche Reagenzien begrenzt, die zur Unterstützung der Etablierung von Tumoren an orthotopischen Stellen und den Bedarf an Mikrochirurgie zur Tumorentfernung benötigen. Dies rechtfertigt die Entwicklung verbesserter und vereinfachter präklinischer Modelle, um Therapeutika zu untersuchen und Einblicke in das lokoregionale Tumorrückfall und die Behandlungsresistenz zu gewinnen. Dieser Artikel beschreibt ein neuartiges, syngenes, klinisch relevantes orthotopisches murines subtotales Resektionsmodell, das den Versorgungsstandard im OSCC wiederholt. Dieses Modell vereinfacht bestehende Modelle und führt zu messbarem Rückfall nach chirurgischer Entfernung von buccalen Schleimhauttumoren. Die Anwendung dieses Modells kann wertvolle Erkenntnisse über das Tumorrückfall und die Behandlungsresistenz bei Patienten mit OSCC liefern. Die Einführung dieses präklinischen Modells ebnet den Weg für weitere Arbeiten, um zu untersuchen, wie OSCC auf postresektionale Adjuvante Therapien reagiert, indem der Tumorzustand im klinisch relevanten Zeitfenster erfasst wird, in dem Patienten in der Regel mit solchen nachfolgenden Behandlungen beginnen.

Einleitung

Malignitäten, die im Kehlkopf, Pharynx, Hypopharynx, Nasenhöhle, Speicheldrüsen und Mundhöhle entstehen, werden als Kopf- und Halskrebs eingestuft. Das Kopf-Hals-Plattenepithelkarzinom (HNSCC), das über 90 % dieser Fälle ausmacht, entwickelt sich aus den Plattenepithelzellen, die diese anatomischen Stellen auskleiden1. Genauer gesagt ist das Mundhöhlen-Plattenepithelkarzinom (OSCC) eine Bösart, die auf die Mundhöhlenregion beschränkt ist. Im Jahr 2022 war Kopf- und Halskrebs der sechsthäufigste Krebs weltweit, mit schätzungsweise 947.000 neuen Fällen weltweit und jährlich 482.000 Todesfällen2.

Die chirurgische Resektion ist in der Regel die erste Behandlungsmethode für Kopf- und Halskrebs, einschließlich OSCC, oft gefolgt von Chemoradiotherapie 1,3,4. Obwohl diese Standardtherapien in lokal eingeschränkten oder frühstufigen Fällen potenziell heilend sind, bleibt bei Patienten mit OSCC weiterhin eine hohe Rate an lokoregionalen und entfernten Rückfällen. Tatsächlich überleben weniger als zwei Drittel der Patienten mit OSCC länger als fünf Jahre und leiden unter erheblichen Nebenwirkungen 5,6,7. Es gibt zunehmende Hinweise darauf, dass der traumatische Stress während der Operation die physiologischen Prozesse auslöst, die an Gewebeschäden und Wundheilung beteiligt sind 8,9. Darüber hinaus haben Studien auch berichtet, dass die chirurgische Resektion zu immunologischer Dysfunktion beiträgt, die wiederum das Potenzial für ein Rezidiv10 erhöhen kann.

Trotz der Tatsache, dass die Mehrheit der Patienten als Erstlinientherapie für OSCC operativ resektioniert wird, besteht derzeit ein Bedarf an relevanten präklinischen orthotopen Resektionsmodellen für OSCC, die die Etablierung von Tumoren und subtotalen Resektionen standardisieren und die damit verbundenen immunologischen Mechanismen für das Tumorrezidiv erhalten, um einen kritischen Kontext für die Forschung in diesem Bereich zu schaffen11, 12, 13. Frühere Studien, die Tierresektionsmodelle berichteten, umfassen ein 4T1-Brusttumorresektionsmodell, das zur Untersuchung der immunsuppressiven Effekte der Operation14 verwendet wurde. Für Studien im OSCC wurde der Einsatz eines heterotopischen MOC1-OVA-Tumor-Subtotalresektionsmodells in der Mausflanke15 Male gemeldet. An orthotopen Standorten wurde die HPV-oropharyngeale SCC-Zelllinie mEERL95 eingesetzt, um submentale Tumore für Resektion und Rezidivmodellierung zu etablieren, während drainierende Lymphknoten chirurgisch auf naive Mäuse übertragen wurden, um weitere Studiendurchzuführen 16. Relevante orthotopische Studien zur Untersuchung eines Rückfalls mit immungeschwächten Mäusen wurden ebenfallsberichtet. 13.

Hier befindet sich ein neu etabliertes Protokoll für ein immunkompetentes, syngenes, orthotopisches OSCC-Präklinisches Modell der Standard-Tumorresektions-Überlebenschirurgie und Rückfall, das innerhalb einer Woche nach der Resektion beobachtet wurde. Dieses Verfahren vereinfacht bestehende Modelle weiter, indem die Tumorentfernung ohne Mikrochirurgie durchgeführt wird und die Mausale orale Tumorzelllinie (MOC2) verwendet wird, die keine Zell- oder Basalmembranmatrix zur Tumorbildung benötigt.

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Protokoll

Das folgende Verfahren sowie die Unterbringung und Pflege von Tieren wurden im Center for Laboratory Animal Medicine and Care am University of Texas Health Science Center in Houston (UTHealth) in Zusammenarbeit mit dem institutionellen Tierschutzausschuss durchgeführt. Das zugehörige Protokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt und entspricht den Prinzipien und ethischen Leitlinien, die in der Richtlinie des US Public Health Service zur humanen Pflege und Nutzung von Labortieren festgelegt sind. Bitte stellen Sie sicher, dass alle vom örtlichen IACUC festgelegten Richtlinien eingehalten werden und dass ein von der IACUC genehmigtes Protokoll zur Tiernutzung (oder ein Äquivalent) vorhanden ist, bevor Sie mit den folgenden Abschnitten fortfahren. Die Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Etablierung orthotopischer buckaler mukosaler oraler Tumore

HINWEIS: Für dieses spezielle Protokoll wurden MOC2-Zellen verwendet, um Tumore17 zu etablieren. Allerdings können auch andere Zelllinien oder -typen verwendet werden. Die Menge an Tumorzellen, die zur Bildung von Tumoren in vivo erforderlich sind, ist zelllinienabhängig und sollte vor der Impfung für die Operation optimiert werden.

  1. Wenn die Tumorzellkultur etwa 80 % Konfluenz erreicht, entnehmen Sie die Zellen durch Aspiration und Entsorgung von Kulturmedien.
  2. Um das verbleibende Serum zu entfernen, waschen Sie die Zellen mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) ohne Magnesium und Kalzium, das ausreichend voluminiert ist, um die Gefäßoberfläche (z. B. Kolbe) vollständig mit den angeschlossenen Zellen zu bedecken.
  3. Gib 0,05 % Trypsin in die Kulturflasche, um den Boden ausreichend zu bedecken. Inkubieren Sie die Zellen bei 37 °C mit 5 % CO2für etwa 5 Minuten zur Zellablösung.
    HINWEIS: Die Inkubationszeit (2–15 Minuten) zum Abtrennen der Zellen kann je nach verwendeter Zelle (z. B. Zelllinie) variieren. Eine längere Exposition gegenüber Trypsin kann jedoch Zellen schädigen. Wenn zusätzliche Zeit für eine ausreichende Zellablösung benötigt wird, überwachen Sie die Zellen regelmäßig und genau.
  4. Nachdem die Zellablösung beobachtet wurde, wird mit mindestens dem zweifachen Volumen des Trypsins abgeschreckt, das mit vollständigen Medien verwendet wird (z. B. bei 5 ml Trypsin mit mindestens 10 ml vollständigem Medium abschrecken).
  5. Zentrifugieren Sie die Zellsuspension bei 350 x g für 5 Minuten bei Raumtemperatur und aspirieren Sie das Überstandsmittel.
  6. Wieder in kaltem PBS pausieren und ein Aliquot zum Zählen nehmen. Wiederholen Sie die Schritte 1.5-1.6 für eine weitere Wäsche, um restliche Medien zu entfernen.
  7. Mit zusätzlichem PBS wird auf die optimierte Zellkonzentration für die Impfung angepasst (d. h. 3 x 10 bis4 MOC2-Zellen pro 30 μL Volumen). Lassen Sie die Zellsuspension auf Eis, bis sie einsatzbereit ist.
  8. Betäuben Sie die Maus mit 1%–3 % Isofluran, ergänzt mit 1,5 L/min Sauerstoff in einer Kleintierkammer.
    HINWEIS: Haarentfernung ist nicht notwendig, wird aber in dieser Phase empfohlen, um die Impfstelle sichtbar zu machen und die Konsistenz der Impfung zu verbessern. Wenn Sie in dieser Phase entfernen, folgen Sie den Anweisungen in den Schritten 3.3-3.5.
  9. Mischen Sie die Zellsuspension gründlich, um eine gleichmäßige Verteilung der Zellen sicherzustellen, und sammeln Sie sie in einer 0,3-mL Insulinspritze.
  10. Fesseln Sie die sedierte Maus, indem Sie mit einer Hand den hinteren Hals befestigen, sodass die vordere Mausseite zum Betreuer zeigt und der Kopf nach oben zeigt, damit der Maul offen und zugänglich ist.
  11. Führen Sie die Spritze vorsichtig in den offenen Mund, in einem nach unten gerichteten Winkel zum linken unteren Untermandibularvestibül. Führe die Nadel weiterhin durch die untere Buccalschleimhaut.
  12. Geben Sie 30 μL Zellsuspension in diesen Bereich ab und entfernen Sie vorsichtig die Spritze, halten Sie diese Position 5 Sekunden lang und ziehen Sie die Spritze dann langsam heraus, um beim Entfernen keine zusätzliche Zellsuspension einzutragen.
  13. Stellen Sie sicher, dass die Maus nach der Impfung in einem normalen körperlichen und verhaltensmäßigen Zustand ist.
  14. Überwachen Sie das Gewicht und das Tumorwachstum der Maus mit einer Balance bzw. digitalen Bremssattel. Überwachen Sie regelmäßig die Tumorentwicklung, zweimal pro Woche oder nach vorgeschriebenem Protokoll.

2. Materialvorbereitung für die Chirurgie

HINWEIS: Es wird dringend empfohlen, dass mindestens ein weiterer Chirurg oder chirurgischer Assistent anwesend ist, um während des gesamten Eingriffs bei der Einrichtung und Organisation zu helfen und so die Sterilität zu gewährleisten.

  1. Wählen Sie einen sauberen Behandlungsraum mit einer schließbaren Tür und begrenztem Verkehr.
  2. Erwärme einen neuen Käfig vor, der saubere, trockene Bettwäsche und ein Nest aus Papiertüchern enthält, indem du ihn teilweise auf einen elektrischen Wärmer stellst.
  3. Erwärmen Sie einen Perlensterilisator auf Betriebstemperatur (250–265 °C).
  4. Richten Sie die Isofluran-Induktionskammer und das tragbare Anästhesiegerät mit dem passenden Nasenkegel ein und verbinden Sie sie mit Isofluran, Sauerstoff und dem entsprechenden Plünderungssystem.
    HINWEIS: Bei Verwendung der Induktionskammer betäuben Sie Mäuse mit einer Einstellung von etwa 3 % Isofluran. Bei Verwendung des Nasenkegels betäuben Sie Mäuse mit 1%–2 % Isofluran.
  5. Schalten Sie das wasserbeheizte chirurgische Pad auf 38,9 °C ein und sichern Sie die Isofluranquelle am Kopf des Pads.
  6. Desinfizieren Sie die vorgesehene Arbeitsfläche und die OP-Platte mit einem Desinfektionsmittel und decken Sie den Arbeitsplatz mit einer sauberen Arbeitstischplatte ab.

figure-protocol-1
Abbildung 1: Ausgewählte chirurgische Instrumente und Materialien für die Tumorresektion. (1) Chirurgische Handschuhe, (2) Drapering, (3) Mullbinde, (4) 0,3 ml Insulinspritze, (5) Handtuchvorhang, (6) Isopropylalkohol-Abstrich-Pad, (7) Skalpellklinge, (8) Skalpell ohne Klinge, (9) Hartman-Hämostat, (10) Mückenhämostatische Pinzette, (11) Mikro-Zerschneidungsschere, (12) Mikro-Sektionszange (13) Brown-Adson-Pinzette, (14) Mikro-Sezionszang, (15) Baumwollspitzenapplikatoren, (16) Trimmer, (17) 4-0 beschichtete Vicryl-Naht, (18) 0,25 % Bupivacain und (19) Augenschmiercreme. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

3. Vorbereitung des Tieres auf die Operation

  1. Wiegen Sie die Maus 24 Stunden vor dem Eingriff, um die angemessene Dosierung von Anästhesie und Schmerzmitteln gemäß dem vorgegebenen Protokoll zu bestimmen.
  2. Betäuben Sie die Maus in der Einleitungskammer für etwa 2 Minuten und verabreichen Sie dann mindestens 30 Minuten vor der Operation Schmerzmittel. Diese sollte subkutan in den Nacken des Maushalses injiziert werden.
  3. Falls dies nicht zuvor zum Zeitpunkt der Impfung durchgeführt wurde oder wenn bereits freigeräumtes Haar begonnen hat nachzuwachsen, geben Sie eine kleine Menge Haarentfernungscreme mit einem Wattespitzenapplikator direkt an der Tumorresektionsstelle auf das Haar, mit ausreichenden Rändern, um während des Eingriffs das Haar aus dem Schnittraum fernzuhalten.
  4. Lass die Creme etwa 10 Sekunden einwirken und wische das Haar mit trockenem, sauberem Gaze ab.
  5. Entfernen Sie alle verbleibenden Cremes von der Stelle mit Mull, die mit Kochsalzlösung oder Wasser befeuchtet wurde, und trocknen Sie die Stelle dann mit trockenem, sauberem Mull.
    HINWEIS: Die Haarentfernung mit einem elektronischen Trimmer ist eine akzeptable, aber weniger bevorzugte Alternative, da die Haut um Kopf und Hals dünn und empfindlich sein kann. Wenn Sie einen Trimmer verwenden, achten Sie darauf, empfindliche Stellen wie die Augen zu vermeiden und lose Haut straff zu halten, um unerwünschte Verletzungen der Maus zu vermeiden.
  6. Verabreichen Sie systemisches Analgetikum subkutan und lokales Analgetikum an der Schnittstelle.
  7. Legen Sie die betäubte Maus auf das Heizkissen, auf dem Rücken liegend mit der vorderen Seite nach oben. Die Nase sollte direkt innerhalb der Nasenkegelabdeckung liegen.
  8. Geben Sie auf jedes Auge der Maus eine kleine Menge (also ausreichend, um das Auge zu bedecken) steriles Gleitmittel auf jedes Auge der Maus, um das Austrocknen der Augen während des Eingriffs zu verhindern.
  9. Mit einem sauberen Applikator aus Baumwollspitze tupfen Sie die Resektionsstelle mit 70 % Isopropylalkohol ab, gefolgt von 10 % Jod dreimal und achten Sie darauf, das Jod nach dem letzten Durchgang mit 70 % Isopropylalkohol zu entfernen.
  10. Tragen Sie sterile Handschuhe und geeignete persönliche Schutzausrüstung (Bademantel, Haarbedeckung), bereiten Sie das sterile Feld von mindestens 18"B x 26" L vor und legen alle geeigneten Werkzeuge und Materialien (sterile Baumwoll-Gaze, sterile Wattestäbchen, sterile Kochsalzlösung, Isopropylalkohol-Applikatoren, chirurgische Werkzeuge) bereit (Abbildung 1).
  11. Decken Sie die Maus mit einem sterilen Vorhang ab und schneiden Sie mit einer sterilen Schere ein Zugangsloch direkt über der Resektionsstelle.

4. Chirurgische Entfernung etablierter oraler Tumore

HINWEIS: Während des gesamten Eingriffs sollte der Chirurg oder Assistent auf Atmung und Reflexe der Maus achten, um eine angemessene Sauerstoffversorgung während der Narkose sicherzustellen. Isofluran entsprechend den veterinärmedizinischen Richtlinien und der institutionellen Richtlinien entsprechend anpassen.

  1. Mit einem neuen chirurgischen Skalpell wird ein submandibulärer Schnitt direkt unterhalb des Tumors und entlang der linken Kieferlinie erzeugt, der die gesamte Länge des Tumors einnimmt (Abbildung 2A,B).
  2. Verwenden Sie vorsichtig die Hartman-Hämosats, um die Öffnung zum Tumor zu vergrößern. Tupfen Sie bei Bedarf das Blut mit steriler Mullbinde ab.
  3. Lokalisieren Sie den Tumor und verwenden Sie eine Pinzette, um ihn an Ort und Stelle zu halten (Abbildung 2B).
    HINWEIS: Ein Assistent kann an diesem Punkt helfen, mit der Pinzette den Zugang zur Tumorstelle zu erhalten (also die Haut wegzuziehen).
  4. Mit einer chirurgischen Schere schneiden Sie um die Basis des Tumors herum, um alle sichtbaren Bereiche zu entfernen (Abbildung 2C). Positionieren Sie die Haut über der entfernten Tumorstelle und schließen Sie den Schnitt mit vier bis sechs unterbrochenen Nähten mit 4-0 langanhaltenden Vicryl-Nähten (Abbildung 2D).
    HINWEIS: Achten Sie darauf, die Nähte nicht zu fest zu befestigen, um die Haut zu erhalten, ohne die Mäuse weiter zu verletzen, sowie um mögliche Verletzungen bei späterer Nahtentfernung zu vermeiden.
  5. Um weitere Operationen durchzuführen, reinigen Sie die Oberflächen der chirurgischen Instrumente mit 70 % Isopropylalkohol und legen Sie sie 10–15 Sekunden vor jeder weiteren Anwendung in den erhitzten Perlensterilisator. Dasselbe Werkzeugset kann verwendet werden, um Operationen an bis zu 5 Mäusen durchzuführen oder, wie von institutionellen Richtlinien und Praktiken festgelegt.
    HINWEIS: Resezierte Tumore können verworfen oder zur Verarbeitung und weiterführenden Analyse entnommen werden (d. h. Fixierung für Histologie und Bildgebung; Gewebedissoziation und Immunfärbung für Durchflusszytometrie-Phänotypisierungsanalyse, gemäß den spezifischen Forschungsstudien-Experimentalplänen18,19 (Abbildung 2E).

figure-protocol-2
Abbildung 2: Orale Tumore, die transoral durch die untere Mundalschleimhaut entstehen, können submandibulär entfernt werden, ohne Heilungskomplikationen. (A) Festgestellter Tumor (roter Pfeil) in der Mundhöhle. (B) Submandibularschnitt, der den Tumor freilegt. (C) Der entfernte Tumor. (D) Wundverschluss mit mehreren unterbrochenen Vicryl-Nähten. (E) Entfernter Tumor. (F) Zusammenfassung der transoralen Impfung. Bild erstellt in BioRender. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

5. Nachresektionspflege

  1. Nach dem Schließen des Schnitts den Anästhesiefluss auf 0 % abstellen undnur O2 bei 1,5 L/min fortsetzen, bis die Maus wieder zu Bewusstsein kommt (weniger als 5 Minuten). Wenn die Maus nach mehreren Minuten regungslos und unansprechbar bleibt, konsultieren Sie die institutionellen Richtlinien zur veterinärmedizinischen Intervention.
  2. Legen Sie die Maus vorsichtig in den vorgewärmten Käfig. Überwachen Sie die Maus weiterhin auf postoperatives Bewusstsein und Beweglichkeit. Er sollte nach 10 Minuten wieder voll Bewusstsein und Beweglichkeit haben.
  3. Führen Sie eine tägliche postoperative Überwachung gemäß genehmigtem Protokoll und institutionellen Richtlinien durch.
  4. Unmittelbar nach der Operation sollten Sie der Maus "weiches" Futter geben, indem Sie die in Wasser eingeweichten Pellets in einen zugänglichen Behälter (z. B. ein Plastikwiegeboot) direkt in den Käfig legen. Wenn keine Komplikationen auftreten, kann die Maus bei der nächsten routinemäßigen Fütterung wieder normale feste Nahrung zu sich nehmen.
  5. Überwachen Sie die Mäuse zweimal täglich in den ersten 48 Stunden (2 Tage) und einmal täglich mindestens 96 Stunden (4 Tage) nach der Operation. Anschließend solltest du einen normalen Überwachungsplan wieder aufnehmen (also zweimal wöchentlich).
  6. Am 7. Tag nach der Operation werden die Nähte unter Narkose entfernt und dabei darauf geachtet, die Mäuse nicht zu schneiden oder zu verletzen.
  7. Weiterhin Mäuse überwachen und sobald sie ihren humanen Endpunkt erreichen, Tiere humanistisch gemäß den genehmigten Protokoll-Euthanasiekriterien und der American Veterinary Medical Association einschläfern.
    HINWEIS: Statistische Analysen der Tumorwachstumskinetik und des Überlebens von Tieren sind relevante Kennzahlen für diese Methodik. Für Kaplan-Meier-Überlebenskurven wurden statistische Analysen mit dem Log-Rang-/Mantel-Cox-Test mittels statistischer Analysesoftware durchgeführt. Für Tumorwachstumskurven wurde Šídáks Mehrfachvergleichstest mittels einer zweiseitigen ANOVA-Analyse verwendet, um die Tumorgrößen zwischen nicht resektierten und resekierten Gruppen zu vergleichen. P-Werte unter 0,05 galten als signifikant.

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Ergebnisse

Beobachtungen von MOC2-Maus-Mundschleimhaut
Mit der MOC2-Zelllinie wurden Tumore in der murinen Mundschleimhaut der Mundhöhle etabliert (Abbildung 2A-F). Etablierte Primärtumoren wurden bei einer Tumorgröße von 25–36 mm2 entfernt. Nach der Resektion hatten die Mäuse typischerweise innerhalb von 5–10 Minuten ihre volle Mobilität zurück. Anschließend wurden die Mäuse zur postoperativen Versorgung...

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Diskussion

Hierin beschreibt dieser Artikel ein einfaches Verfahren zur Etablierung und subtotalen Resektion von Tumoren in der Mundschleimhaut der Mundhöhle bei Mäusen. Frühere Studien haben ähnlich die Machbarkeit gezeigt, Tumore über die Mauzzunge, die buccale Schleimhaut oder den Mundboden für nachgelagerte Untersuchungen von entfernten Tumoren zu etablieren sowie um nachfolgende lokale Rezidiven sowie regionale und entfernte Metastasen zu untersuchen, jeweils mit eigenen Einschränkungen

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Danksagungen

Diese Arbeit wurde von 1R21DE034543 (NIH-NIDCR) finanziert. Wir würdigen außerdem das Verwaltungs-, Tiermedizin- und Wartungsteam des UTHealth Center for Laboratory Animal Medicine and Care für ihre Unterstützung und Pflege.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,05 % TrypsinCorning25-052-Cl0,53 mM EDTA, 1 X [-] Natriumbicarbonat & nbsp;
0,25 % Bupivacain HCl-InjektionMcKesson10772802,5 mg/kg-1 mg/kg, ID/SC 20-30 μL
0,9 % Natriumchlorid, USPMcKesson1617365 mL/kg, SC, IV 1,5 mL
23-G-NadelBecton, Dickinson und Company [McKesson]402
4-0 beschichtete VicrylMcKesson100700
50-mL konische RöhrenThermowissenschaftlich33965
Absorbierende BankpadsVWR115-0684
Alkoholabstrich Isopropylalkohol 70 %Becton, Dickinson und Company [VWR]326895
Autoklavenbeutel selbstversiegelnd 5 & frac14; ” x 10"  McKesson960944
GleichgewichtOhaus [VWR]30253019
Bioclave MiniBenchmark ScientificB4000-M
Brown-Adson-PinzetteROBOZ [VWR]RS-5231
Baumwollgespitzter Applikator steril 6 ZollMcKesson999736
Dulbeccos Phophat gepufferte Kochsalzlösung / modifiziertCytivaSH30028.02[-] Kalzium, [-] Magnesium
Ethiqa XRÒ*Fidelis TiergesundheitNDC 86084-100-303,25 mg/kg SC
Allgemeiner VorhangMcKesson68107
GlasperlensterilisatorVWR75999-324
GlasperlenVWR75999-332
Hartman-HämostateFeine wissenschaftliche Werkzeuge [VWR]13003-10
Hochwertiges, tragbares AnästhesiegerätPatterson Tierarzt07-8915662
Isofluran, USPMcKesson8032504–5 % Induktion, 1–3 % Erhaltung
MedLEDÒ Chrom (Scheinwerfer)KLS MartinML-MC7-HT-HK-X21
Mikro-Dissektions-ZangeROBOZ [VWR]RS-5174
Mikro-Sezierende SchereROBOZ [VWR]RS-5914
Monojekt-InsulinspritzenKardinalgesundheit [McKesson]8881600145
Mückenhämostatische ZangeROBOZ [VWR]RS-7100
Nair Körpercreme HaarentfernerKirche & Dwight Co., Inc.
NadelhalterROBOZ [VWR]RS-7154
PVP-Vorbereitungslösung 10% PovidonjodMcKesson911740
SkalpellROBOZ [VWR]RS-9843
Skalpellklingen Kohlenstoffstahl Nr. 10McKesson862685
Kleine Tier-HeizmatteK& H Haustierprodukte [Amazon]9 x 12 Zoll 20W
Kleine MauskammerPatterson Tierarzt07-893338
Kleiner NasenkegelPatterson Tierarzt78909681
Steri-DrapeMcKesson5713
Sterile Mullpads 2" x2" – 12-LAGIGEDukal Corporation [Amazon]REF: 1212
Sterile Gleitmittel-AugensalbeMcKesson730979
Chirurgische HandschuheMcKesson20-2070N
Spritze 1ccMcKesson1065984
Rückverfolgbare digitale Kohlefaser-BremssättelFischer Brand15-077-957
Trimmer-KitWAHL [Amazon]BravMini

Referenzen

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