Mausmodell des zerebralen venösen Abflussverschlusses durch bilaterale Ligatur von Jugularvenen

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein chirurgisches Verfahren zur Induktion eines zerebralvenösen Abflussverschlusses bei Mäusen durch bilaterale Ligatur der Venen jugularis interna und externa.

Zusammenfassung

Lymphgefäße spielen eine Schlüsselrolle bei der Aufrechterhaltung der Flüssigkeitshomöostase und der Immunüberwachung im Gewebe. An der Grenze des Gehirns enthalten die duralen Hirnhäute Lymphgefäße, die eng an die venösen Nebenhöhlen angrenzen. Beim Menschen ist die idiopathische intrakranielle Hypertonie (IIH) mit einer Stenose der duralen Venennebenhöhlen assoziiert, was darauf hindeutet, dass venöse Abflussstörungen die Regulation der Hirnflüssigkeit und die meningeale Lymphdrainage beeinträchtigen können. Um diesen Zusammenhang in einem kontrollierten Setting zu untersuchen, haben wir ein Mausmodell des zerebralen venösen Abflussverschlusses über eine bilaterale Ligatur sowohl der Vena jugularis interna als auch der externen Jugularvenen (JVL) entwickelt. Dieses chirurgische Protokoll ist reproduzierbar, nicht invasiv und erzielt eine hohe Erfolgsrate (98,4%) mit erwarteten postoperativen Symptomen wie Gesichts- und Hirnschwellungen sowie extrakraniellem Gefäßumbau. Eine zweidimensionale Time-of-Flight (2D-TOF) MR-Venographie, gefolgt von einer dreidimensionalen (3D) Rekonstruktion, bestätigte eine vorgeschaltete venöse Stauung. Dieses Modell ermöglicht die longitudinale Untersuchung der Auswirkungen eines gestörten zerebralen Venenabflusses auf die zerebrovaskuläre Architektur, den lymphatischen Umbau und die Clearance von Hirnflüssigkeiten. Durch die Manipulation der Gefäße am Hals ermöglicht JVL die Untersuchung dieser Prozesse, ohne die intrakraniellen Strukturen zu schädigen. Trotz anatomischer Unterschiede zwischen den Spezies bietet JVL einen robusten und zugänglichen Ansatz, um das Zusammenspiel zwischen venösem Abfluss, Lymphdrainage und Flüssigkeitshomöostase im Gehirn zu untersuchen.

Einleitung

Die Dura mater ist die äußerste Schicht der Hirnhäute, die das Gehirn und das Rückenmark schützt. Die Dura mater bietet strukturelle Unterstützung und fungiert als Immunplattform, die durch spezialisierte Gefäßnetzwerke und verschiedene Immunpopulationen gekennzeichnet^{ist 1,2}. Die duralen Venenhöhlen sammeln Blut aus allen Hirnvenen und leiten es in die Halsvenen ^3,4,5. Durale venöse Sinus sind eng benachbarte MLVs, mit konservierten Mustern zwischen Mäusen und Menschen 6,7,8,9,10. Die MLVs tragen zur Drainage von Gehirnflüssigkeiten bei und sorgen dafür, dass Antigene, Makromoleküle und Immunzellen von den Hirnhäuten zu den zervikalen Lymphknoten transportiert^werden 2,7,9,11,12.

Die Verengung (Stenose) der duralen Venenhöhlen führt zu einem gestörten zerebralen venösen Abfluss und ist mit neurologischen Erkrankungen wie der idiopathischen intrakraniellen Hypertonie (IIH) verbunden - einer Krankheit, die überwiegend junge übergewichtige Frauen betrifft und durch einen erhöhten intrakraniellen Druck ohne klare Ursache gekennzeichnet ist^13,14. IIH-Patienten können mit endovaskulären Stents behandelt werden, die sowohl den physiologischen zerebralen venösen Abfluss als auch den normalen intrakraniellen Druck wiederherstellen¹⁵.

Um die Rolle des venösen Abflusses bei der Homöostase der Hirnflüssigkeit und die Beteiligung von MLVs an diesem Prozess besser zu verstehen, haben wir ein Mausmodell des zerebralen venösen Abflussverschlusses durch bilaterale Ligatur der Venen jugularis externa und interna entwickelt. Bisher wurde kein murines Modell der Stenose der duralen venösen Sinus beschrieben, und Modelle, die zu einem intrakraniellen zerebralen venösen Abflussverschluss führen, schädigten die interessierenden duralen Strukturen 16,17,18. Darüber hinaus konzentrierten sich JVL-Modelle, die zur Untersuchung der intrakraniellen Druckregulation, der Hirnflüssigkeitsdrainage und des duralen Gefäßumbaus verwendet wurden, hauptsächlich auf die Ligatur der Vena jugularis externa, was zu milden Phänotypen ohne signifikante Ergebnisse führte^19,20. Frühere Studien zeigten die Machbarkeit, sowohl die Vena jugularis externa als auch die Vena jugularis interna zu ligieren. Die beschriebenen Protokolle beinhalten jedoch eine vollständige Durchtrennung der Gefäße nach der Ligatur - ein Schritt, der die lokale Invasivität erhöht und die Interpretation physiologischer Ergebnisse verwirren kann, insbesondere derjenigen, die sich auf den Lymphkreislauf beziehen, angesichts der engen anatomischen Beziehungen zwischen den Vena jugularis interna und den zervikalen Lymphgefäßen am Hals^21,22.

Die vorliegende Arbeit beschreibt ein verfeinertes chirurgisches Protokoll für JVL zur Induktion eines zerebralen venösen Abflussverschlusses bei jungen erwachsenen weiblichen C57Bl6/J-Mäusen im Alter von 6-8 Wochen. Unser Ansatz ist insofern originell, als er die Ligatur der inneren und äußeren Jugularvene mit einer systematischen Analyse zu mehreren Zeitpunkten nach der Operation kombiniert, was es uns ermöglicht, die Auswirkungen der venösen Hypertonie auf den Gefäßumbau und die Reinigung von Hirnflüssigkeiten genau zu definieren.

Protokoll

Alle In-vivo-Verfahren entsprachen den Richtlinien und institutionellen Richtlinien des INSERM und des Animal Care and Use Committee des Paris Brain Institute (APAFIS#34974-2022012017455126).

1. Transfer und Vorbehandlung von Tieren

1. Weibliche C57Bl6/J-Mäuse im Alter von 6-8 Wochen mit einem Gewicht von ca. 20 g in den Versuchsraum überführen.
   1. Verabreichen Sie für jede Maus die folgenden subkutanen Injektionen mit Insulinnadeln (30-31 G):
      Buprenorphin 0,1 mg/kg (12,5 μg/ml; 200 μl).
      Carprofen 20 mg/kg (50 mg/ml, verdünnt 1:20 in sterilem 0,9 % NaCl; 200 μl).
      Natriumchlorid 0,9 % (200 μl) für die Hydratation vor der Anästhesie.
2. Anästhesieeinleitung und -erhaltung
   1. Platzieren Sie die Maus in der Isofluran-Anästhesiekammer und leiten Sie die Anästhesie mit 3-4% Isofluran bei einer Luftstromrate von 400-500 mL/min ein.
   2. Halten Sie die Anästhesie bei 1,5 % mit einem Luftdurchsatz von 140-250 ml/min und passen Sie ihn an die Atemfrequenz der Maus an.
3. Entfernen Sie das Fell vom Hals der Maus an der Operationsstelle, vorzugsweise mit einer Enthaarungscreme.
4. Schalten Sie das Isofluran in die Narkose-Nasenmaske ein (Einstellungen 1.2.2).
5. Tragen Sie Augengel auf die Augen auf, um Trockenheit zu verhindern.
6. Bringen Sie die Maus in Rückenlage, den Rücken auf sterile Vorhänge über einem Heizkissen.
7. Stellen Sie sicher, dass sich der Mauskopf vollständig unter der Narkose-Nasenmaske befindet.
8. Strecken Sie die Pfoten um ca. 90° von der Körperachse aus, um die korrekte Freilegung der Halsgefäße zu erleichtern.
9. Kleben Sie die Hinterpfoten in einer Linie mit der Körperachse, um die richtige Positionierung und Stabilität während des Eingriffs zu gewährleisten.
10. Verwenden Sie chirurgische Klebebänder, um die Pfoten zu stabilisieren.
11. Stellen Sie sicher, dass der Kopf in der Streckung bleibt; Führen Sie bei Bedarf eine Pinzette vorsichtig in den Mund ein, um diese Position zu halten.
12. Überprüfen Sie die Narkosetiefe, indem Sie den Schwanz oder die Pfote einklemmen.
13. Überwachen Sie die Körpertemperatur mit einer rektalen Sonde und regulieren Sie das Heizkissen so, dass es während des gesamten Eingriffs 37 °C hält.
14. Desinfizieren Sie die Operationsstelle.
    1. Tragen Sie Povidon-Jod-Peeling mit einem sterilen Tuch auf die Stelle auf.
    2. Mit NaCl-getränkten Wattestäbchen abspülen (drei Durchgänge).
    3. Trocknen Sie den Bereich und tragen Sie Povidon-Jod-Lösung auf.

2. Operative Phase

HINWEIS: Der gesamte Vorgang wird unter einer binokularen Lupe und einer Beleuchtungslampe durchgeführt. Alle für den Eingriff erforderlichen Geräte und chirurgischen Instrumente sind neben den verwendeten Reagenzien in der Materialtabelle aufgeführt und in Abbildung 1 dargestellt.

1. Freilegung der Vena jugularis
   1. Machen Sie einen Längsschnitt der Haut, etwa 1,5 cm, mit einer kleinen chirurgischen Schere entlang der Mittellinie des ventro-zervikalen Bereichs, 5 mm über dem Brustbein-Manubrium.
   2. Trennen Sie mit zwei feinen Pinzetten vorsichtig die submandibulären Drüsen entlang der Mittellinie, um Zugang zu den darunter liegenden Gefäßen zu erhalten, und fahren Sie dann mit einer stumpfen Dissektion fort, um die oberflächlichen und prätrachealen Schichten der Halsfaszie freizugeben.
   3. Um die Sicht auf das Operationsfeld zu verbessern, verschieben Sie das umgebende Gewebe vorsichtig mit kleinen stumpfen Retraktoren.
      HINWEIS: Beginnen Sie mit der Präparation und Ligatur der Vena jugularis externa, gefolgt von den Vena jugularis interna, wie im folgenden Plan skizziert. Die Ligatur der Vena jugularis externa erhöht zunächst den Fluss durch die IJVs, wodurch sie sich erweitern, was ihre Dissektion erleichtert.
   4. Dissektion der Vena jugularis externa
      1. Identifizieren Sie die äußeren Jugularvenen, die sich direkt über dem Brustkorb befinden, lateral, wo sie oberflächlich liegen.
      2. Präparieren Sie vorsichtig jede Vene, beginnend mit ihrem kaudalen Teil knapp über dem Brustkorb und etwa 1 cm kranial erstreckend.
         HINWEIS: Heben Sie dazu die Vene vorsichtig mit einer stumpfen Pinzette an, indem Sie das umgebende Fett greifen, und präparieren Sie es mit einer ultrafeinen, spitzen Pinzette.
   5. Dissektion der Vena jugularis interna
      1. Präparieren Sie mit einer feinen Pinzette die Faszie, die die Muskeln über der Luftröhre mit den Muskeln sternomastoideus und omohyoidus verbindet.
      2. Verwenden Sie Retraktoren, um den M. sternocleidomastoideus lateral und die prätrachealen Muskeln medial sanft zurückzuziehen.
         HINWEIS: Die Vena jugularis interna ist dann in einer Faszienscheide sichtbar, die auch die Arteria carotis interna, den Nervus vagus und die zervikalen Lymphgefäße enthält. Die Vena jugularis interna liegt vor den anderen Strukturen innerhalb der Faszienscheide.
      3. Präparieren Sie die Faszie vorsichtig, indem Sie sie vorsichtig zusammendrücken und anheben, um die Vena jugularis interna von den umgebenden Strukturen zu trennen und gleichzeitig die Gewebemanipulation zu minimieren.
         HINWEIS: Vermeiden Sie es, die Vene direkt zu greifen, da sie extrem zerbrechlich ist – heben Sie sie stattdessen an der umgebenden Faszie an. Verwenden Sie vorzugsweise eine Pinzette mit ultrafeiner Spitze für die Dissektion und eine halbstumpfe Pinzette, um die Vene an Ort und Stelle zu halten.
2. Ligatur der Vena jugularis
   HINWEIS: Die folgenden Schritte gelten für alle vier Gefäße, beginnend mit den Vena jugularis externa. Stellen Sie sicher, dass die Organe während des gesamten Eingriffs ausreichend mit Feuchtigkeit versorgt werden, indem Sie Tropfen NaCl auf die Operationsstelle auftragen, insbesondere vor dem Nähen des Hautschnitts.
   1. Sobald das Gefäß präpariert ist, schieben Sie die ultrafeine Pinzette vorsichtig unter das Gefäß, um es vorsichtig zu isolieren und restliches Bindegewebe zu entfernen.
   2. Halten Sie die geflochtene Naht 6.0 (ohne Nadel) mit den Spitzen der Pinzette fest und führen Sie sie vorsichtig hinter die Halsvene, während Sie die Vene vorsichtig mit einer halbstumpfen Pinzette anheben.
   3. Führen Sie einen chirurgischen Knoten durch, indem Sie die Enden des Nahtmaterials übereinander kreuzen und dann festziehen, um das Gefäß zu sichern.
   4. Machen Sie weitere Würfe, zwei bis drei, um sicherzustellen, dass der Knoten fest ist.
      HINWEIS: Wenn Unsicherheit über die Vollständigkeit der ersten Ligatur besteht, legen Sie vorsichtshalber eine zweite Ligatur auf dasselbe Gefäß. Diese Sekundärnaht sollte einige Millimeter oberhalb oder unterhalb des ersten Knotens entlang der gleichen Achse positioniert werden. Beachten Sie, dass der Abstand zwischen den beiden Knoten nicht streng standardisiert ist, da er das Ergebnis nicht wesentlich beeinflusst. Führen Sie diesen Schritt nur aus, wenn dies erforderlich ist, um einen vollständigen Gefäßverschluss zu gewährleisten, wie in Abbildung 2 dargestellt.
3. Verschluss des Gewebes
   1. Bringen Sie das präparierte Gewebe wieder in seine ursprüngliche Position.
   2. Fassen Sie mit einer Pinzette vorsichtig die Ränder des Hautschnitts, um sie deutlich freizulegen.
   3. Stellen Sie sicher, dass beide Kanten des Schnitts sauber, frei von Schmutz und so eng wie möglich ausgerichtet sind.
   4. Halten Sie den Nahtfaden mit der Nadel (nicht resorbierbares 5.0 Polypropylen) mit dem Nadelhalter an den gepressten Teil der Nadel.
   5. Führen Sie die Nadel an einem Ende des Schnitts ein, etwa 3-5 mm vom Rand entfernt. Verwenden Sie einen 90°-Winkel zur Gewebeoberfläche für ein glattes Einführen.
   6. Bewegen Sie die Nadel durch das Gewebe und stellen Sie sicher, dass sie gleichmäßig durch beide Seiten des Schnitts verläuft.
   7. Binden Sie den ersten Knoten und ziehen Sie ihn vorsichtig fest, ohne das Gewebe zu erwürgen.
   8. Machen Sie zwei weitere Würfe und stellen Sie sicher, dass der Knoten fest ist.
   9. Schneiden Sie nach dem Anziehen die Nahtenden ab, sodass etwa 1-2 mm der Naht hinter dem Knoten verbleiben.
   10. Wiederholen Sie den Vorgang, um den Hautschnitt vollständig zu schließen, indem Sie sechs einzelne Nähte in gleichmäßigen Abständen von ca. 0,25 cm legen.
       HINWEIS: Um geeignete Kontrollen in das Versuchsdesign aufzunehmen, können scheinoperierte Mäuse einbezogen werden. Diese Tiere durchlaufen das identische chirurgische Verfahren zur Venenfreilegung, jedoch ohne Ligatur (d. h. unter Auslassung von Schritt 2.2).

3. Nachsorge

1. Setzen Sie das Tier nach der Operation in eine beheizte Aufwachkammer.
2. Überwachen Sie die Atmung des Tieres durch visuelle Beobachtung alle 5 Minuten für 2 Minuten, bis Sie das Bewusstsein vollständig wiedererlangt haben.
3. Stellen Sie sicher, dass das Tier ausreichend Wärme hat.
4. Achten Sie auf Anzeichen von Schmerzen wie: gekrümmter Rücken, Lethargie, Bewegungslosigkeit, wenn der Käfig geöffnet wird.
5. Verabreichen Sie subkutan Buprenorphin (0,1 mg/kg; 12,5 μg/ml; 200 μl) alle 8-12 Stunden für 2 Tage nach der Operation.
   HINWEIS: Wenn Buprenorphin nicht ausreicht, kann ab dem ersten Tag nach der Operation alle 12 Stunden eine subkutane Carprofen-Injektion (5 mg/kg, verdünnt 1:80, 200 μl) hinzugefügt werden.
6. Erst wenn das Tier wach und vollständig genesen ist, bringen Sie es zusammen mit seinen Wurfgeschwistern in seinen Käfig zurück.
   HINWEIS: Zu diesem Zeitpunkt und für eine Dauer von 48 Stunden werden Standardfutter und Wasser in Gelform direkt in den Käfig und nicht auf die Käfiggestelle gelegt, so dass die Mäuse bequem fressen und trinken können, ohne den Hals vertreten zu müssen.
7. Überwachen Sie das Wohlergehen der Tiere täglich während der ersten 48 Stunden nach der Operation, dann alle 2 Tage bis zum 7. Tag und danach einmal pro Woche.
   HINWEIS: Die Überwachung umfasst das Aussehen, das natürliche und provozierte Verhalten, das Körpergewicht und die Operationsstelle, was die Erkennung von Schmerzen, Stress oder klinischer Verschlechterung ermöglicht. Basierend auf diesen Beobachtungen sollten geeignete Maßnahmen ergriffen werden, einschließlich Analgesie, unterstützender Pflege oder Euthanasie, falls erforderlich.

Ergebnisse

Unmittelbar nach der Venenligatur vergrößert sich das Segment des Gefäßes stromaufwärts der Ligaturstelle sichtbar, während das stromabwärts gelegene Segment kollabiert und aufgrund des unterbrochenen Blutabflusses flach und blass erscheint (Abbildung 2). Durch die Umleitung des Blutflusses nach der ersten Ligatur dehnen sich die drei anderen Halsvenen pulsierend leicht aus.

Der chirurgische Eingriff dauert ca. 20 Minuten, wenn er von einem geschulten Bediener durchgeführt wird, mit einer postoperativen Überlebensrate von 98,4 % (128/130 Mäuse). Während der ersten Implementierung kann die Erfolgsrate jedoch niedriger sein - etwa 93,8 % (122/130) - hauptsächlich aufgrund einer Vagusnervkompression (5/130) oder einer Gefäßblutung (3/130).

Von den Mäusen, die sich erfolgreichen JVL-Operationen unterzogen und langfristig überwacht wurden, entwickelten 77,5 % (86/111) eine diffuse Schwellung des Gesichts und des Kopfes, die bereits einen Tag nach der Operation sichtbar war (Abbildung 3). Das Ödem ließ allmählich zurück, wobei bei 15,3 % der Mäuse (17/111) bis zum siebten Tag ein teilweises Abklingen und bei allen Tieren bis zum vierzehnten Tag (0/111) ein vollständiges Abklingen beobachtet wurde.

Der Vergleich der zweidimensionalen Time-of-Flight (2D-TOF) MR-Venographie, die vor und zwei Tage nach der JVL-Operation durchgeführt wurde, gefolgt von einer 3D-Nachbearbeitung, zeigt eine venöse Vergrößerung der extrakraniellen Gesichtsvenen stromaufwärts der Ligaturstellen, was auf eine erfolgreiche Operation hinweist (Abbildung 4). Die vollständige Methodik, zusammen mit detaillierten Ergebnissen und quantitativen Analysen, ist in El Kamouh et ^al.23 verfügbar.

Abbildung 1: Instrumente und Reagenzien, die für die Operation verwendet wurden. (A) Noyes-Schere (gerade), (B) Irisschere (gerade), (C) Mückenzange (gerade), (D) gebogene Pinzette, (E) feine gebogene Pinzette, (F) feine gerade Pinzette, (G) Retraktoren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 2: Direktes chirurgisches Ergebnis: Morphologische Veränderungen in der Jugularvene. (A,B) Repräsentative Bilder einer Vena jugularis externa (EJV) vor (A) und nach (B) Ligatur, wobei das Gefäß in einem schwarzen Kasten umrandet ist. Nach der Ligatur ist das Segment des Gefäßes stromaufwärts der Ligaturstelle angeschwollen (weißer Pfeil), während das stromabwärts gelegene Segment aufgrund des unterbrochenen Blutabflusses farblos und kollabiert erscheint (schwarzer Pfeil). Maßstabsleiste = 2 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 3: Zeitlicher Verlauf der Gesichtsschwellung nach JVL-Operation. (A) Repräsentative Bilder, die die postoperative Gesichtsschwellung bei JVL-Mäusen veranschaulichen, hervorgehoben durch den roten Pfeil (linkes Bild), zeigen eine Schwellung, die die normale Gesichtsbreite überschreitet, die durch die weißen Pfeile angezeigt wird. (B) Die Inzidenz von diffusen Gesichtsschwellungen wurde zu mehreren Zeitpunkten nach der JVL-Operation longitudinal beurteilt. Die Schwellungshäufigkeit erreichte bereits 2 h nach der Operation einen Höhepunkt von 77,5 %, gefolgt von einem deutlichen Rückgang auf 15,3 % bis zum 7. Tag (DPS 7) und einem vollständigen Abklingen bis zum 14. Tag (DPS 14). Die Daten stellen Längsschnittbeobachtungen von 111 Mäusen dar, die einer erfolgreichen JVL-Operation unterzogen wurden. Maßstabsleiste = 1 cm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Abbildung 4: Die MRT der Mäuse zeigt eine Vergrößerung der extrakraniellen Gesichtsvenen nach der Ligatur. (A,B) Seitenansicht des Gehirns und der kranialen/extrakraniellen Venen vor (A) und 2 Tage nach der JVL-Operation (B). Die 3D-Rekonstruktion wurde mit dem 3D-Slicer (https://www.slicer.org) erstellt und durch 3D-Nachbearbeitung von Multigradientenecho (MGE) und Time-of-Flight (TOF) Sequenzbildern durchgeführt, die mit einem 11,7 T Scanner aufgenommen wurden. Beachten Sie die Vergrößerung der extrakraniellen Venen nach der Operation, einschließlich der Vena facialis posterior (PFV), der Vena facialis anterior (AFV) und der Vena maxillaris (MV), die mit der Vena facialis communis (CFV) verbunden sind. Meningeale Venenhöhlen: Sigma (SVS). Maßstabsleiste = 2 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Diskussion

Diese methodische Arbeit beschreibt das chirurgische Verfahren zur Induktion eines zerebralvenösen Abflussverschlusses bei Mäusen durch bilaterale Ligatur der Venen jugularis interna und externa. Weibliche Mäuse wurden ausgewählt, um das Geschlecht und das Altersprofil von Patienten widerzuspiegeln, die typischerweise von IIH betroffen sind. Dieses Modell induziert effektiv wichtige klinische Merkmale der IIH, wie z. B. intrakranielle Hypertonie und Hirnflüssigkeitserhaltung, was die Beeinträchtigung des zerebralen venösen Abflusses als zentrales pathophysiologisches Merkmal der Erkrankung hervorhebt und die Relevanz dieses Modells unterstützt²³. Aufgrund des kompensatorischen Gefäßumbaus sind diese Merkmale jedoch nur vorübergehend. Mäuse mit JVL ahmen daher die IIH-Pathophysiologie nicht nach und reproduzieren nicht die Langzeitfolgen chronischer Venenerkrankungen. Sie bieten jedoch ein interessantes Modell, um die Umbauprozesse zu untersuchen, die im Blut und in den lymphatischen Gefäßen induziert werden, um den normalen Blutfluss und den Liquorabfluss nach Veränderung des zerebralvenösen Abflusses wiederherzustellen. Die dynamischen Veränderungen des vaskulären Phänotyps, die über mehrere Wochen nach der Operation beobachtet wurden, machen JVL-Mäuse zu einem geeigneten Modell für die Untersuchung der Mechanismen des vaskulären Umbaus des Gehirns und seiner Auswirkungen auf die Flüssigkeitsclearance und die Immunüberwachung²³. Das vorliegende schrittweise Protokoll gewährleistet ein hohes Maß an Konsistenz zwischen den Experimenten, insbesondere wenn es von erfahrenen Praktikern durchgeführt wird, was es zu einem effektiven Ansatz für die Untersuchung der Pathophysiologie venöser Abflussstörungen macht. Darüber hinaus bietet dieses Modell Möglichkeiten für Längsschnittstudien, die es den Forschern ermöglichen, das Fortschreiten und die Auflösung der venösen Stauung zu beurteilen.

Der Hauptvorteil und die Neuheit des chirurgischen Verfahrens JVL liegt in seiner Fähigkeit, einen zerebralen venösen Abflussverschluss zu induzieren und gleichzeitig die Integrität der duralen Gefäßstrukturen zu erhalten. Im Gegensatz zu intrakraniellen Zugängen 16,17,18 vermeidet diese Technik eine direkte Schädigung der Dura mater und der zugehörigen meningealen Gefäße und ermöglicht eine zuverlässige Analyse der nachgeschalteten Veränderungen der Gefäß- und Flüssigkeitsclearance. Im Vergleich zu anderen zervikalen Techniken, bei denen eine Koagulation oder Doppelligatur mit anschließender Gefäßdurchtrennung durchgeführt wird^21,22, ist diese Methode weniger invasiv und minimiert die Gewebemanipulation. Durch die Vermeidung von Kauterisation oder übermäßigen Manipulationen des Gefäßes verringert es das Risiko, benachbarte zervikale Lymphgefäße zu beschädigen - Strukturen, die zunehmend für ihre Rolle bei der Drainage von Hirnflüssigkeit und der Immunüberwachung bekannt werden.

Die Operation bleibt jedoch technisch anspruchsvoll und erfordert eine engmaschige postoperative Überwachung, insbesondere in den ersten 48 Stunden. Eine der größten Herausforderungen ist die Forderung nach hoher chirurgischer Präzision. Das Verfahren beinhaltet eine sorgfältige Dissektion und Ligatur sowohl der inneren als auch der äußeren Jugularvenen, während Verletzungen der angrenzenden kritischen Strukturen vermieden werden. Die richtige Positionierung des Tieres ist von entscheidender Bedeutung: Die Maus muss stabil gesichert sein, wobei die Vordergliedmaßen im rechten Winkel zum Körper ausgestreckt und der Kopf in gestreckter Form gehalten werden muss, um die Exposition des Gebärmutterhalses zu optimieren. Die Vena jugularis interna ist aufgrund ihrer Nähe zur Halsschlagader, zum Vagusnerv und zu den zervikalen Lymphgefäßen besonders schwer zu isolieren. Eine sorgfältige Dissektion ist erforderlich, um lebensbedrohliche Verletzungen zu vermeiden. Eine Kompression oder Schädigung des Vagusnervs kann aufgrund schwerer autonomer Störungen zum plötzlichen Tod führen, und signifikante Blutungen - insbesondere durch Gefäßperforation - können zu einer raschen Verschlechterung und zum Tod führen, wenn sie nicht sofort kontrolliert werden. Die Anästhesie muss während des gesamten Eingriffs sorgfältig überwacht werden, wobei der Isofluranspiegel an die Atemfrequenz angepasst und die Körpertemperatur über ein Heizkissen aufrechterhalten werden muss. Eine ausreichende Flüssigkeitszufuhr ist ebenfalls von entscheidender Bedeutung, insbesondere bei intraoperativen Blutungen. Die Verwendung von Ketamin wird nicht empfohlen, da sein Anästhesieprofil instabil ist und seine Wirkungsdauer schlecht für die Dauer und die Anforderungen des Eingriffs geeignet ist.

Darüber hinaus sollten einige Einschränkungen anerkannt werden. Dieses Modell wurde nur an jungen weiblichen C57BL/6J-Mäusen validiert, und die Ergebnisse können je nach Geschlecht, Alter oder genetischem Hintergrund variieren. Darüber hinaus ist der venöse Verschluss in diesem Modell extrakraniell, während die IIH beim Menschen eine intrakranielle Duralsinusstenose beinhaltet. Die in diesem Modell beobachtete Gesichtsschwellung, die aus einer extrakraniellen venösen Hypertonie resultiert, tritt bei IIH-Patienten nicht auf und kann die translationale Relevanz bestimmter peripherer Merkmale einschränken. Anatomische Unterschiede zwischen den Spezies schränken eine direkte Extrapolation auf die menschliche Physiologie weiter ein. Bei Mäusen tragen beispielsweise die äußeren Jugularvenen wesentlich zur zerebralen Venendrainage bei als die inneren Jugularvenen beim Menschen²³. Darüber hinaus spielen Wirbelvenen bei Mäusen eine bedeutendere Rolle als beim Menschen^24,25. Schließlich ist die zerebrale venöse Drainage beim Menschen in aufrechter Position weitgehend von der Schwerkraft abhängig, was den venösen Rückfluss beeinflusst. Bei Mäusen verringern die kleinere Gehirngröße und die horizontale Haltung die Rolle der Schwerkraft, was die Effizienz und den Mechanismus des venösen Blutrückflusses aus dem Gehirn weniger beeinflusst²⁶.

Nichtsdestotrotz bietet dieses Modell eine robuste und einzigartige Plattform, um zu untersuchen, wie ein gestörter zerebraler venöser Abfluss den Umbau von zerebromeningealen Blutgefäßen und meningealen Lymphgefäßen sowie Veränderungen der Dynamik der Gehirnflüssigkeit im Laufe der Zeit vorantreibt. Trotz seiner Einschränkungen bei der Nachahmung der chronischen und anatomischen Aspekte menschlicher Venenerkrankungen ist das JVL-Modell einfach zu implementieren und hochgradig reproduzierbar, was es zu einem wertvollen Werkzeug für die Untersuchung von Schlüsselmechanismen macht, die an der Regulierung des zerebralen Blutflusses und der Clearance von Gehirnflüssigkeiten beteiligt sind.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
1 mL Spritze Omnifix 100 Solo	B.Braun	Nr. 91611708V	Wird zur Hydratation/Verdünnung verwendet
Waage KERN 400-45N	KERN & SOHN	400-45 N	Wird zur Verfolgung des Tiergewichts verwendet
Binokulares stereotaktisches Mikroskop (Leica S6E)	Leica BIOSYSTEMS	Leica S6E
Geflochtener Faden	FST	18020-60	Wird für die Venenligatur verwendet
Buprenorphin (Buprecare), 0,3 mg/ml	Zenravet	BUP002	Wird zur Analgesie verwendet
Kartusche für Inventor 2010 Scavenger (Anästhesie)	PHYMEP	8438025	Wird für die Anästhesie verwendet
Tuch Medicomp	Hartmann	411029	Wird zur Aufrechterhaltung aseptischer Bedingungen verwendet
Wattestäbchen	Zenravet	Nr. COT010	Wird zur Aufrechterhaltung aseptischer Bedingungen verwendet
Gebogene Pinzette (Narrow Pattern Curved Zack)	PHYMEP	Nr. 11003-20
Euthasol, 400 mg/ml	Zenravet	Nr. EUT003	Wird zur Euthanasie verwendet
Feine gebogene Pinzette (McPherson-Pinzette)	PHYMEP	Nr. 11063-07
Feine Irisschere gerade	PHYMEP	Nr. 22002-10 oder Nr. 14094-11
Feine gerade Pinzette (Dumont Inox Medbio Pinzette)	PHYMEP	Nr. 11254-20
Wärmekammer VET-TECH	PHYMEP	HE011	Wird verwendet, um die Körpertemperatur bei 37 ° C zu halten; C
Homöotherm Überwachungssystem Thermostar RWD	PHYMEP	69027	Wird zur Überwachung der Körpertemperatur verwendet
Insulinspritze 0,5 mL U-100 (0,33 mm (29 G) x 12,7 mm	BD Microfine TM+	Ref 324892	Wird zur Analgesie verwendet
Isofluran (Iso-vet), 1000 mg/g	Zenravet	ISO005	Wird für die Anästhesie verwendet
Mückenzange gerade	PHYMEP	Nr. 13010-12
Nicht resorbierbares 5.0 Polypropylen-Nahtmaterial (Dafilon 5.0)	Zenravet	DAF003	Wird zum Nähen der Haut verwendet
Noyes Schere gerade	PHYMEP	Nr. 15012-12
Ophtalmisches Gel (Ocrygel)	Zenravet	OCR002	Wird verwendet, um die Augen vor Reizungen und Trockenheit zu schützen
Povidum Jodlösung (Vetedine), 75 mg/ml	Zenravet	VET001	Wird zur Aufrechterhaltung aseptischer Bedingungen verwendet
Povidum Peeling 4% (Seife)	Zenravet	Nr. POV008	Wird zur Aufrechterhaltung aseptischer Bedingungen verwendet
Retraktoren (Guthrie)	PHYMEP	Nr. 17021-13
Rimadyl (Carprofen), 50 mg/ml	Zenravet	RIM012	Wird zur Analgesie verwendet
Rasierer MOSER Deutschland	Bioseb	BIO-1556	Wird für die Fellrasur verwendet
Kleine Anästhesiebox Induktion	PHYMEP	pas de ré fé
Natriumchlorid-Lösung 0,9 % B.BRAUN	Zenravet	CHL050	Wird zur Hydratation/Verdünnung verwendet
Stereotaktischer Rahmen KOPF	PHYMEP	963076A	Wird verwendet, um das Tier zu positionieren
OP-Lampe (ré f: KL 1500 LED)	LEICA BIOSYSTEMS	KL 1500 LED
OP-TAPE	Zenravet	COL427	Wird zur Sicherung der oberen und unteren Gliedmaßen verwendet
TERUMO AGANI Nadeln 26 G x (0,45 x 13 mm) Normale Fase 11°;	Terumo	AN*2613R1	Wird zur Analgesie verwendet
Xylazin (Paxman), 20 mg/ml	Zenravet	221631	Wird zur Analgesie verwendet