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Methodenartikel

Durchtrennung des vorderen Kreuzbandes und Synovialflüssigkeitsspülung in einem Nagetiermodell zur Untersuchung von Gelenkentzündungen und posttraumatischer Osteoarthritis

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DOI:

10.3791/68713

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2. September 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School, 2Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Darin beschreiben wir eine chirurgische Methode zur Durchtrennung des vorderen Kreuzbandes (ACL) als zuverlässiges Modell zur Induktion von Kniearthrose bei Nagetieren und Methoden zur Entnahme von Kniesynovialflüssigkeit, zur Messung von Knieödemen und zur Beurteilung des Schweregrads der Osteoarthritis.

Zusammenfassung

Osteoarthritis (OA) ist eine Gelenkerkrankung, die durch chronische Schmerzen gekennzeichnet ist und derzeit nicht heilbar ist. Eine Untergruppe der Arthrose, die posttraumatische Osteoarthritis (PTOA), kann nach einer Gelenkverletzung auftreten. Das Knie ist eines der am stärksten betroffenen Gelenke, und unter den Knieverletzungen gehören Verletzungen des Kreuzbandes zu den häufigsten. Eine symptomatische Arthrose, die mit Veränderungen am Gelenk wie Knorpelabbau und Osteophytenbildung einhergeht, kann sich Jahre nach der Erstverletzung entwickeln, aber schon kurz danach können frühe Gelenkveränderungen festgestellt werden. Entzündungen gelten als einer der Faktoren, die zur Entwicklung von PTOA beitragen, und die entzündungsfördernden Mediatoren, die als Reaktion auf eine Verletzung produziert werden, können die Entwicklung von PTOA katalysieren. Im Tiermodell ist das chirurgische Verletzen von Strukturen im Knie eine weit verbreitete Methode der OA-Induktion, und eine gängige Operationstechnik ist eine ACL-Durchtrennung (ACLT). Der Zweck dieser Studie ist es, unsere ACLT-Technik zur Induktion von OA zu beschreiben, sowie Methoden zur Überwachung von Gelenkentzündungen und zur Quantifizierung des Schweregrads von OA. Um Entzündungen nach der Operation zu beurteilen, beschreiben wir eine Technik zur Messung von Knieödemen sowie eine Technik zur Entnahme und Analyse von Kniesynovialflüssigkeit. Um die langfristigen Gelenkveränderungen im Zusammenhang mit OA zu bewerten, stellen wir ein semiquantitatives Scoring-System vor, das wir entwickelt haben, um den Schweregrad von OA mittels microCT-Bildgebung zu bewerten.

Einleitung

Das vordere Kreuzband (ACL) ist eine kritische Struktur im Kniegelenk, die Stabilität gewährleistet und eine übermäßige Vorwärtsbewegung der Tibia relativ zum Femur verhindert1. Kreuzbandverletzungen gehören zu den häufigsten Knieverletzungen, insbesondere bei Sportarten, die plötzliche Stopps, Sprünge oder Richtungswechsel beinhalten2. Diese Verletzungen können von Teilrissen bis hin zu vollständigen Rissen reichen und erfordern oft einen chirurgischen Eingriff für eine optimale Genesung3. Auch nach operativer Behandlung führen VKB-Verletzungen jedoch häufig zu langfristigen Gelenkveränderungen, einschließlich chondraler Abnutzung, Osteophytenbildung und struktureller Veränderungen des subchondralen Knochens. Diese Veränderungen tragen zusammen zur Gelenkdegeneration bei, die allgemein als posttraumatische Osteoarthritis (PTOA) bezeichnet wird4,5.

Während sich das Fortschreiten von der anfänglichen VKB-Verletzung bis zur symptomatischen PTOA zwischen 2 Jahren und 20 Jahren nach der Verletzung erstrecken kann, können frühe Gelenkveränderungen innerhalb weniger Wochen festgestellt werden 6,7,8,9. Ein wesentliches Merkmal dieser frühen Veränderungen ist das erhöhte Vorhandensein von inflammatorischen Zytokinen (z. B. Interleukin (IL)-1, IL-6, Tumornekrosefaktor (TNF)) und Markern für den Abbau der extrazellulären Matrix (z. B. Metalloproteinasen (MMPs) und CTX-II). Die Beurteilung dieser Entzündungs- und Abbaumarker in der Synovialflüssigkeit liefert entscheidende Einblicke in die akuten und chronischen Phasen der Gelenkpathologie. Zum Beispiel erreichen die IL-1- und IL-6-Spiegel in der Synovialflüssigkeit des verletzten Gelenks innerhalb des ersten Monats nach der Verletzung ihren Höhepunkt. Obwohl diese Werte im Laufe der Zeit abnehmen, kehren sie auch Jahre nach der Behandlung selten auf das normale Ausgangsniveau zurück 10,11,12. Diese anfängliche entzündungsfördernde Reaktion löst eine Kaskade von Gelenkschäden aus, einschließlich Synovialentzündungen, Knorpelabbau und biomechanischer Veränderungen, die den Gewebeabbau fortsetzen und die Gelenkdegeneration beschleunigen13. Darüber hinaus führt eine akute Entzündung nach einer VKB-Verletzung häufig zu Gelenkergüssen und Knieödemen, die sich in der Schwellung und Flüssigkeitsansammlung im Gelenk zeigen14.

Um ACL-Verletzungen zu replizieren und das Fortschreiten der PTOA zu untersuchen, wird das Modell der chirurgisch induzierten ACL-Transsektion (ACLT) bei Mäusen häufig verwendet15,16. Bei diesem Modell wird das ACL durchtrennt, um eine Verletzung zu simulieren und die daraus resultierenden biologischen und mechanischen Folgen zu bewerten. Das ACLT-Modell ist ein wertvolles Werkzeug zur Untersuchung der Entzündungsreaktion, des Knorpelabbaus und der biomechanischen Veränderungen nach einer Verletzung und ermöglicht Einblicke in die molekularen und zellulären Mechanismen, die PTOA antreiben. Darüber hinaus ermöglicht es die Evaluierung von Therapiestrategien, die darauf abzielen, Gelenkdegeneration zu mildern und die Funktion zu erhalten. Beim Menschen wird die Synovialflüssigkeitsanalyse häufig verwendet, um Entzündungen und Knorpelabbau im Laufe der Zeit zu überwachen, da die Gewinnung von Synovialflüssigkeit relativ einfach ist17,18. Bei Mäusen ist es jedoch eine Herausforderung, Synovialflüssigkeit nach Verletzungsmodellen zu sammeln. In diesem Manuskript beschreiben wir unsere Operationstechnik für ACLT und eine Kniespülmethode zur Entnahme von Synovialflüssigkeit zur Beurteilung von Entzündungs- und Abbaumarkern. Wir stellen auch eine Methode zur Messung der Kniegröße vor, um Ödeme nach Gelenkverletzungen zu quantifizieren. Darüber hinaus beschreiben wir unsere microCT-Bewertungsmethode zur Einstufung des Schweregrads von PTOA nach ACLT. Diese Ansätze bieten komplementäre Instrumente zur Bewertung der akuten und chronischen Auswirkungen von VKB-Verletzungen in einem präklinischen Umfeld.

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Protokoll

Alle Tierversuche wurden in Übereinstimmung mit den Richtlinien für die Pflege und Verwendung von Labortieren durchgeführt und vom Institutional Animal Care and Use Committee des Brigham and Women's Hospital genehmigt.

1. Vorbereitung der Tiere

HINWEIS: Die Wahl des Mausgeschlechts sollte mit den Zielen der Studie übereinstimmen, denn obwohl ACLT bei beiden Geschlechtern zuverlässig PTOA induziert, können der Schweregrad und das Fortschreiten unterschiedlich sein.

  1. Anästhesievorbereitung: Bereiten Sie im Voraus Ketamin-Xylazin (KX) Anästhesielösung vor.
    HINWEIS: Eine Inhalationsanästhesie (2% Isofluran) kann ebenfalls verwendet werden.
  2. Chirurgische Kontrollen: Verwenden Sie eine separate altersangepasste, scheinoperierte Gruppe als chirurgische Kontrolle.
    HINWEIS: Das kontralaterale Knie sollte nicht als Scheinkontrolle dienen, da dies Bedenken hinsichtlich des Tierschutzes aufwerfen kann. Es kann jedoch als gesunde, unverletzte Kontrolle verwendet werden, um den Ausgangszustand der Gelenke in gepaarten Analysen zu ermitteln.
  3. Altersauswahl der Tiere: Verwenden Sie 8 Wochen alte Mäuse, um das typische Alter widerzuspiegeln, in dem ACL-Risse am häufigsten auftreten. Jede skelettreife Maus kann sich diesem Verfahren jedoch unterziehen.

2. Präoperative Pflege

HINWEIS: Wenn die Mäuse aus einer anderen Einrichtung transportiert werden, warten Sie mindestens 1 Woche, bis sie sich an ihre neue Umgebung gewöhnt haben, bevor Sie eine Operation durchführen.

  1. Stellen Sie sicher, dass die Operation aseptisch durchgeführt wird, wobei alle Oberflächen sterilisiert sind (z. B. Verwendung steriler Abdecktücher zur Abdeckung der Operationsbereiche), und stellen Sie sicher, dass sterile Instrumente und geeignete chirurgische persönliche Schutzausrüstung (PSA) verwendet werden.
  2. Induzieren Sie eine Anästhesie durch Verabreichung einer intraperitonealen Injektion von Ketamin (100 mg/kg) und Xylazin (10 mg/kg).
  3. Nach der Betäubung tragen Sie Augenschmiermittel auf und rasieren Sie das Fell über dem zu operierenden Knie, indem Sie die Vorder- und Seitenseiten von der Mitte des Schienbeins bis zur Mitte des Oberschenkels mit einer kleinen Haarschneidemaschine abdecken.
    HINWEIS: Die Auswahl des Knies der hinteren Gliedmaßen liegt im Ermessen des Forschers, basierend auf der Leichtigkeit der Operation
  4. Stellen Sie sicher, dass die Maus vollständig betäubt ist und nicht auf den Zehenklemmreflex reagiert.
  5. Desinfizieren Sie die exponierte Haut, indem Sie einen antibakteriellen Hautreiniger (z. B. Betadin und 70% Alkohol) auftragen.
  6. Verabreichen Sie ein Opioid-Analgetikum (z. B. 0,05 mg/kg Buprenorphin) subkutan zur präventiven Analgesie.
    HINWEIS: Das Analgetikum sollte entweder eine Formel mit verlängerter Freisetzung sein, um eine analgetische Wirkung für 72 Stunden nach der Operation zu erzielen, oder es sollte während dieses Zeitraums regelmäßig verabreicht werden, um die Schmerzen während der Genesung zu lindern.
  7. Verabreichen Sie ein NSAID (z. B. 5 mg/kg Meloxicam) wie empfohlen, es sei denn, die NSAID-Verabreichung beeinträchtigt das interessierende Ergebnis.
  8. Positionieren Sie die Maus auf der Rückenseite unter einem Präpariermikroskop. Stellen Sie sicher, dass das zu operierende Knie nach oben und innerhalb des Sichtfelds des Mikroskops zeigt.
  9. Decken Sie die Maus mit einem sterilen Tuch ab und lassen Sie eine kleine Schlüssellochöffnung.
  10. Positionieren Sie das zu operierende Bein mit dem Knie in einem Winkel von ca. 90° und der Kniescheibe nach oben. Verwenden Sie ein chirurgisches Klebeband, um das Knie in einer gebeugten Position zu halten.

3. Durchtrennung des vorderen Kreuzbandes

  1. Stellen Sie das Mikroskop so ein, dass es auf die Patella fokussiert.
  2. Kneifen Sie mit einer Pinzette die Haut über die Patella und machen Sie mit einer chirurgischen Schere einen kleinen Mittellinien-Längsschnitt über dem Knie. Verlängern Sie den Schnitt auf ca. 1 cm und ziehen Sie die Haut zurück, um die Patellasehne freizulegen (Abbildung 1A).
  3. Beuge das Knie um ca. 120°. Verwenden Sie die nicht-dominante Hand, um die Kniebeugung aufrechtzuerhalten und die Hautränder zurückgezogen zu halten, was die Visualisierung der Patellasehne erleichtert (Abbildung 1B).
  4. Identifizieren Sie den medialen Rand der Patellasehne und machen Sie einen Schnitt mit einer Klinge Nr. 11 entlang dieses Randes, der sich von seinem Mittelpunkt bis zum oberen Pol der Patella erstreckt, um die Gelenkkapsel zu öffnen (Abbildungen 1C-E).
    HINWEIS: Wenn Blutungen auftreten, üben Sie 5-10 s lang leichten Druck mit einem sterilen Wattestäbchen aus, um die Blutstillung zu kontrollieren.
  5. Fassen Sie die Patellasehne vorsichtig mit einer Zange mit stumpfer Spitze, heben Sie sie leicht nach oben und verschieben Sie sie zur Seite, um die Patella zu verrenken und das Kniegelenk vollständig freizulegen (Abbildung 1F).
  6. In diesem Stadium ist das infrapatellare Fettpolster (IFP) sichtbar (Abbildung 2A). Verschieben Sie mit einer Zange mit stumpfer Spitze vorsichtig den medialen Teil des IFP, um das ACL freizulegen und gleichzeitig die Integrität des IFP zu erhalten (Abbildung 2B).
    HINWEIS: Eine vollständige Entfernung des IFP wird vermieden, da es eine Rolle bei der Produktion von Entzündungsmarkern spielt. Da sich dieses Modell auf die Untersuchung der Entzündungsreaktion nach einer Verletzung konzentriert, die zu PTOA führt, wird die Beibehaltung des IFP bevorzugt. Wenn Blutungen auftreten, üben Sie mit einem sterilen Wattestäbchen 5-10 s lang sanften Druck aus, um die Blutstillung zu kontrollieren.
  7. Während Sie das Knie in einer 120°-Flexion halten, identifizieren Sie das ACL, das sich von der Innenfläche des lateralen Femurkondylus bis zur Mitte des Tibiaplateaus erstreckt (Abbildung 2C, D).
  8. Transezieren Sie das ACL vorsichtig mit einer mikrochirurgischen Schere unter dem Mikroskop und stellen Sie sicher, dass der umgebende Knorpel, der Meniskus und andere Bänder intakt bleiben (Abbildung 2E). Das ACLT-Modell ist zu diesem Zeitpunkt abgeschlossen. In einigen Fällen können die Überreste der durchtrennten ACL sichtbar gemacht werden (Abbildung 2F).
  9. Bestätigen Sie die ACL-Durchtrennung, indem Sie einen Front-Posterior-Schubladentest durchführen. Beugen Sie das Knie um ca. 90°, stabilisieren Sie die proximale Tibia mit den Fingern und üben Sie mit einer stumpfen Pinzette sanft eine hintere Kraft auf den distalen Femur aus. Die posteriore Translation des distalen Femurs bestätigt die erfolgreiche ACLT (Abbildung 3).
  10. Positionieren Sie die Patella und die Patellasehne wieder in ihre anatomische Position, indem Sie sie leicht anheben und medial verschieben (Abbildung 4A, B). Verschließen Sie die Gelenkkapsel mit einem einzigen Stich mit resorbierbaren 6-0-Nähten und befestigen Sie den Muskel, der die Patella umgibt, mit dem angrenzenden medialen Muskelgewebe. Dann verschließen Sie die Haut mit 2-3 Stichen mit resorbierbaren 6-0-Nähten (Abbildung 4C).
  11. Für die Scheinoperation führen Sie das gleiche Verfahren durch, jedoch ohne das ACL zu durchtrennen. Öffnen Sie die Gelenkkapsel und verrenken Sie die Patella und das IFP wie beschrieben. Visualisieren Sie das ACL, ohne es zu durchschneiden, ersetzen Sie dann die Patella und das IFP und schließen Sie die Gelenkkapsel und die Haut.

4. Nachsorge

  1. Legen Sie die Maus nach der Operation auf ein Wärmekissen und lassen Sie sie sich von der Narkose erholen, bis sie vollständig bei Bewusstsein ist.
  2. Sobald die Maus vollständig gehfähig ist, setzen Sie sie zur Genesung in einen sauberen Käfig mit frischer Einstreu um.
  3. Überwachen Sie die Maus in den ersten 72 Stunden nach der Operation engmaschig auf Anzeichen von Schmerzen oder Beschwerden, einschließlich: Veränderungen des Körpergewichts (in der Regel nicht mehr als eine Abnahme um 5 %), verminderte oder übermäßige Fellpflege um die Inzisionsstelle, Anzeichen einer allgemeinen Verschlechterung des Gesundheitszustands (wie z. B. gebeugte Haltung, Grimassen im Gesicht oder abnormale Atmung) und Wundinfektionen (einschließlich Schwellungen, Entladung oder Wunddehiszenz). Wenn Meloxicam angewendet wird, verabreichen Sie es alle 24 Stunden für 48 Stunden.
  4. Nach den ersten 72 Stunden nach der Operation ist die Maus wie gewohnt bis zum interessierenden Endpunkt auf der Grundlage des Studiendesigns zu halten.

5. Beurteilung der Kniegröße (Ödeme)

  1. Beurteilen Sie das Knieödem, indem Sie die mediolaterale Breite des Knies mit einem Messschieber messen (für präzise und kontrollierte Messungen wird ein digitaler Messschieber mit einem Rändelrad mit Feineinstellung empfohlen). Messen Sie ein lebendes Tier oder eine Obduktion. Schließen Sie den Bremssattel allmählich, bis er sanft die medialen und lateralen Ränder des Knies berührt.
    HINWEIS: Obwohl der Messschieber eng anliegen sollte, muss darauf geachtet werden, keinen übermäßigen Druck auszuüben, da dies das Knie zusammendrücken und die gemessene Breite künstlich verringern könnte, was zu ungenauen Ergebnissen führen könnte. Ziel ist es, den Bremssattel richtig zu halten, ohne das Knie sichtbar zu drücken. Die Straffung sollte aufhören, sobald weitere Anpassungen beginnen, um die Größe des Knies zu verringern (Abbildung 5).
  2. Positionieren Sie das anästhesierte oder eingeschläferte Tier dorsal auf einer ebenen Fläche und stellen Sie sicher, dass das Knie nach oben zeigt. Beugen Sie das Knie um ca. 90° und halten Sie diese Position. Um das Knie in Beugung zu halten, sichern Sie das Bein mit chirurgischem Klebeband oder, wenn Sie nach der Euthanasie eine Präpariernadel durchführen. Messen Sie die Breite des Knies mit dem Messschieber wie beschrieben.
  3. Wenn eine Anästhesie nicht bevorzugt wird, können Sie alternativ Messungen mit mehreren Personen durchführen, so dass eine Person das Tier sanft zurückhalten kann, während die andere die Kniebreite misst.
  4. Um die Zuverlässigkeit zu gewährleisten, messen Sie jedes Knie mindestens zweimal. Wenden Sie die gleiche Technik sowohl auf das verletzte als auch auf das kontralaterale (unverletzte) Knie an. Melden Sie die Daten als Differenz zwischen den beiden Knien (Delta-Kniegröße), nicht als absolute Werte, was die Variabilität aufgrund der Messtechnik und der Schwankungen in der individuellen Mausgröße reduziert.

6. Entnahme von Synovialflüssigkeit (Kniegelenkspülung)

  1. Euthanasieren Sie das Tier mit einer zugelassenen Methode gemäß den nationalen Zulassungsvorschriften, lokalen Richtlinien und Versuchsprotokollen. In dieser Studie wurde die Euthanasie mit CO2 -Erstickung durchgeführt, gefolgt von einer Gebärmutterhalsluxation.
  2. Legen Sie das Kniegelenk frei, indem Sie einen vorderen Längsschnitt über dem Knie vornehmen und die Haut und das darunter liegende Gewebe präparieren, um die Patellasehne und die Patella vollständig freizulegen.
  3. Öffnen Sie mit einer Klinge Nr. 11 die Gelenkkapsel entlang der medialen Seite des Patellabandes, die sich von seinem Mittelpunkt bis zum oberen Rand der Kniescheibe erstreckt (Abbildung 6A, B).
  4. Verschieben Sie die Patella, indem Sie sie vorsichtig seitlich bewegen, um Zugang zum Gelenkspalt zu erhalten, und achten Sie darauf, dass die umliegenden Strukturen nicht beschädigt werden.
  5. Beugen Sie das Knie um ca. 120°, um sicherzustellen, dass die Gelenkhöhle gut für die Spülung positioniert ist, um die Sammlung von Synovialflüssigkeit zu erleichtern (Abbildung 6C).
  6. Füllen Sie ein Röhrchen mit 100 μl phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) bei Raumtemperatur vor.
  7. Führen Sie mit einer P10-Pipette serielle Kniespülungen mit 2,5 μl PBS bei Raumtemperatur durch (Abbildung 6D-F) und geben Sie es in das vorgefüllte Röhrchen, für insgesamt 8 Wiederholungen. Das kumulative Volumen der Kniespülflüssigkeit sollte 120 μl erreichen.
  8. Die Kniespülflüssigkeit wird 5 min lang bei 4 °C bei 240 g zentrifugiert, um die zellulären Bestandteile vom Überstand zu trennen.
    HINWEIS: Die zellulären Komponenten können für die Zellzählung, die CytoSpin-Analyse oder die Durchflusszytometrie verwendet werden. Für die durchflusszytometrische Analyse kann das Poolen von Proben mehrerer Tiere erforderlich sein, um genügend Zellen für eine genaue Analyse zu erhalten.
  9. Lagern Sie den Überstand für zukünftige Analysen bei -80 °C.
    HINWEIS: In dieser Studie wurde der Überstand für die Multiplex-Analyse von proinflammatorischen Zytokinen und Matrix-Metalloproteasen (MMPs) verwendet.

7. MicroCT-Analyse (PTOA-Schweregrad im distalen Femur)

  1. Probenvorbereitung: Nach der Entnahme der Synovialflüssigkeit werden die tibiofemoralen Gelenke entnommen, indem der distale Femur und die proximale Tibia sorgfältig präpariert werden, um sicherzustellen, dass die Integrität der Gelenke erhalten bleibt.
    HINWEIS: Entfernen Sie überschüssiges Muskelgewebe, das das Knie umgibt, aber seien Sie vorsichtig, um die Integrität der Knochenstruktur zu erhalten. Bewahren Sie das Synovialgewebe, wenn die Synovitis histologisch analysiert wird. Ernte unabhängig, wenn pro-inflammatorische Marker mittels qPCR ausgewertet werden.
  2. Fixieren Sie die Proben 5 Tage lang in 4 % Paraformaldehyd (PFA) bei 4 °C. Übertragen Sie sie auf 70 % Ethanol und lagern Sie sie bei 4 °C.
  3. Führen Sie hochauflösende microCT-Scans mit den folgenden Parametern durch: isotrope Voxelgröße von 7 μm, Röntgenröhrenspannung von 55 kVp, Strom von 0,145 mA, Integrationszeit von 600 ms pro Projektion.
  4. Exportieren Sie die microCT-Daten nach dem Scannen als DICOM-Dateien zur weiteren Analyse.
  5. Laden Sie DICOM-Dateien in eine Bildverarbeitungssoftware zur Visualisierung, 3D-Rekonstruktion und Analyse.
  6. Verwenden Sie das 3D-Rekonstruktionstool, um alle Regionen des Knies zu beurteilen, und identifizieren Sie in der sagittalen Ansicht des distalen Femurs vier interessante Regionen (ROIs) von posterior nach anterior für die Bewertung (Abbildung 9)19 Die hintere Mulde der Wachstumsfuge, die hintere Seite der Wachstumsfugenspitze, die vordere Seite der Wachstumsfugenspitze, und vordere Wanne der Wachstumsfuge.
  7. Sobald ein ROI identifiziert wurde, wählen Sie ein entsprechendes Bild in der koronalen Ansicht aus. Wiederholen Sie den Vorgang für jeden ROI für insgesamt vier Bilder für jedes tibiofemorale Gelenk.
  8. Speichern Sie Bilder als verblindete Dateien für eine unvoreingenommene Analyse.
  9. Schweregrad der PTOA auf koronalen MikroCT-Bildern, wie zuvor berichtet19. Kurz gesagt, dieses semi-quantitative Scoring-System bewertet die Femurasymmetrie, das Vorhandensein und die Größe von Osteophyten und die Abflachung des Femurkondylus an vier anatomischen Stellen. Bewerten Sie dann jede Website auf einer Skala von 0 bis 6, wobei 6 die schwerwiegendste ist, um eine mögliche Gesamtpunktzahl von 24 zu erhalten. Lassen Sie mindestens zwei unabhängige, verblindete Prüfer die Website bewerten und den Durchschnitt der Punktzahlen für die Endnote bilden.
    HINWEIS: Zwei unabhängige Untersucher sollten microCT-Bilder auswerten, und die Untersucher müssen für experimentelle Bedingungen verblindet werden, um Verzerrungen zu reduzieren. Die endgültige PTOA-Punktzahl wird durch den Durchschnitt der Noten beider Prüfer ermittelt.

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Ergebnisse

Das ACLT-Verfahren ist eine effektive und reproduzierbare Operationsmethode zur Induktion von Arthrose im Nagetierknie. Nachdem das ACLT-Verfahren unter sterilen Bedingungen durchgeführt wurde, zeigten die Mäuse keine Anzeichen von Stress oder Infektion an der Inzisionsstelle und bewegten sich frei ohne Anzeichen von Lahmheit in der operierten Extremität.

Die Kniegröße wurde gemessen, um das Knieödem nach ACLT zu überwachen (Abbildung 7A). Um die Variation der Mau...

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Diskussion

Diese Technikbeschreibung bietet eine detaillierte chirurgische Methode zur Induktion von ACL-Verletzungen bei Mäusen durch Durchtrennen des ACL und bietet ein kontrolliertes Modell für die Untersuchung von PTOA. Das chirurgische Modell ACLT ist ein weit verbreiteter präklinischer Ansatz zur Induktion von PTOA und repliziert effektiv wichtige pathologische Merkmale, die bei menschlichen ACL-Verletzungen beobachtet werden, einschließlich veränderter Gelenkbiomechanik, Synovialentzündung u...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1x phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)CytivaSH30256.02
4% ParaformaldehydFisher ScientificAAJ19943K2
70% EthanolFisher ScientificBP82031GAL
Resorbierbare 6-0 NähtePatterson Veterinärversorgung07-893-1916
Zange mit stumpfer Spitze Werkzeuge für die Feinwissenschaft11051-10
WattestäbchenFisher Scientific22-029-685
Mikroskop zum SezierenLeica MikrosystemeM165 FC
ElektrorasiererBraintree Wissenschaftlich CLP-9961
Ethanol-TücherFisher Scientific22-246073
Ethiqa XR (Buprenorphin SR)Covertus721171,3 mg/ml
Gleitgel für die AugenPatterson VeterinärversorgungNC1701236 
Feine SchereWerkzeuge für die Feinwissenschaft14061-10
WärmekissenFisher ScientificNC1061604
HorosHoroshorosproject.org
Isofluran Patterson Veterinärversorgung07-890-8115
KetaminPatterson Veterinärversorgung07-890-8598
MeloxicamPatterson Veterinärversorgung07-893-75655 mg/ml
Multiplex-AssayMesoScaleDiscoveryK15069M-1
NadelhalterCodman36-2000
Nr. 11 Skalpell Werkzeuge für die Feinwissenschaft10011-00
P10-PipetteGilsonF144055M
P10 PipettenspitzenFisher Scientific02-707-439
Povidon-Jod-TupferMedlineMDS093901ZZ
Scanco Medizin & Mikro; CT-35 SystemScancohttps://www.scanco.ch/systems-overview.html7&dünnsp; &Mikro; m Voxelgröße, 55 kVp, 0,145  mA, 600&dünnsp; Frau
Sterile AbdecktücherMcKesson AllgemeinmedizinNC2032042
Chirurgische GesichtsmaskeFisher Scientific18-048-010
OP-HandschuheZugabe7823PF
Chirurgisches KlebebandPatterson Veterinärversorgung07-888-0614
SpritzenBD3096231 mL
Vannas FederschereWelt Präzisionsinstrumente5017783 mm Klingen
Nonius-CapilerNeiko 01407A
Xylazin Patterson Veterinärversorgung07-893-8424

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