Methodenartikel

Elektrophysiologische Methoden zur Beurteilung der peripheren Schmerzblockade bei einer anästhesierten Ratte

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DOI:

10.3791/68740

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21. November 2025

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1Department of Physical Medicine and Rehabiliation, The MetroHealth System, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Case Western Reserve University School of Medicine

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier präsentieren wir eine Methode zur Bewertung der Aktivierung und Blockade sensorischer Axone in peripheren Nerven in akuten, anästhesisierten, in vivo Rattenexperimenten mit zwei Arten von spinalen elektrophysiologischen Messungen, die die Aktivität von Nervenfasersubtypen unterscheiden können: lokale Feldpotenziale und Wide Dynamic Range Einzelneuronenaufnahmen.

Zusammenfassung

In vivo können elektrophysiologische Aufnahmen aus dem lumbalen Bereich der Rattenwirbelsäule verwendet werden, um die Aktivierung sensorischer neuronaler Signale in den Hintergliedmaßen sowie die Wirksamkeit therapeutischer Interventionen zur Unterbrechung aufsteigender Schmerzsignale zu untersuchen.

Hier beschreiben wir die chirurgischen Eingriffe (Laminektomie und Ischias-Exposition), Datenerhebung und Analyse zweier komplementärer elektrophysiologischer Signale: lokale Feldpotentialaufzeichnungen und großflächige Dynamikbereich-Einzelneuronen-Aufnahmen. Beide unterscheiden die Aktivierung von Nervenfaser-Unterklassen basierend auf der Leitungsgeschwindigkeit relativ zu einem elektrischen Stimulationsimpuls.

Lokale Feldpotentiale (LFP) können zwischen A-α/β- und C-Nervenfasern unterscheiden, können jedoch keine Aδ-Aktivität nachweisen. Sie liefern Informationen über die globale Aktivierung des gesamten Ischias. Nach elektrischer direkter Stimulation des Ischiasnervs mit einer J-Manschetten-ähnlichen bipolaren Elektrode werden Flächenmessungen unter der Kurve der beiden Tränge berechnet, die jeweils zu jeder Komponente gehören.

Wide Dynamic Range (WDR)-Einzelneuronaufnahmen bewerten die Aktivität einer Teilmenge der Ischiasaktivierung und können die Typen von Aα/β, Aδ und C-Fasern unterscheiden. Die elektrische Stimulation kann direkt auf den Ischias angewendet werden, wie bei LFP, oder über Nadelelektroden, die in der Plantaroberfläche der Hinterpfote eingesetzt werden. Dieses höherfrequente Signal erzeugt hohe Signal-Rausch-Aktionspotentialspitzen. Spike-Counts innerhalb vordefinierter Latenzfenster spiegeln das Aktivitätsniveau der verschiedenen Fasertypen wider.

Bis heute wurden diese Techniken verwendet, um die zeitlichen Eigenschaften von drei verschiedenen Schmerzblockade-Modalitäten zu bewerten: Gleichstrom-Nervenblockade mit einer maßgeschneiderten Carbon Separated Nerve Interface Electrode (CSINE), Kilohertz-Frequenzwechselstrom und Photobiomodulation mit einem 830-nm-Laser. Diese chirurgische Präparation wurde für Nervenblockade-Eingriffe von bis zu 5 Stunden eingesetzt.

Einleitung

Die direkte Blockierung von Schmerzsignalen in peripheren Nerven vor dem Erreichen des Rückenmarks birgt Potenzial für verschiedene Schmerztherapieanwendungen, wie etwa Kniearthrose und Phantomgliedmaßensyndromnach der Amputation 1,2,3,4. Im Allgemeinen würden solche Schmerztherapie-Interventionen die systemischen Nebenwirkungen, die in aktuellen pharmazeutischen Anästhetika und Schmerzmitteln 1,2 beobachtet sind, reduzieren oder eliminieren.

Zwei Arten komplementärer elektrophysiologischer Messungen können vom lumbalen Rückenmark aufgezeichnet werden, um die periphere sensorische Aktivierung zu beurteilen: lokale Feldpotenziale (LFP)3,4 und Wide Dynamic Range (WDR)5,6,7 Einzelneuronenaufnahmen. LFP kann von den dorsalen Säulen aus der Wirbelsäule nachgewiesen werden. Sie werden verwendet, um die Aktivierung des gesamten Ischiasnervs zu messen; das LFP repräsentiert die Reaktionen vieler Zellen, einschließlich exzitatorischer postsynaptischer Potenziale in den Dendriten und Aktionspotentiale, die von den Soma- und Axonenden aufgezeichnet werden. Sie wurden verwendet, um Rückenmarksneuroplastizität3 und die schmerzlindernden Effekte der elektrischen Rückenmarksstimulation8 zu untersuchen. Aus den LFP-Signalen kann man die Amplitude großer, myelinisierter Aα/β sowie die Amplitude unmyelinisierter C-Fasern3 messen. WDR-Neuronen befinden sich im dorsalen Horn des L4- und L5-Rückenmarks. Diese Neuronen sind multirezeptiv; sie empfangen und übertragen getreu Eingaben von allen Unterklassen sensorischer Neuronen: nozizeptiven Aδ- und C-Fasern sowie nicht-nozizeptiven Aα/β-Fasern 7,9,10,11. Daher liefert die Aktivität der WDR-Neuronen basierend auf der Latenz in Bezug auf den sensorischen Reiz detaillierte Informationen über periphere sensorische Aktivität5. Solche Aufzeichnungen wurden zuvor verwendet, um den sensorischen Block mittels Gleichstrom (DC)9 und Kilohertzfrequenzwechselstrom (KHFAC)10 zu bewerten. Beide Techniken nutzen die Latenz der aufgezeichneten Signale, um zwischen den verschiedenen Unterklassen sensorischer peripherer Nervenfasern zu unterscheiden; Dies liegt an den unterschiedlichen Leitungsgeschwindigkeiten der Unterklassen derNervenfasern 12. Die Signale ergänzen sich, weil LFP-Aufzeichnungen die Aktivität des gesamten Ischiasnervs widerspiegeln, aber nur Aα/β von C-Fasern unterscheiden und Aδ13,14 nicht nachweisen. Gleichzeitig spiegeln WDR-Aufzeichnungen die Aktivität einer Unterpopulation der Ischiasfasern wider, können jedoch Aα/β, Aδ und C-Fasern 7,9,10,11 unterscheiden. Dieser Nachteil kann durch Mehrkontakt-Elektrodenarrays überwunden werden, um gleichzeitig mehrere WDR-Neuronen aufzuzeichnen.

Verschiedene Subtypen peripherer Nervenfasern übertragen unterschiedliche Arten von sensorischen oder motorischen Signalen. Zum Beispiel übertragen große, myelinisierte Sinnesfasern taktile Signale, während kleinere, nicht myelinisierte Fasern Schmerzsignale 16,17,18 übertragen. Bei der Bewertung von Nervenblockadetechnologien ist es wichtig zu verstehen, welche Fasersubtypen hauptsächlich betroffen sind, da es klinisch vorteilhaft wäre, Schmerzsignale zu blockieren und gleichzeitig die taktile Empfindung zu erhalten. Darüber hinaus wurden komplexe temporale Eigenschaften der peripheren Nervenblockade beobachtet. Zum Beispiel blockiert das lokale Anästhetikum Lidocain zunächst nur unmyelinisierte C-Fasern und blockiert dann später myelinisierte Fasern. Nach einer vollständigen Blockade aller Nervenfasern mit Lidocain wurden auch Unterschiede im Fasertyp bei der Erholung von Block20 beobachtet. Die hier beschriebene elektrophysiologische Technik ermöglicht es Forschern, die zeitlichen Eigenschaften peripherer Nervenblockade-Methoden an den verschiedenen Subpopulationen sensorischer Nervenfasern zu erläutern. Bis heute haben wir diese Methode verwendet, um den Block mit Gleichstrom-Block21,22, Kilohertz-Frequenzwechselstrom-Block23 und Photobiomodulation mit Nahinfrarotwellenlängen24,25 zu bewerten. Diese Techniken wären auch geeignet, um andere Interventionen zu untersuchen, die lokal auf einen peripheren Nerv wirken, wie Kälte-, Wärme- und chemische Injektionen 26,27,28.

Die Beurteilung peripherer Nerventherapien verwendet häufig Krankheitsmodelle von entzündlichen29 oder neuropathischen Schmerzen30 in Kombination mit Verhaltenstests zur mechanischen und thermischen Überempfindlichkeit31. Die hier beschriebenen elektrophysiologischen Methoden können die Veränderungen der neuronalen Aktivität quantifizieren, die zu einer Reduktion des Schmerzempfindens beitragen würden. Darüber hinaus können sie nützliche Daten über unerwünschte Effekte einer peripheren Nervenblockade liefern, wie etwa die Blockade großer sensorischer Fasern, die an der taktilen Empfindung beteiligt sind.

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Protokoll

Dieses Protokoll mit Tierversuchen wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Case Western Reserve University (CWRU) genehmigt. Die Case Western Reserve University ist eine von der AAALAC akkreditierte Institution und entspricht den entsprechenden bundesstaatlichen, staatlichen und lokalen Gesetzen und Vorschriften sowie institutionellen Richtlinien. Unsere Forschungsgruppe wurde von CWRU-Mitarbeitern ausgebildet und zertifiziert. Bei der Arbeit an von der IACUC genehmigten Protokollen halten wir uns an die Richtlinien des Public Health Service und den Leitfaden für die Pflege und Nutzung von Labortieren (8. Auflage)32.

HINWEIS: Die hier beschriebenen Parameter für Beatmung, Anästhesie und andere Arzneimittelverabreichung wurden erfolgreich bei erwachsenen Ratten beiderlei Geschlechts im Gewichtsbereich von 350–500 g verwendet.

1. Anästhesie und Belüftung

  1. Anästhesie in einer versiegelten Acrylbox mit 5 % Isofluran einleiten. Sobald die Ratte völlig bewusstlos ist, wechsel zu einem Nasenkegel zum Rasieren. Mit elektrischen Haarschern entfernen Sie das Fell vom Rücken und dem linken Hinterbein vom Beinenkamm bis zum Kniegelenk.
    HINWEIS: Die Ratte ist bereit für die Intubation, wenn eine spontane Atmung mit einer Frequenz von 15–30 Atemzügen pro Minute erfolgt.
  2. Intubieren Sie die Ratte in Rückenlage mit der Scheide aus einem 14-G-Angiokatheter IV-Katheter (ein 16-G-Katheter ist für kleinere Tiere geeigneter) und einem Laryngoskop mit einer Miller-Klinge in Größe 0 oder 00.
  3. Um die Sichtbarkeit der Stimmbänder zu verbessern, stützen Sie die Zunge vorsichtig mit einer nicht drückenden Zange an. Validiere die Intubation durch Brustexkursion und Belüftungsrate, die mit der Rate der Brusterhöhung zusammenfällt.
  4. Verwenden Sie Überdruckventilation mit einer Schlagfrequenz von 60/min und einem Hubvolumen von 3-5 cm³/Schlag, wobei die Isoflurankonzentration bei 1%-3 % bleibt.
  5. Katheterisieren Sie eine laterale Schwanzvene mit einem 22-G-Intravenösen Katheter. Um die Sichtbarkeit zu verbessern, reinigen Sie die Schwanzvene auf der Seitenseite des Schwanzes mit lauwarmem Wasser und 70 % Isopropylalkohol.
  6. Injizieren Sie etwa 1 ml sterile Kochsalzlösung, während Sie den Durchfluss durch den Katheter sorgfältig überwachen. Jedes Ödem weist auf eine falsche Platzierung des Katheters hin.
  7. Verbinden Sie mit Polyethylenschlauch den eingesetzten Katheter mit einer Spritze aus Rocuroniumlösung (2 mg/ml), die in einem Spritzentreiber montiert ist. Beginnen Sie erst mit der Infusion, wenn Sie bereit sind, Rückenmarksaufnahmen durchzuführen.

2. Operation

HINWEIS: Alle chirurgischen Eingriffe sollten an der Grundplatte eines stereotaxischen Kleintiergeräts durchgeführt werden. Der Rest der stereotaxischen Ausrüstung kann im Verlauf der Operation in Etappen zusammengebaut werden.

  1. Wirbelsäulenchirurgie
    1. Für einen rechtshändigen Chirurgen sollte man die Ratte mit dem Schwanz nach rechts und dem Kopf nach links positionieren. Ein linkshändiger Chirurg bevorzugt vielleicht, die Ratte mit dem Kopf nach rechts zu positionieren.
    2. Tasten Sie nach der schwanzsten Rippe an der linken Flanke der Ratte und folgen Sie ihr bis zur Wirbelsäule. Machen Sie mit einem Skalpell einen Mittellinienschnitt von etwa 60 mm mittig auf diesem Punkt.
    3. Verwenden Sie das Skalpell, um das Gewebe von den Dornvorläufen abzukratzen. Verwenden Sie eine Schere, um die Rippen freizulegen und die schwanzste Rippe zu lokalisieren.
    4. Mit der stumpfen Dissektionstechnik (Schere geschlossen einführen, dann die Schere öffnen, um das Gewebe zu trennen) bestätigen Sie die Schwanzrippe visuell und taktil. Verwenden Sie in diesem Schritt ein chirurgisches Mikroskop (3,5-45x Vergrößerung). Die Schwanzrippe verbindet sich mit dem rostralen Teil des T13-Wirbels. Markiere den T13-Stachelprozess mit einem Permanentmarker.
    5. Stabilisieren Sie die Wirbelsäule mit Spinalklemmen an den Wirbeln T11 und L4. Dazu verwenden Sie eine stumpfe Präparation, um auf beiden Seiten jedes Wirbels eine Tasche zu schaffen.
    6. Schieben Sie die beiden vertikalen Pfosten mit Basisbefestigungen in die T-Schiene der Stereotax-Plattform, richten Sie sich mit den T11- und L4-Wirbeln aus, aber ziehen Sie nicht fest. Setzen Sie die zylindrischen Schäfte der Wirbelklemmen in die Postklemmen ein, aber ziehen Sie nicht fest.
    7. Beginnen Sie mit T11 und halten Sie die Wirbelsäule mit einer gezahnten Zange fest, setzen Sie die Kiefer der Wirbelklemmen auf beiden Seiten der Wirbel, etwa 45° vom T13-Wirbel entfernt, und spannen Sie die Kiefer der Wirbelsäule an. Dann zieht man den Schaft der Wirbelsäulenklemme in der Postklemme fest. Wiederholen Sie diesen Vorgang für den L4-Wirbel.
    8. Heben Sie beide Postklemmen an, um die Wirbelsäule so anzuheben, dass der Oberkörper der Ratte durch die Wirbelsäulenklemmen gestützt wird (Abbildung 1A). Dies reduziert atmungsbedingte Bewegungsartefakte in den elektrophysiologischen Aufzeichnungen.
    9. Erkenne die rostro-kaudale Position der T13- und L1-Stachelfortsätze mit einzelnen Nähten in der Muskeloberfläche lateral zur Wirbelsäule.
      HINWEIS: Die Orientierungspunkte des dornigen Fortsatzes werden während der Laminektomie entfernt.
  2. Laminektomie
    1. Positionieren Sie den U-förmigen stereotaxischen Rahmen vorübergehend so, dass die horizontale Schiene genutzt werden kann, um die Handballen während dieses vorsichtigen Verfahrens abzulegen (Abbildung 1B). Er sollte vor der Ischiasoperation entfernt werden.
    2. Entfernen Sie Muskeln und Bindegewebe von der Oberfläche der Wirbelsäulen zwischen T12 und L3 mit Zahnzangen, Schere und Abkratzen mit einem Skalpell. Unter einem chirurgischen Mikroskop verwenden Sie Friedman-Pearson Rongeurs, um die Wirbellaminae von L2 bis T13 zu entfernen.
    3. Zu Beginn positioniere man die Rongeurs nahe horizontal und nimmt kleine Bissen vom schwanzigen Teil von L2, wo er L3 überlappt. Verlängern Sie die Laminektomie rostral, um die Mittellinie des Rückenmarks freizulegen, achten Sie darauf, den Druck auf das Rückenmark zu minimieren, und entfernen Sie regelmäßig Knochenfragmente von Rangern.
    4. Schließlich wird die Laminektomie seitlich um 2 mm auf jeder Seite der Mittellinie verlängert. Entfernen Sie die Dura Mater vom freiliegenden Rückenmark mit einer feinen Pinzette und einer Federschere.
    5. Zelte das Dura Mater, bevor du Schnitte vornimmst. Nach dem ersten Schnitt fließt eine kleine Menge Rückenmarksflüssigkeit aus der Dura Mater. Saugen Sie dies vorsichtig mit einem verdrehten Stück fusselfreiem Gewebe auf, bevor Sie den restlichen Abschnitt der Dura Mater entfernen.
    6. Decken Sie die Laminektomie bis zur elektrophysiologischen Aufzeichnungsphase mit einem Stück salzhaltigem Gewebe ab.
  3. Ischiasnerv-Operation
    1. Entfernen Sie den stereotaxischen U-förmigen Rahmen, um an das Bein des Tieres zu gelangen. Legen Sie den Ischiasnerv im mittleren Oberschenkel frei, indem Sie mit einem Skalpell einen Schnitt machen (Abbildung 1C). Bindegewebe vom Nerv durch eine stumpfe Dissektion entfernen. Die Menge des freiliegenden Nervs hängt davon ab, ob der Nerv elektrisch stimuliert wird.
    2. Platzieren Sie das Gerät für eine Nervenblockade neben dem freiliegenden Nerv. Stellen Sie sicher, dass sich die Stimulationselektrode und das Nervenblockadegerät beide nahe an dem Verzweigungspunkt befinden, an dem sich der Ischias in den Tibia-, Ural- und Peronealnervteilt 33. Ersetzen Sie den Stereotax-Rahmen und fügen Sie den Stereotax-Arm hinzu, um die elektrophysiologischen Aufnahmen vorzubereiten (Abbildung 1D).
    3. Führen Sie Stimulation für WDR-Neuronaufnahmen entweder an der Plantaroberfläche der Hinterpfote oder durch direkte Stimulation des Ischias-Gewebes mit einer Nervenmanschettenelektrode durch. Bei LFP-Aufnahmen wird die Stimulation durch direkte Stimulation des Nervs durchgeführt, da die Aktivierung durch Fußstimulation dazu führt, dass die C-Faser-Kerbe zu diffus wird, um sie zu erkennen.
    4. Wenn die sensorische Stimulation direkt auf den Ischiasnerv angewendet wird, wird eine maßgefertigte bipolare Platin-J-Manschetten-Elektrode um denNerv 34 angebracht, belichtete Kontaktgrößen 1 mm x 3 mm (vergleichbare Nervenmanschettenelektroden können von MicroProbes for Life Science, Gaithersburg, MD, oder World Precision Instruments, Sarasota, FL, individuell hergestellt werden).
    5. Für die effektivste direkte Nervenstimulation sollten Sie darauf achten, dass die Elektrode proximal zum Verzweigungspunkt liegt, an dem sich der Ischias in den Tibias-, Suralial- und Peronealnerv33 teilt.
    6. Für die Plantarstimulation setzen Sie zwei 13 mm Edelstahl-Nadelelektroden ein, innerhalb der 5. und außerhalb der 4. Ziffer, nahe der Plantaroberfläche.

3. Elektrische Stimulation

  1. Bei Nervenmanschettenstimulation beginnen Sie mit der systemischen Infusion der Rocuroniumlösung (2 mg/mL mit einer Rate von 1–1,4 mL/h). Die systemische Infusion von Rocuronium sollte innerhalb von 30 bis 60 Sekunden wirken. Achte auf stimulationsbezogene Bewegungen in der Hinterpfote und passe die Infusionsrate nach Bedarf an, um sicherzustellen, dass jegliche Bewegung eliminiert wird.
  2. Wenden Sie eine stromgesteuerte elektrische Stimulation entweder auf die Plantaroberfläche des Fußes oder den Ischiasnerv mit einem biphasischen rechteckigen isolierten Pulsstimulator an, wobei Stimulationsparameter verwendet werden: Pulsbreite 1–5 ms, Pulsfrequenz 0,1–0,2 Hz, Amplitude 1–10 mA von Spitze zu Spitze.
  3. Passen Sie die Stimulationsparameter während der im folgenden Abschnitt beschriebenen elektrophysiologischen Aufzeichnungen an, um eine maximale Stimulation aller Fasersubtypen sicherzustellen.
  4. Der Stimulator hat ein Ausgangssignal, das vom stromgesteuerten Stimulationsimpuls getrennt ist. Verbinden Sie dies mit dem Datenerfassungsgerät, um die elektrophysiologischen Daten mit dem Stimulationsimpuls zu synchronisieren. Weitere Details finden Sie im nächsten Abschnitt.

4. Elektrophysiologische Aufzeichnungen

  1. Führen Sie Spritznadeln (21 G, 1 1/2 Zoll) in den Muskel auf jeder Seite der Wirbelsäule, parallel zur Wirbelsäule. Verbinden Sie die Erdungsnadel mit dem Metallgehäuse jeder der Hauptstufen.
  2. Verbinden Sie die Referenznadel mit jedem der Referenzeingänge der Hauptstufen. Jeder der 8 Kanäle des Verstärkers hat seinen eigenen BNC-Ausgangsanschluss, der an einen separaten Analog-Digital-Kanal des Datenerfassungsgeräts angeschlossen ist.
  3. Digitalisieren Sie die Signale kontinuierlich (20 kHz Abtastfrequenz) und zeigen Sie sie an (Spike2-Software). Mit einem BNC-Kabel wird der Trigger-Pulsausgang (beschriftet 'TRIG OUT') vom isolierten Impulsstimulator mit einem der digitalen Eingangskanäle des Datenerfassungsgeräts verbunden.
  4. Richte in der Software den Trigger-Kanal so ein, dass er Ereignisse aufzeichnet. Dies ermöglicht die Analyse der LFP- oder WDR-Signale relativ zur Zeit jeder elektrischen Stimulation.
    HINWEIS: LFP- und WDR-Aufnahmen können mit demselben individuellen Mikroelektrodenarray gemacht werden (1 x 8 Multielektroden-Array, 500 μm Abstand zwischen den Wellen, 1 MΩ Impedanz, maßgefertigt). Durchdringungstiefe und Bandpassfiltereinstellungen des Verstärkers sind die wichtigsten Unterschiede zwischen den Signaltypen. Das Array wurde gehalten und mit dem Stereotax über einen maßgeschneiderten 3D-gedruckten Anschluss (Abbildung 2A) verbunden. Es gibt jedoch eine kommerziell erhältliche Alternative (Abbildung 2B, Standard-Elektrodenhalter [Materialtabelle]).
  5. Für LFPs wird das Array in der rostrocaudalen Richtung eingefügt, wobei die rostralste Elektrode auf Niveau mit der Naht den T13-Dornenfortsatz markiert, so nah wie möglich an der Mittellinie liegt, ohne das mittlere Blutgefäß zu beschädigen. Die stärksten Signale befinden sich zwischen der Kabeloberfläche und einer Tiefe von 300 μm.
  6. Stelle die Bandpassfilter am Verstärker auf 10–100 Hz mit 1.000-facher Verstärkung. Füge einen 60-Hz-Notch-Filter (oder 50 Hz, je nach geografischer Lage) hinzu, um das Netzrauschen zu entfernen. Die Signalstärke variiert je nach Array. Wählen Sie das beste Signal für eine weitere Analyse aus.
  7. WDR-Neuronen sind über die gesamte lumbale Vergrößerung des Rückenmarks verteilt, im dorsalen Horn von 600–1200 μm Tiefe und 200–800 μm lateral bis zur Mittellinie, ipsilateral zur Stimulation. Stellen Sie die Bandpassfilter am Verstärker auf 300–10.000 Hz mit 10.000-facher Verstärkung ein. Verwenden Sie für diese Aufnahmen ebenfalls einen Notch-Filter, wobei das Netzrauschen normalerweise vom Bandpassfilter entfernt wird.
  8. Passen Sie die Stimulationsparameter an, während Sie das elektrophysiologische Signal beobachten. Passen Sie die Stimulationsamplitude und Pulsbreite an, um eine maximale Aktivierung aller Nervenfaser-Subtypen sicherzustellen.
    HINWEIS: Große myelinierte Fasern (Aα/β) haben die niedrigsten Aktivierungsschwellen, gefolgt von kleinen myelinisierten Fasern (Aδ). Unmyelinisierte C-Fasern benötigen höhere Stimulationsimpulsbreiten und -amplituden, um durch elektrische Stimulation Aktionspotenziale zu erzeugen.
  9. Ausgehend von 1 ms Pulsbreite erhöht man die Amplitude, bis alle Komponenten des Signals sichtbar sind. Wenn die C-Fasern mit höherer Schwelle nicht sichtbar sind, erhöhen Sie die Stimulationsimpulsbreite.
  10. Für die LFP-Aufzeichnung beobachten Sie die kurze Latenz, niedrige Schwelle der A-Faser-Antwort zwischen 40-100 ms und die längere, hohe Schwellenwerte C-Faser-Antwort zwischen 150-350 ms (Abbildung 3B)3,8.
  11. Für WDR-Aufzeichnungen verwenden Sie folgende Post-Stimulus-Latenzen, um Nervenfaser-Subtypen zu identifizieren: Aα/β: 0 - 25 ms, Aδ: 25 - 100 ms und C: 100-500 ms (Abbildung 3C)5,6,7.

5. Periphere Nervenblockade

  1. Mit einer CO2-separaten Nervenschnittstellenelektrode (CSINE)21 wird 0,1–5 mA kathodischer Gleichstrom auf den Ischiasnerv geleitet, proximal zur stimulierenden Manschette (falls zutreffend). Beispielblockversuche von LFP- und WDR-Aufzeichnungen sind in Abbildung 4 und Abbildung 5 dargestellt.

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Ergebnisse

Die mit diesem Protokoll erzeugten Daten ermöglichen es, die relative Blockade für Unterklassen sensorischer Nervenfasern zu bestimmen. Außerdem können die zeitlichen Eigenschaften des Blocks bewertet werden; sowohl die Rate, mit der der Block induziert wird, als auch die Erholungsrate nach dem Ende des blockierenden Reizes35. Für die LFP-Messungen wird die Aktivierung der Fasern durch Berechnung der Fläche unter der Kurve für den spezifischen Zeitraum bestimmt, d...

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Diskussion

Diese Methode beschreibt die Sammlung von zwei komplementären elektrophysiologischen Signalen, die verwendet werden können, um die Wirksamkeit potenziell therapeutischer Interventionen zur Blockierung sensorischer Signale in peripheren Nerven zu messen.

Lokale Feldpotentiale (LFP) können aus den dorsalen Säulen der Wirbelsäule mit hochimpedanzartigen (1 MΩ) Mikroelektroden erfasst werden. Sie werden verwendet, um die Aktivierung des gesamten Ischiasnervs zu me...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von NIH NINDS R01NS116009 unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1 x 8 Multielektroden-Array, 500 & Mikro; m-Abstand zwischen den Wellen MikrosondenIndividuelles ProduktIndividuelles Mikroelektrodenarray 
14 G AngiokatheterBencton DickinsonSKU: 381164, GTIN: 382903811649
8-Kanal-BioverstärkerWeltpräzisionsinstrumenteISO-DAM8AKopf-Bühne
AmScope SM-6T Serie trinokulares Zoom-Stereomikroskop 3,5-45x Vergrößerung mit beweglichem Arm und RinglichtAmscopeSM-8TW2-144SChirurgisches Mikroskop
Datenerfassungsgerät Cambridge ElektronikdesignPower1401-3A
Dumont #5 PinzetteFeine wissenschaftliche Werkzeuge11251-20
Friedman-Pearson Rongeurs (1mm Körbchengröße)Feine wissenschaftliche Werkzeuge16021-14
Harvard-GerätebeatmungsgerätHarvard Apparatus Modell 683
Isofluran, USPPiramel Intensivpflege66794-017-25
LaryngoskopSarnova HC301-B802
Miller 00 Laryngoskop-KlingeSarnova HC301-B5100-20
Gepaarte subdermale NadelnRhythmLinkRLSND121-1,013 mm Edelstahl-Nadelelektroden 
Rocuroniumbromium, USPSolco43547-530-10
Spike2Cambridge Elektronikdesign
Rechteckwellen-isolierter Pulsstimulator AM-SystemsModell 2100Biphasischer rechteckiger isolierter Pulsstimulator
Stereotaxische Plattform  with  verstellbare Basishalterungen  mit Pfosten und KlemmeDavid Kopf InstrumenteModell 982
SureSite IV 22G x 1" Sicherheitskatheter MedlineDYNA2210022 G intravenöser Katheter 
SpritzentreiberCole ParmerModell 74900
Ultrapräziser Mikromanipulator
Auflösung von 10 Mikrometern		David Kopf InstrumenteModell 961
Universeller HalterDavid Kopf InstrumenteModell 1772  Alternativer 3D-gedruckter Steckverbinder 
U-förmiger stereotaxischer Rahmen David Kopf InstrumenteModell 1430
Vannas Federschere – 2 mm SchneideFeine wissenschaftliche Werkzeuge15000-03 
Wirbelklemmen David Kopf InstrumenteModell 986C 

Referenzen

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