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Methodenartikel

In vitro Intraluminale Gelinfusion: Ein fortschrittlicher Ansatz für die mikroskopische Analyse menschlicher Widerstandsarterien

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DOI:

10.3791/68773

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19. August 2025

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1Physiology Unit, Laboratory of Malaria and Vector Research, National Institute of Allergy and Infectious Diseases, 2Surgical Oncology Program, Center for Cancer Research, National Cancer Institute, 3Infectious Disease Pathogenesis Section, National Institute of Allergy and Infectious Diseases

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier stellen wir ein Protokoll zur Erhaltung der menschlichen arteriellen Architektur vor, indem gewebestabilisierendes Gel in das Gefäßlumen infundiert wird, bevor es für die molekulare oder histopathologische Analyse geschnitten wird.

Zusammenfassung

Widerstandsarterien, zu denen kleine Arterien und Arteriolen gehören, spielen eine wesentliche Rolle bei der Regulierung des Blutdrucks und der Gewebeperfusion. Eine Funktionsstörung dieser Arterien kann zu verschiedenen Herz-Kreislauf-Erkrankungen wie Bluthochdruck, Arteriosklerose und Herzinsuffizienz sowie zu neurovaskulären Erkrankungen führen. Die Untersuchung der menschlichen Resistenzarterien ist entscheidend, um die Mechanismen kardiovaskulärer Erkrankungen zu verstehen und zielgerichtete Therapiestrategien zu entwickeln. Diese Studie stellt eine innovative Methode zur Präparation isolierter humaner Widerstandsarterien vor, indem ein gewebestabilisierendes Gel in das Lumen infundiert wird, wobei ihre native Architektur und zelluläre Integrität erhalten bleibt. Humanes Omentalgewebe wurde von Patienten gewonnen, die sich einer Bauchoperation unterzogen, und kleine Widerstandsarterien (100-300 μm Durchmesser) wurden durch sorgfältige Mikrodissektion isoliert. Die Arterien wurden dann kanüliert, in einer Kulturmyographenkammer unter Druck gesetzt und mit 10 % neutral gepuffertem Formalin fixiert. In das Lumen der kanülierten Arterie wurde ein gewebestabilisierendes Gel infundiert, das sich verfestigen konnte, um die dreidimensionale Struktur zu erhalten. Histologische, immunhistochemische und Genexpressionsanalysen wurden durchgeführt, um den Erhalt der Arterien zu beurteilen. Histologische Schnitte zeigten die gut erhaltene strukturelle Integrität und natürliche Architektur der Arterien, wobei gut definierte endotheliale und glatte Muskelschichten erhalten blieben. Die immunhistochemische Färbung zeigte eine deutliche Lokalisation von Markern wie CD31 und α-glattem Muskelaktin. Die In-situ-Hybridisierung offenbarte spezifische Genexpressionsmuster, die Einblicke in die molekularen Mechanismen geben. Diese fortschrittliche Methode der intraluminalen Gelinfusion bietet erhebliche Vorteile und ermöglicht eine fortschrittliche Bildgebung und eine umfassende Analyse der arteriellen Struktur, des Umbaus und der zellulären Wechselwirkungen sowohl im gesunden als auch im kranken Zustand. Diese Methode hat das Potenzial, die klinische Diagnostik und die Therapiestrategien für Gefäßerkrankungen zu verbessern und damit ein wertvolles Werkzeug für die Weiterentwicklung der gefäßbiologischen Forschung zu sein.

Einleitung

Widerstandsarterien regulieren den Blutfluss und den Blutdruck und unterliegen signifikanten Veränderungen bei Erkrankungen wie Bluthochdruck, Diabetes und Arteriosklerose 1,2,3,4,5. Die Untersuchung der menschlichen Widerstandsarterien ist essentiell für das Verständnis kardiovaskulärer Pathologien und die Entwicklung zielgerichteter Therapien 6,7,8,9,10. Traditionelle Methoden zur Untersuchung von Blutgefäßen haben oft zu Artefakten und zum Verlust der dreidimensionalen Integrität geführt 10,11,12,13,14,15. Um diese Einschränkungen zu beheben, stellen wir eine innovative Methode zur Präparation isolierter humaner Widerstandsarterien vor, indem ein Gel in das Lumen infundiert wird, wodurch ihre ungefähre ex vivo und/oder in vivo Struktur erhalten bleibt.

Diese intraluminale Gelinfusionstechnik behält die natürliche Architektur der Arterien bei und ermöglicht eine genauere Darstellung ihres physiologischen Zustands. Durch die Stabilisierung der Gefäßstruktur ermöglicht diese Methode eine detaillierte Untersuchung des arteriellen Umbaus, der zellulären Struktur, der Mikrodomänen, der heterozellulären Verbindungen und der Gen-/Proteinexpression über verschiedene Zellschichten hinweg. Diese Technik ist besonders vorteilhaft, um zelltypspezifische Komponenten sowohl im gesunden als auch im kranken Zustand zu untersuchen.

Diese Technik wurde in unserer jüngsten Studie16 erfolgreich angewendet und hat ihre Wirksamkeit bei der Erhaltung der strukturellen und molekularen Integrität der menschlichen Widerstandsarterien unter Beweis gestellt, was eine fortschrittliche Bildgebung und umfassende Analyse ermöglicht. Der Erfolg dieser Anwendung hat uns dazu inspiriert, dieses detaillierte Protokoll für andere zu dokumentieren.

In diesem Methodenpapier beschreiben wir das Protokoll für die Aufbereitung isolierter humaner Resistenzarterien und deren Infusion mit einem biokompatiblen gewebestabilisierenden Gel (Tissue Guard Gel). Hier beschreiben wir die experimentelle Methode und veranschaulichen ihre Anwendungen für die Beurteilung der arteriellen Struktur und die Untersuchung von Gen- und Proteinexpressionsmustern in verschiedenen Zellschichten. Durch die Bereitstellung einer umfassenden und reproduzierbaren Technik zur Präparation menschlicher Widerstandsarterien wollen wir die kardiovaskuläre biologische Forschung vorantreiben, die Reproduzierbarkeit der Ergebnisse verbessern und zu neuen diagnostischen und therapeutischen Ansätzen für Herz-Kreislauf-Erkrankungen beitragen.

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Protokoll

Stellen Sie vor der Durchführung der folgenden Experimente sicher, dass die Verwendung von menschlichem Gewebe und die folgenden Verfahren vom Institutional Review Board (IRB) genehmigt wurden. Die Entnahme von Omentalgewebe von Patienten, die sich im National Institutes of Health (NIH) Clinical Center klinisch indizierten Bauchoperationen unterziehen, wurde mit Genehmigung des NIH Institutional Review Board (NCT01915225) durchgeführt. Alle Teilnehmer gaben eine schriftliche Einverständniserklärung ab.

1. Materialien und Ausrüstungen

  1. In der Materialtabelle finden Sie Informationen zu allen für dieses Protokoll erforderlichen Reagenzien und Materialien. Für weitere Einzelheiten können bei Bedarf die Handbücher und Websites der jeweiligen Anbieter konsultiert werden.

2. Entnahme von humanem omentalem Gewebe

  1. Entnahme von menschlichem Omentalgewebe vom Operationsteam.
  2. Legen Sie das Gewebe sofort in einen vorgekühlten Probenbehälter, der kalten Krebs Henseleit (KH)-Puffer (Zusammensetzung: 118 mM NaCl, 4,7 mM KCl, 1,2 mM MgSO4, 1,2 mM KH2PO4, 25 mM NaHCO3, 10 mM HEPES, 2,0 mM CaCl2 und 11,1 mM Glukose) auf Eis enthält.
  3. Stellen Sie sicher, dass das Taschentuch vollständig in den Puffer eingetaucht ist, und schließen Sie dann den Deckel fest.
  4. Transportieren Sie das Gewebe im geschlossenen Behälter auf Eis innerhalb von 30 Minuten nach der Entnahme zum Labor, um die Lebensfähigkeit des Gewebes sicherzustellen.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass Sie den pH-Wert während der Zubereitung des Puffers mit NaOH auf 7,4 einstellen.

3. Mikrodissektion der kleinen Widerstandsarterien des Menschen

  1. Spülen Sie bei Ihrer Ankunft im Labor das Darmgewebe mit kaltem KH-Puffer aus, um überschüssiges Blut zu entfernen.
  2. Wählen Sie ein Stück der stärker vaskularisierten Region des Gewebes für die Dissektion in einem Kaltpuffer in einer Petrischale auf Eis aus.
  3. Identifizieren Sie unter einem Präpariermikroskop kleine Widerstandsarterien (100-300 μm Durchmesser) anhand ihrer Lage und ihres Verzweigungsmusters.
  4. Isolieren Sie die identifizierten Arterien vorsichtig aus dem umgebenden Fett- und Bindegewebe. Schneiden und entfernen Sie mit einer feinen Pinzette und einer Mikroschere das umliegende Gewebe, ohne die Arterie zu beschädigen.
  5. Halten Sie die isolierten Arterien während des gesamten Dissektionsvorgangs in einem kalten Puffer, um die Lebensfähigkeit zu erhalten und einen enzymatischen Abbau zu verhindern.
    HINWEIS: Stellen Sie vor dem Sezieren sicher, dass der Sezierbereich sauber ist. Stellen Sie sicher, dass der Objektivmaßstab und/oder die Kamerasoftware des Mikroskops ordnungsgemäß kalibriert sind, um den Durchmesser bei verschiedenen Vergrößerungen genau zu messen. In der Regel sind die Venen deutlich sichtbar, und die Arterien befinden sich direkt neben oder um die Venen herum. Die Wände der Arterien sind dicker als die der Venen. Wenn Arterien vom umgebenden Gewebe isoliert werden, behalten sie ihre Struktur als intakte Gefäßröhren bei. Im Gegensatz dazu haben Venen dünnere Wände, erscheinen aufgrund des Blutes in ihrem Lumen oft heller und neigen dazu, zerbrechlicher zu sein, wenn sie vom Gewebe getrennt sind.

4. Vorbereitung der Kulturmyographenkammer

  1. Bereiten Sie eine Kulturmyographenkammer mit zwei Glaskanülen für die Kanülierung und Druckbeaufschlagung der präparierten Arterien vor.
  2. Bereiten Sie eine 5-ml-Spritze mit sauberem Kapillarschlauch vor und füllen Sie sie mit frischem KH-Puffer. Verbinden Sie den Schlauch mit einem Ende der Kanüle und füllen Sie ihn mit dem KH, ohne dass Luftblasen entstehen.
  3. Füllen Sie die Kammer mit Kältepuffer und legen Sie ihn auf Eis, um eine niedrige Temperatur zu halten.
    HINWEIS: Es kann eine speziell angefertigte kleine Schale mit zwei Kanülen verwendet werden, die die Myographenkammer nachahmt.

5. Kanülierung und Druckbeaufschlagung der Arterien

  1. Übertragen Sie die präparierte Arterie vorsichtig mit einer feinen Pinzette oder einer Transferpipette mit einem Durchmesser, der größer ist als der der Arterie, in die Myographenkammer.
  2. Bereiten Sie mit der Nylonnaht vier offene Knoten vor (11/0 Naht, 7 Lagen) vor und legen Sie zwei davon auf jede Kanüle, bevor Sie die Arterie kanülieren.
  3. Kanülieren Sie das proximale Ende der Arterie, indem Sie es mit einer feinen Pinzette auf eine Glaskanüle schieben und mit den beiden Nylonfäden befestigen.
  4. Verwenden Sie den KH-Puffer in der Spritze, um die kanülierte Arterie vorsichtig zu spülen und das restliche Blut zu entfernen.
  5. Kanülieren Sie das distale Ende der Arterie und sichern Sie es auf ähnliche Weise.
  6. Setzen Sie die Kammer auf die Myographeneinheit, die mit dem Druck- und Temperaturregler verbunden ist.
  7. Stellen Sie die Temperatur auf 37 °C ein.
  8. Stellen Sie den anfänglichen intraluminalen Druck auf 10 mmHg ein.
  9. Erhöhen Sie den intraluminalen Druck alle 10 Minuten in Schritten von 10 mmHg, bis er 60 mmHg erreicht. Stellen Sie sicher, dass der Druck mit dem Druckregler, der an das Kulturmyographensystem angeschlossen ist, konstant aufrechterhalten wird.
  10. Verwenden Sie den Mikropositionierer, um die unter Druck stehende Arterie nach Bedarf in Längsrichtung zu begradigen, um die Länge ungefähr auf ihr physiologisches Niveau zu bringen.
  11. Führen Sie MyoVIEW oder eine andere geeignete Software auf dem Computermonitor aus, um den inneren und äußeren Arteriendurchmesser mit digitalen Messschiebern zu verfolgen.
  12. Lassen Sie die Arterie 45 Minuten lang ausgleichen, um einen stabilen Durchmesser zu erreichen und sicherzustellen, dass sie ihre physiologischen Abmessungen und ihren Tonus beibehält.
  13. Testen Sie die Lebensfähigkeit der Arterie mit einem Vasokonstriktor (z. B. 60 mM KCl oder Phenylephrin) oder Vasodilatator (z. B. Acetylcholin) und notieren Sie die Veränderungen des arteriellen Durchmessers.
    HINWEIS: Übermäßiger Druck mit einer Spritze kann die Arterie schädigen, daher ist es wichtig, beim Spülen Vorsicht walten zu lassen. Verwenden Sie eine minimale Menge Puffer und gehen Sie vorsichtig vor. Alternativ kann das arterielle Blut unter Verwendung des Perfusionspuffers unter Druck der Arterie ausgespült werden. Die Arterien können mit 80 mmHg unter Druck gesetzt werden, und die Äquilibrierungszeit kann bis zu 1 h betragen.

6. Fixierung der Arterie

  1. Nach der Äquilibrierung die Arterien über Nacht luminös und abluminal mit 10 % neutralem gepuffertem Formalin fixieren. Halten Sie einen konstanten Druck von 60 mmHg aufrecht, um sicherzustellen, dass der Fixierungsprozess die strukturelle Integrität der Arterienwand und der zellulären Komponenten bewahrt.
  2. Spülen Sie nach der Fixierung die Arterien luminal und abluminal mit PBS, um alle Reste des Fixiermittels aus der Arterie und der Kammer zu entfernen.
    HINWEIS: Abhängig vom Studienziel und dem für die Analyse interessierenden Bereich kann das montierte Gefäß in Gegenwart von pharmakologischen Wirkstoffen wie einem Vasodilatator oder Vasokonstriktor fixiert werden. In diesem Stadium kann die Arterie in PBS bei 4 °C für bis zu 48 Stunden gelagert werden. 4% Paraformaldehyd kann auch verwendet werden, um die Arterien zu fixieren.

7. Herstellung des gewebestabilisierenden Gels

  1. Verflüssigen Sie das gewebestabilisierende Gel in seiner Tube, indem Sie es vor Gebrauch auf 60 ± 5 °C erhitzen.
  2. Stellen Sie das Röhrchen 3-5 Minuten lang auf Raumtemperatur (RT), damit das flüssige Gel die Temperatur senkt, und stellen Sie es dann auf einen Heizblock bei 40 °C, um das flüssige Gel 10-15 Minuten lang zu halten.
  3. Verwenden Sie eine sterile 3-ml-Spritze, die mit einem 10-15 Zoll langen Kapillarschlauch verbunden ist, um das flüssige Gel zu entnehmen. Fahren Sie sofort mit den folgenden Infusionsschritten fort.
    HINWEIS: Das Gel kann mit verschiedenen Methoden verflüssigt werden. Es ist wichtig, die Anweisungen des Herstellers zu befolgen.

8. Intraluminale Gelinfusion und Einbettung

  1. Halten Sie die fixierten Arterien in der Kammer mit PBS bei 37 °C kanüliert.
  2. Verbinden Sie das distale Ende des mit flüssigem Gel gefüllten Kapillarschlauchs mit der proximalen Kanüle.
  3. Um zu vermeiden, dass während der Infusion des Gels Luftblasen durch das Lumen gelangen, nehmen Sie das proximale Ende der Arterie von der ersten Kanüle ab, um Luftblasen herauszulassen, und lassen Sie das Gel die Kanüle füllen.
  4. Setzen Sie die Arterie wieder auf die Kanüle und infundieren Sie das Gel vorsichtig in das Arterienlumen, bis es aus der distalen Kanüle austritt.
  5. Ersetzen Sie sofort das PBS in der Kammer durch ein gleiches Volumen flüssiges Gel, um die Kammer bis zur obersten Ebene zu füllen.
  6. Lassen Sie die Kammer mit den Arterien bei RT ruhen, indem Sie das Gerät für etwa 10 Minuten vom Temperaturregler trennen, damit sich das Gel sowohl innerhalb des Lumens als auch außerhalb des Lumens in der Kammer verfestigen kann. Dadurch wird sichergestellt, dass die Arterie vollständig in das Gel eingebettet ist und ihre dreidimensionale Struktur erhalten bleibt.
  7. Lösen Sie mit einer feinen Pinzette die Nylonnähte und ziehen Sie die Kanülen vorsichtig aus der Kammer heraus.
  8. Übertragen Sie das gesamte erstarrte Gel, das die Arterie enthält, aus der Kammer in einen Behälter, der mit 70% Ethanol gefüllt ist. Das Ethanol dient als Haltelösung, um die Probe bis zur Weiterverarbeitung zu konservieren.
    HINWEIS: Ein Dreiwegeventil kann das Entfernen von Luftblasen vor dem Aufgießen des Gels erleichtern. Die Verfestigung des Gels kann durch sanftes Berühren des Gels in der Kammer mit einer sauberen Pipettenspitze bestätigt werden.

9. Histopathologie

  1. Schneiden Sie die Arterie quer durch, während Sie sich noch im Gel befinden, und legen Sie diese Proben zur Verarbeitung gemäß den Anweisungen des Herstellers in die Gewebeaufbereitungsmaschine.
  2. Betten Sie anschließend das Gewebe ein, um einen Paraffinblock herzustellen. Stellen Sie sicher, dass die Proben "on-end" eingebettet sind, so dass die Querschnitte nach unten auf dem Block zeigen.
  3. Schneiden Sie axiale Abschnitte mit einer Dicke von 5 μm mit einem Mikrotom. Übertragen Sie die geschnittenen Abschnitte auf Klebeobjektträger.
  4. Die Abschnitte bei 60 °C 1 h backen, dann mit Xylol entwachsen, anschließend mit Alkohol rehydrieren.
  5. Färben Sie die Schnitte mit Hämatoxylin und Eosin (HE) für die routinemäßige Histopathologie und differenzieren Sie in 1% saurem Alkohol. Untersuchen Sie die Schnitte unter Lichtmikroskopie mit einem geeigneten Mikroskop und fotografieren Sie mit einer kompatiblen Kamera.

10. Immunhistochemie

  1. Erzielen Sie eine Färbung mit einem automatisierten System mit dem Polymer Refine Detection System gemäß dem Protokoll des Herstellers.
  2. Entwachse die Gewebeschnitte bei 72 °C für 30 s mit einer Entparaffinierungslösung, dann rehydriere die Schnitte mit abgestuften Alkoholwaschmitteln und Waschlösung.
  3. Führen Sie eine hitzeinduzierte Epitopgewinnung durch, indem Sie die Schnitte 20 Minuten lang in Epitop-Entnahmelösung 1 auf 100 °C erhitzen und einen Peroxidblock für 5 Minuten anwenden, um die endogene Peroxidaseaktivität zu löschen.
  4. Primäre Antikörper (z. B. Anti-CD31 oder Anti-Aktin gegen glatte Muskeln) in geeigneten Konzentrationen verdünnt in hintergrundreduzierendem Antikörperverdünnungsmittel auftragen. Inkubieren Sie die Schnitte 8 min lang mit einem Meerrettichperoxidase-Polymer und färben Sie die Schnitte 10 min lang mit einer Chromogenlösung ein. Färben Sie die Objektträger 5 Minuten lang mit Hämatoxylin gegen.

11. RNAScope chromogene in situ Hybridisierung

  1. Führen Sie die Färbung mit einem automatisierten System mit einem geeigneten Kit und dem Polymer-Raffinerie-Rot-Detektionskit gemäß dem Protokoll des Herstellers durch.
  2. Die Abschnitte 30 min bei 60 °C backen, dann die Abschnitte 30 s lang in einer auf 72 °C erhitzten Entwachslösung entwachsen.
  3. Rehydrieren Sie das Gewebe mit absoluten Ethanolwaschmitteln und Waschlösung.
  4. Die Schnitte werden 15 min lang bei 95 °C mit Epitop-Entnahmelösung 2 behandelt und die Schnitte 15 min lang bei 40 °C mit einer Enzymlösung inkubiert.
  5. Hybridisieren Sie die Proben mit den entsprechenden RNAScope-Sonden für die Zielgene.
  6. Verwenden Sie eine mediumexprimierende Housekeeping-Gensonde (z. B. Peptidylprolyl-Isomerase B), um eine ausreichende RNA-Abundanz und -Integrität zu bestätigen.

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Ergebnisse

Humanes omentales Gewebe wurde von Patienten gewonnen, die sich klinisch indizierten Bauchoperationen unterzogen. Kleine Widerstandsarterien (100-300 μm Durchmesser) wurden unter einem Dissektionsmikroskop akribisch aus dem umgebenden Fett- und Bindegewebe isoliert (Abbildung 1A-C). Die isolierten Arterien wurden gereinigt, erfolgreich kanüliert und zur Druckbeaufschlagung auf die Glaskanülen in der Kulturmyographenkammer montiert (Abbil...

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Diskussion

Fortschritte in der medizinischen Bildgebung, chirurgischen Techniken und Forschungsmethoden haben unser Verständnis der 3D-Gefäßarchitektur verbessert und die Diagnostik, die chirurgische Planung und die Forschung revolutioniert 17,18,19,20. Trotz dieser Innovationen bleibt die Erhaltung der 3D-Struktur isolierter menschlicher Widerstandsarterien aufgrund ihre...

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Offenlegungen

NIAID GenAI wurde verwendet, um eine erste Gliederung und einen Entwurf des Manuskripts zu erstellen, das von den menschlichen Autoren gründlich geschrieben, überprüft und bearbeitet wurde, um Genauigkeit und Kohärenz zu gewährleisten.

Danksagungen

Diese Forschung wurde von der Abteilung für intramurale Forschung am National Institute of Allergy and Infectious Diseases, Projektnummer AI001150 HCA, finanziert. Wir danken unserem ehemaligen Labormitglied, Dr. Steven Brooks, sowie unseren derzeitigen Labormitgliedern, Mohamed Ibrahim, Mary Jackson und Jian Wu von der Malaria Functional Genomics Section, für ihre Unterstützung bei der Aufnahme von Bildern während des Prozesses.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1% Focus Acid AlcoholStatLab  SL89-1
10 % NBSLeica Biosystems3800598
4K Mikroskopie-HDMI-KameraHitech Instruments, Inc.HT-XP4K8MA
Antikörperverdünner – HintergrundreduktionDakoS3022
Automatisierter Gewebeprozessor Leica BiosystemsHistoCore PEGASUS/Cat# 14048858005
Bond-EntwachslösungLeica BiosystemsAR9222
Bond-Epitope-Rückruflösung 1Leica BiosystemsAR9961
Bond-Epitope-Rückruflösung 2Leica BiosystemsAR9640
Bindungspolymer-VerfeinerungsdetektionLeica BiosystemsDS9800
Rotdetektion von BindungspolymerenLeica BiosystemsDS9390
Bond-Waschlösung (10x)Leica BiosystemsAR9590
Kanülepackung (Glas), 80 Zoll; 100 & mu; mDMTProduktcode: 300407
CD31Abcamab28364
Sektionsschalen, groß (Pyrexglas), 93 mmInstrumentierung von lebendigen SystemenSKU: DD-90
Dissektionsschalen, kleineInstrumentierung von lebendigen SystemenSKU: DD-50
SektionsmikroskopHitech Instruments, Inc.ZEISS SteREO Discovery.V8 
Dumont #5 ZangeFeine wissenschaftliche WerkzeugeArtikel Nr. 11295-10
Dumont #5SF ZangeFeine wissenschaftliche WerkzeugeArtikel Nr. 11252-00
EcoMountBioCare MedicalEM897L
EosinIHC WorldIW-3100B
HämatoxylinBioCare MedicalCathe-MM
Kamera wird eingeblendetOlyumpusDP28
Bildgebendes MikroskopOlyumpusBX51
Krebs Henseleit Puffer (mit 2 mM Calciumchlorid)Boston BioProducts, Inc.SKU: C-10625N-200mL
Krebs-Henseleit-Puffer (ohne Kalzium)Boston BioProducts, Inc.SKU: C-9906W-200mL
MontagemedienThermoFisher Scientific4111
Myographenkammer und EinheitDMT202/204CM
PBS (phosphatgepufferte Kochsalzlösung)Thermofisher Scientific10010023
PPIB  ACDBio313908
RNAscope 2.5 LS Reagenz Kit-REDACDBio322150
StainerLeicaLeica Bond RX automatisiertes System
Edelstahl-ZerlegungsstifteInstrumentierung von lebendigen SystemenSKU: PIN-0,1MM | PIN-0,2MM | PIN-#3 | PIN-VP-1
Surgipath ParaplastLeica Biosystems39601006
Tissue Guard GelStatLab  TissueGuard/SKU: TG12
Vannas Spring Scissors – 2 mm SchneideFeine wissenschaftliche WerkzeugeArtikel Nr. 15000-03
Vannas Spring Scissors – 2,5 mm SchneideFeine wissenschaftliche WerkzeugeGegenstand Nr. 15000-08
Vannas Spring Scissors – 3 mm SchneideFeine wissenschaftliche WerkzeugeArtikel Nr. 15000-00
α-SMAAbcamab5694

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