Echokardiographie-gesteuerte Injektion zur gezielten und zuverlässigen intramyokardialen Stammzellabgabe in einem Rattenmodell für Myokardinfarkt

Zusammenfassung

Dieser Artikel beschreibt ein optimiertes Protokoll für echokardiographiegesteuerte intramyokardiale Injektionen in Rattenmodellen für Myokardinfarkt mit einer 29 G x 88 mm Nadel. Diese Technik gewährleistet eine robuste, präzise und reproduzierbare Verabreichung von Therapeutika direkt in die Periinfarktzone.

Zusammenfassung

Die Echokardiographie-gesteuerte intramyokardiale Injektion (EGI) ist eine minimal-invasive Technik zur Verabreichung von Stammzelltherapien in präklinischen Modellen für Myokardinfarkt (MI). Im Vergleich zu herkömmlichen Ansätzen mit offener Brust bietet EGI eine verbesserte klinische Übertragbarkeit, eine geringere Invasivität und minimierte physiologische Auswirkungen auf das Tier. Während EGI in Mausmodellen gut etabliert ist, bleibt seine Anwendung bei Ratten aufgrund anatomischer und technischer Herausforderungen begrenzt. Insbesondere die Ausdünnung der linksventrikulären Vorderwand (LVAW) in Infarkt- und Periinfarktregionen erschwert eine sichere und genaue Myokardverabreichung, da die Wandstärke unter die Nadelabschrägungsgröße der üblicherweise verwendeten 27 G- oder 28 G-Nadeln fallen kann, was das Risiko einer ventrikulären Perforation oder einer fehlgeschlagenen Entbindung erhöht. Um diese Einschränkung zu beheben, haben wir ein Protokoll für EGI in Ratten-MI-Modellen mit 29-G-Spinocan-Nadeln optimiert. Die kürzere Nadel mit kleinerem Durchmesser ermöglicht ein präzises Anvisieren von dünnem Myokardgewebe, minimiert Schäden und verbessert die Injektionsgenauigkeit, unabhängig von der LVAW-Dicke. Diese Technik ist mit standardmäßigen transthorakalen Echokardiographie-Plattformen kompatibel und macht eine Thorakotomie überflüssig, so dass Längsschnittstudien am selben Tier möglich sind. Unsere verfeinerte Methode ermöglicht eine robuste, reproduzierbare Verabreichung von Therapeutika in lebensfähiges Myokard in der Nähe der Infarktzone, wo regenerative Therapien am effektivsten sind. Durch die Verbesserung der Sicherheit und der Zielgenauigkeit erhöht dieser Ansatz die translationale Relevanz der präklinischen Herzforschung und unterstützt die Entwicklung standardisierter Protokolle über Labore hinweg.

Einleitung

Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind nach wie vor die häufigste Ursache für Morbidität und Mortalität weltweit, wobei der Myokardinfarkt (MI) einen erheblichen Beitrag zu akuten und chronischen Herzerkrankungen leistet¹. Trotz Fortschritten in der pharmakologischen und interventionellen Behandlung ist die Regenerationsfähigkeit des erwachsenen menschlichen Herzens begrenzt, was häufig zu einem nachteiligen Umbau und einer Progression zur Herzinsuffizienz führt ^2,3. Infolgedessen haben stammzellbasierte Therapien als potenzielle Strategien zur Reparatur eines geschädigten Myokards, zur Erhaltung der Herzfunktion und zur Verbesserung der klinischen Ergebnisse an Aufmerksamkeit gewonnen⁴.

Robuste präklinische Modelle sind für die Bewertung der Sicherheit, Wirksamkeit und Verabreichungsstrategien dieser Therapien unerlässlich. Unter den Kleintiermodellen bieten Ratten mehrere Vorteile, darunter eine überschaubare Herzgröße, gut charakterisierte Infarkttechniken und translational relevante kardiale Umbaureaktionen⁵. Herkömmlicherweise erfolgt die intramyokardiale Verabreichung von Stammzellen in MI-Modellen der Ratte über eine Thorakotomie, die eine direkte Visualisierung der Injektionsstelle^{ermöglicht 6}. Dieser Ansatz ist jedoch invasiv, birgt erhebliche verfahrenstechnische Risiken und behindert wiederholte Eingriffe in Längsschnittstudien. Darüber hinaus ist sie nicht auf klinische Verabreichungsmodalitäten abgestimmt, wie z. B. katheterbasierte oder perkutane Injektion⁷.

Die echokardiographisch gesteuerte intramyokardiale Injektion (EGI) ist eine minimalinvasive Alternative, die eine gezielte Verabreichung von Therapeutika unter Anleitung der Bildgebung in Echtzeit ermöglicht. Während EGI in Mausmodellen gut etabliert ist, ist die Verwendung von EGI in Rattenmodellen begrenzt. EGI ist bei Mäusen stärker entwickelt als bei Ratten, vor allem weil sich die meisten kardiovaskulären Forschungen in der Vergangenheit auf Mäuse als dominierendes präklinisches Modell konzentriert haben⁸. Darüber hinaus ermöglichte die geringere Größe und Herzanatomie von Mäusen die Optimierung ultraschallgesteuerter Verfahren⁹. Im Gegensatz dazu haben Ratten eine dickere Brustwand und eine größere Atembewegung, was eine stabile, hochauflösende Bildgebung während der Eingriffe erschwert¹⁰.

Fortschritte in der Hochfrequenz-Ultraschalltechnologie haben EGI bei Ratten möglich gemacht, was die klinische Relevanz ihres Einsatzes erhöht. Dennoch bleibt die Ausdünnung der linksventrikulären Vorderwand (LVAW) in infarktierten Regionen eine große Herausforderung für EGI bei Nagetieren. Bei Ratten nimmt die Wandstärke oft auf weniger als 1 mm ab, während Standardnadeln mit 27 G oder 28 G eine Abschrägungslänge von 1,25 bis 1,5 mm haben, was das Risiko einer ventrikulären Perforation oder einer schlecht gerichteten Zellabgabe erhöht. Um diese Einschränkung zu beheben, haben wir die EGI-Technik bei Ratten durch die Verwendung von 29 G x 88 mm Spinocan-Nadeln verfeinert. Diese Nadeln verfügen über eine Fasenlänge von 1 mm und ermöglichen eine präzise, atraumatische Abgabe von Zellen in das verdünnte Myokard der Infarkt- und Periinfarktregion. Das Verfahren wird mit Hilfe einer hochauflösenden transthorakalen Echokardiographie durchgeführt, die die Visualisierung sowohl der anatomischen Orientierungspunkte als auch der Nadelbahn in Echtzeit ermöglicht.

Dieses verfeinerte EGI-Protokoll bietet eine minimal-invasive, reproduzierbare Methode zur gezielten Verabreichung von Therapeutika in das periinfarktartige Myokard in Rattenmodellen sowohl für akuten als auch für chronischen Myokardinfarkt, unabhängig von der LVAW-Dicke. Es erleichtert die Injektion in lebensfähige Grenzzonen - kritische Stellen für die Erzielung eines therapeutischen Nutzens - und reduziert gleichzeitig die chirurgische Belastung und die Erholungszeit im Vergleich zu offenen Thoraxansätzen erheblich. Darüber hinaus unterstützt es Längsschnittstudien mit wiederholten Injektionen und nachgeschalteter Bildgebung, wodurch die Tierzahlen gemäß dem 3R-Prinzip (Replacement, Reduction, Refinement) reduziert^{werden 11}. Das Protokoll ist anpassbar für die Verabreichung von pharmakologischen Wirkstoffen, Gentherapien, Biomaterialien und verschiedenen Stammzelltypen. Durch die Standardisierung von EGI in Rattenmodellen und die Ausrichtung an den klinischen Verabreichungsmodalitäten verbessert dieser Ansatz die Reproduzierbarkeit in allen Laboren und stärkt die translationale Relevanz der präklinischen Herzforschung.

Protokoll

Alle Tierversuche wurden von der Lokalen Ethikkommission der UHasselt (Ethikkommission für Tierversuche, UHasselt, Diepenbeek, Belgien, ID202308 und ID202497) genehmigt und in Übereinstimmung mit der EU-Richtlinie 2010/63/EU durchgeführt.

1. Einrichtung der Ausrüstung

1. Schalten Sie die Ultraschallbildgebungsplattform, die integrierte erwärmte Plattform, die Physiologieüberwachungseinheit und den Gelwärmer ein.
   HINWEIS: Um eine klare und ausreichend detaillierte Visualisierung der linksventrikulären Vorderwand während des EGI-Verfahrens zu ermöglichen, wird ein Hochfrequenz-Ultraschallsystem empfohlen, das mit einem ≥ 15 MHz Linear-Array-Schallkopf mit einer axialen Auflösung von ca. 75 μm ausgestattet ist.
2. Schalten Sie das Heizkissen ein, um die Körpertemperatur der Ratte während der Brusthaarentfernung zu halten.
3. Wählen Sie den entsprechenden Wandler aus und initialisieren Sie den 3D-Motor, um den vollen Bewegungsbereich des Wandlers zu gewährleisten.
   HINWEIS: Zusätzlich zur Verwendung des Mikromanipulators des Plattformgeländersystems des Tieres ermöglicht der 3D-Motor eine hochpräzise Einstellung des Schallkopfs, die bei Bedarf die Ausrichtung mit der Injektionsnadel erleichtern kann. Bei Bedarf kann der Eingriff auch ohne den 3D-Motor durchgeführt werden.
4. Stellen Sie vor der Bildgebung die korrekte Systemausrichtung sicher. Stellen Sie den Mikromanipulator der Schrauben, die die Tierplattform steuern, in eine neutrale Position (d. h. zentriert innerhalb des gesamten Bewegungsbereichs). Zentrieren Sie die Tierplattform selbst in der Mitte des Geländersystems. Positionieren Sie das Geberhalterungssystem so, dass der Geber direkt über der Mitte der Tierplattform ausgerichtet ist.

2. Vorbereitung und Anästhesie der Tiere

1. Wiegen Sie die Ratte und berechnen Sie das erforderliche Volumen an Buprenorphin (0,04 mg/kg), das zur Schmerzlinderung verabreicht werden soll.
2. Setzen Sie die Ratte in eine Induktionskammer, die mit einem Anästhesiegerät verbunden ist. Induzieren Sie eine Anästhesie mit 2,5 % Isofluran, ergänzt mit Sauerstoff bei einer Flussrate von 2 l/min.
3. Sobald die Narkose eingeleitet ist, wird die Ratte auf ein Heizkissen gelegt, um die Körpertemperatur auf 37 0,5 °C zu halten. Halten Sie eine angemessene Anästhesie aufrecht, indem Sie die Schnauze der Ratte in einem Nasenkonus positionieren, der mit dem Anästhesiesystem verbunden ist und einen konstanten Fluss von 1-3 % Isofluran zuzüglich 1-1,5 l/min Sauerstoff liefert, der nach Bedarf angepasst wird, um eine angemessene Sedierung zu gewährleisten.
4. Rasieren Sie die Brust der Ratte und entfernen Sie Resthaare mit Enthaarungscreme. Desinfizieren Sie nach der Haarentfernung die Injektionsstelle, indem Sie ein geeignetes chirurgisches Peeling (z. B. Povidon-Jod) mit 70% Ethanol abwechseln, 3x wiederholt. Tragen Sie ophthalmisches Gel auf beide Augen auf, um Trockenheit zu vermeiden.
5. Verabreichen Sie die vorberechnete Dosis von Buprenorphin intramuskulär in das Hinterbein, um die mit dem EGI verbundenen Beschwerden zu minimieren.
6. Übertragen Sie die Ratte vom Heizkissen auf die Tierplattform des Ultraschall-Bildgebungssystems. Stellen Sie eine gleichmäßige Anästhesieabgabe durch den integrierten Nasenkonus der Plattform sicher und halten Sie einen stetigen Fluss von 1-3 % Isofluran in 1-1,5 l/min Sauerstoff aufrecht. Befestigen Sie die Pfoten der Ratte an den Plattformelektroden und tragen Sie eine kleine Menge Elektrodengel auf, um eine optimale Signalqualität zu gewährleisten. Setzen Sie den rektalen Temperaturfühler zur kontinuierlichen Überwachung der Körpertemperatur ein.
   HINWEIS: Eine kontinuierliche Überwachung physiologischer Parameter ist während der gesamten Bildgebung und Injektion unerlässlich. Herzfrequenz (HR), Atemfrequenz (RR) und Körpertemperatur der Ratte müssen in akzeptablen Bereichen bleiben, um anästhesiebedingte Komplikationen zu vermeiden. Als allgemeiner Richtwert sollte die Herzfrequenz im Bereich von 250-400 Schlägen pro Minute liegen, während die RR mindestens 30 Atemzüge pro Minute betragen sollte. Wenn HR oder RR unter diese Schwellenwerte fallen, verringern Sie sofort die Isoflurankonzentration (z. B. von 2-3 % auf 1-2 %) und stellen Sie sicher, dass das Tier richtig gelagert bleibt und nicht unterkühlt. Die Anpassungen sollten schrittweise vorgenommen werden, wobei die Parameter genau überwacht werden sollten, bis die Parameter wieder auf die Zielwerte zurückkehren.
7. Erfassen Sie in dieser Phase alle gewünschten Baseline- oder Pre-Injektionsbilder. Im Allgemeinen werden parasternale Langachsen- (PSLAX) und Kurzachsenbilder (SAX) sowohl im B-Modus als auch im M-Modus sowie Vierkammerbilder für die funktionelle und anatomische Beurteilung der Ausgangslinie empfohlen.
   HINWEIS: Die allgemeine Bildgebung kann mit dem System durchgeführt werden, das wie in Abbildung 1A dargestellt eingerichtet ist. Für den Injektionsvorgang muss die Tierplattform neu positioniert und der Schallkopf entsprechend angepasst werden. Während die PSLAX B-Mode-Bildgebung zur Führung während der Injektion verwendet wird, sind diese Bilder möglicherweise nicht optimal für Post-hoc-Funktionsanalysen, da eine präzise Nadelausrichtung erforderlich ist.

3. Echokardiographie-gesteuertes intramyokardiales Injektionsverfahren

HINWEIS: Ab diesem Zeitpunkt sind zwei Bediener erforderlich, um die Injektion erfolgreich durchzuführen. Bediener A ist für die Manipulation der Tierplattform und die Überwachung des Live-Echokardiographie-Bildes verantwortlich, während Bediener B sich hinter der Injektionshalterung positionieren sollte, um Nadel und Schallkopf genau auszurichten.

1. Bereiten Sie das Injektionssystem vor, indem Sie eine 22-G-Führungsnadel an einer 1-ml-Spritze anbringen. Setzen Sie die Spritze mit der Führungsnadel auf die Injektionshalterung und befestigen Sie die Injektionsklemme.
   HINWEIS: Die 29 G x 88 mm große Nadel ist zu flexibel, um Haut- und Muskelschichten direkt zu durchstechen; Die Führungsnadel ist notwendig, um die Injektion zu erleichtern.
2. Richten Sie den Schallkopf mit der Injektionshalterung aus, um sicherzustellen, dass die Nadel sichtbar ist. Stellen Sie die Position des Schallkopfes mit der Schallkopfhalterung und der Halteklemme ein und drehen Sie die Injektionshalterung bei Bedarf entlang der Schiene, um eine geeignete Ausrichtung zu erreichen.
3. Drehen Sie die Tierplattform, ohne die Ratte zu bewegen, so, dass die Kerbe des Schallkopfs auf die rechte Schulter der Ratte zeigt (Abbildung 1B-D). Dieser Aufbau ermöglicht die Aufnahme eines klaren PSLAX B-Mode-Bildes des linken Ventrikels. Vergewissern Sie sich, dass sich die Führungsnadel im Bewegungsfeld des Schallkopfs befindet. Wenn Sie falsch ausgerichtet sind, stellen Sie die Position des Aufnehmers über das 3D-Motorsystem ein, anstatt die Einspritzhalterung zu ändern.
4. Sobald die korrekte Ausrichtung des Nadel-Schallkopfs erreicht ist, können Sie die Bildgebung mit den Mikromanipulatorschrauben an der Tierplattformschiene feinabstimmen. Halten Sie die Position des Schallkopfs aufrecht, um die Ausrichtung zur Nadel beizubehalten. Eine zusätzliche Drehung oder Verschiebung der Tierplattform kann erforderlich sein, um die Bildqualität zu optimieren.
5. Visualisieren Sie den Infarktbereich. Bewertung der Infarktausdehnung, der regionalen Wandbewegung und der Wandausdünnung unter Verwendung der PSLAX B-Mode- und M-Mode-Bildgebung, um die Machbarkeit der Injektionsstelle zu beurteilen. Wenden Sie einen 16-Segment-Ansatz zur Bewertung der Wandbewegung an, um akinetische oder stark hypokinetische Regionen zu identifizieren, die den Infarktkern darstellen.
6. Identifizieren Sie die Periinfarktzone und wählen Sie die Zielinjektionsstelle aus. Wählen Sie einen hypokinetischen Bereich neben dem Infarktkern mit einer enddiastolischen Wandstärke von mehr als 1 mm, der ein vollständiges Einführen der 29-G-Nadelfase in einem flachen Winkel ermöglicht.
7. Schieben Sie die Injektionshalterung mit Hilfe des Schienensystems in Richtung Tierplattform. Richten Sie die Nadel mit den Mikromanipulatorschrauben an der Injektionshalterung genau auf die Mitte des Schallkopfs aus.
   HINWEIS: Eine präzise Ausrichtung ist entscheidend. Wenn die Nadel nicht zum Schallkopf zentriert ist, ist sie während der Injektion nicht sichtbar.
8. Schieben Sie die Führungsnadel mit der Injektions-Mikromanipulatorschraube an der Injektionshalterung vor, bis die Haut durchstochen ist. Vergewissern Sie sich, dass die Nadelspitze auf dem Ultraschallbild sichtbar ist. Wenn die Nadel nicht sichtbar ist, ziehen Sie die Nadel vorsichtig mit der Mikromanipulatorschraube "inject" zurück und wiederholen Sie Schritt 3.7, um sie wieder auszurichten.
9. Aktivieren Sie die Nadelführungsfunktion in der Ultraschallsoftware, um die Flugbahn der Nadel zu bestätigen. Schieben Sie die Führungsnadel in Richtung der vorgegebenen Zielregion vor und positionieren Sie die Nadelschräge etwa 1-2 mm von der linksventrikulären Vorderwand (LVAW) entfernt (Abbildung 2A).
   HINWEIS: Vermeiden Sie es, das Myokard mit der Führungsnadel zu punktieren, um übermäßige Blutungen oder Herzschäden zu vermeiden.
10. Sobald die Nadel positioniert ist, lassen Sie Bediener A die Führungsnadel fest an ihrer Basis stabilisieren, um eine konstante Visualisierung der Nadel auf dem Ultraschallbildschirm zu gewährleisten. Bitten Sie gleichzeitig Bediener B, die Klemme zu lösen, mit der die Spritze befestigt ist, die Spritze zu entfernen und die Injektionsspritze vorzubereiten. Weisen Sie Bediener A an, die Führungsnadel stationär zu halten.
11. Befestigen Sie die 29 G x 88 mm große Nadel an der Spritze mit dem Injektor (Bediener B) und befestigen Sie die Spritze auf der Injektionshalterung. Führen Sie die Nadel 29 G x 88 mm manuell durch die stationäre Führungsnadel und nehmen Sie bei Bedarf kleinere Anpassungen mit den Mikromanipulatorschrauben in der x-Achsenebene (links oder rechts der Sonde) vor. Schieben Sie manuell vor, bis die Nadelfase im Ultraschall in der Brusthöhle sichtbar wird.
    HINWEIS: Aufgrund der Flexibilität der 29 G Nadel kann es vorkommen, dass sie sich beim Einführen in die Brusthöhle verbiegt. Um dies zu minimieren, kann Bediener A den äußeren Teil des Nadelschafts stabilisieren, während Bediener B die Nadel in die Brusthöhle vorschiebt.
12. Sobald die 29 G x 88 mm große Nadel die Führungsnadel passiert hat und im Ultraschall sichtbar wird, schieben Sie sie mit den Mikromanipulatorschrauben in das Myokard des LVAW vor, um zusätzliche Präzision und Sicherheit zu gewährleisten. Vergewissern Sie sich, dass sich die Nadelfase vollständig im Myokard befindet (Abbildung 2B).
    HINWEIS: Aufgrund der relativ langen Fase der 29 G-Nadel im Vergleich zur Myokardwandstärke ist es wichtig sicherzustellen, dass die gesamte Fase in das Myokard eingebettet ist. Verwenden Sie bei Bedarf die Funktion "Bild einfrieren", um die Platzierung zu überprüfen. Obwohl die Ultraschalltiefenkalibrierung die Präzision verbessern kann, haben wir in diesem Protokoll die Tiefe überprüft, indem wir Injektionsstellen mit einer enddiastolischen Wandstärke von >1 mm ausgewählt und visuell bestätigt haben, dass sich die Nadelspitze der endokardialen Grenze nähert, diese aber nicht durchbricht (Abbildung 2B).
13. Injizieren Sie das Injektor langsam in das Myokard (Bediener B). Eine erfolgreiche intramyokardiale Injektion wird visuell durch einen hellen/dichten echogenen Fleck an der Injektionsstelle bestätigt, der sich synchron mit dem LVAW bewegen sollte (Abbildung 2C). Um den Rückfluss des Injektats zu minimieren, warten Sie ca. 10 s nach Abschluss der Injektion, bevor Sie die Nadel zurückziehen.
14. Entfernen Sie zunächst die Spritze mit den Nadeln aus der Injektionshalterung, um das Risiko einer Nadelstichverletzung zu minimieren. Nehmen Sie dann die Ratte vorsichtig von der Tierplattform und lassen Sie sie sich auf einem Heizkissen erholen. Überwachen Sie die Vitalparameter kontinuierlich bis zur vollständigen Genesung von der Narkose.

Ergebnisse

Validierung der Injektionsgenauigkeit durch in- und ex vivo Biolumineszenz-Bildgebung (BLI)
Um den Erfolg und die Effizienz der EGI zu bewerten, wurden Stammzellen zunächst transduziert, um Glühwürmchen-Luziferase (Fluc) über einen lentiviralen Vektor zu exprimieren, was eine In-vivo-Verfolgung durch Biolumineszenz-Bildgebung (BLI) ermöglichte. BLI bestätigte in 86% der Fälle...

Diskussion

Während die präklinische Forschung, die sich auf regenerative Therapien zur Wiederherstellung des Herzens nach Myokardinfarkten konzentriert, voranschreitet, bleiben Hürden für eine optimale Therapeutikumsverabreichung^{bestehen 12}. Minimalinvasive EGI-Techniken werden zunehmend gegenüber Ansätzen mit offenem Brustkorb bevorzugt, da sie die klinische perkutane Verabreichung besser nachahmen, das Tierwohl verbessern und wiederholte Verabreichungen in Längsschnittstud...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
21? MHz MX250 Wandler	FUJIFILM VisualSonics, Inc.	/	Hochfrequenz-Ultraschallwandler, kompatibel mit dem Vevo 3100 System
3M Transpore OP-Klebeband	3M	1527	Um die Pfoten des Tieres an der Tierplattform zu befestigen
Aquasonic  100 Ultraschall-Übertragungsgel	Parker Laboratories BV	01-08	Gewährleistet eine korrekte akustische Kopplung zwischen Schallkopf und Tierhaut für eine optimale Bildqualität
Bupaq 0,3 mg/ml Injektionslösung für Hunde und Katzen	Richter Pharma AG	57446/4008	Opioid-Analgetikum (Buprenorphin), das zur Schmerzbehandlung verabreicht wird
ISOFLUTEK  1000	Alivira	/	Isofluran-basiertes Inhalationsanästhetikum
Mehrflaschen-Gelwärmer 230 V	Parker Laboratories BV	83-03-20 CE (LCD)	Erwärmt das Ultraschallgel auf Körpertemperatur, um eine Unterkühlung oder Beschwerden der Tiere zu verhindern
Signagel Elektroden-Gel	Parker Laboratories BV	15-25	Wird auf EKG-Elektroden angewendet, um die Signalleitung für die physiologische Überwachung zu verbessern
SPINOCAN 29 G X 88 MM	Bbraun	4501900	Feinfühlnadel für präzise intramyokardiale Injektion
Terumo 3-teilige Spritze mit vorverbundener Injektionsnadel	Terumo Europe N.V.	MDSS01S2516E	Dient zur Montage und Sicherung der 22 G Führungsnadel und der 29 G Injektionsnadel für eine kontrollierte Abgabe in das Myokard.
THM150 Physiologische Überwachungseinheit	FUJIFILM VisualSonics, Inc.	/	Überwacht Vitalparameter wie Herzfrequenz, Atemfrequenz und Körpertemperatur des Tieres während des Eingriffs
Veet Minima Pure	Reckitt Benckiser	/	Enthaarungscreme
Vevo 3100	FUJIFILM VisualSonics, Inc.	/	Hochauflösendes Ultraschallsystem
Vidisic carbomerum 980 2mg/g ophthalmisches Gel	Bausch + Lomb	/	Auf die Augen des anästhesierten Tieres auftragen, um ein Austrocknen der Hornhaut zu verhindern