Ein visualisiertes sensibilisiertes Akupunkturverfahren bei Kniearthrose: Verhaltensbezogene, thermische und molekulare Untersuchungen

Zusammenfassung

Diese Studie beschreibt eine Rattenfixationsmethode, die für das Fotografieren von Akupunktur und Infrarot-Thermografie geeignet ist. Darüber hinaus zeigt sich, dass die Elektroakupunktur an sensibilisierten Akupunkturpunkten lokale entzündliche Schmerzen hemmt.

Zusammenfassung

Kniearthrose (KOA), eine der Hauptursachen für Muskel-Skelett-Schmerzen und Funktionsbehinderungen weltweit, ist aufgrund der begrenzten Wirksamkeit der derzeitigen pharmakologischen und chirurgischen Eingriffe bei der Erzielung einer nachhaltigen Schmerzlinderung nach wie vor schwierig zu behandeln. Obwohl sich die Akupunktur als klinisch vielversprechend bei der Linderung von KOA-bedingten Schmerzen erwiesen hat, bedürfen die zugrunde liegenden Mechanismen einer weiteren Aufklärung. Die Anwendung von Akupunktur auf sensibilisierte Akupunkturpunkte kann die Wirksamkeit der Therapie deutlich erhöhen. Dieses Protokoll etabliert ein Rattenmodell von KOA durch intraartikuläre Injektion von Natriummonojodacetat (MIA) und beschreibt systematisch ein Akupunkturprotokoll, das auf sensibilisierte Akupunkturpunkte abzielt, einschließlich Fixierungsmethoden, Akupunkturlokalisation und Akupunkturparametern. Die therapeutische Wirksamkeit wurde umfassend durch Schmerzverhaltensbewertungen, Infrarot-Thermographie-Analysen des Kniegelenks, den Nachweis von entzündlichen Zytokinen im Serum und histopathologische Untersuchungen des Knorpelgewebes evaluiert. Die Ergebnisse deuten darauf hin, dass die Akupunktur an sensibilisierten Akupunkturpunkten die Schmerzphänotypen bei MIA-induzierten Modellratten signifikant lindert, indem sie die Freisetzung von entzündungsfördernden Mediatoren hemmt, die nozizeptive Signalübertragung blockiert, die Mikrozirkulation im Blut verbessert, die lokale Gelenktemperatur reguliert und die Gelenkdegeneration verzögert.

Einleitung

Die Kniearthrose (KOA), eine weit verbreitete degenerative Gelenkerkrankung, ist gekennzeichnet durch chronische Entzündungen und Ganzgelenkspathologien, einschließlich Knorpelerosion, subchondraler Knochenumbau, Osteophytenentwicklung und Synovialentzündung ^1,2. Klinisch zeigen sich die Patienten in der Regel mit Schmerzen, Muskelschwäche, Gelenkinstabilität, vorübergehender Morgensteifigkeit und fortschreitenden Funktionseinschränkungen. KOA stellt eine erhebliche globale Krankheitslast dar, von der etwa 365 Millionen Menschen mit funktioneller Behinderung betroffen sind, wobei epidemiologische Modelle einen Anstieg der Fallzahlen um 74,9 % gegenüber dem Ausgangswert von 2020 bis Mitte des Jahrhunderts 2050 vorhersagen³. Bemerkenswert ist, dass Schmerzen zwar als primärer Motivator für die Behandlung dienen⁴, aber gleichzeitig die funktionelle Behinderung verschlimmern und mehrere Bereiche der Lebensqualität durch eingeschränkte Mobilität und reduzierte tägliche Aktivitätskapazität tiefgreifend beeinträchtigen. Folglich zielen therapeutische Strategien darauf ab, Schmerzen zu lindern, die Funktion wiederherzustellen und das Fortschreiten der Krankheit zu verzögern⁵. Die derzeitige Erstlinien-Pharmakotherapie umfasst Analgetika, nichtsteroidale entzündungshemmende Medikamente, Chondroitin und Glucosaminsulfat sowie intraartikuläre Kortikosteroide zur Linderung von Schmerzen und Entzündungen⁶. Die längere Anwendung dieser Wirkstoffe ist jedoch durch erhebliche iatrogene Risiken eingeschränkt, insbesondere durch gastrointestinale Komplikationen und kardiovaskuläre Nebenwirkungen⁷, was den dringenden Bedarf an sichereren und nachhaltigeren therapeutischen Alternativen unterstreicht.

Akupunktur und Elektroakupunktur wurden in großem Umfang bei der Behandlung von Osteoarthritis eingesetzt und zeigten ihre Wirksamkeit bei der Linderung von Knieschmerzen und der Verbesserung der Gelenkfunktionalität ^8,9, wobei die Weltgesundheitsorganisation (WHO) Arthritis als vorrangige Bedingung für die Akupunkturtherapie anerkennt. Als Stimulationsziele und Effektoren bleiben Akupunkturpunkte von zentraler Bedeutung für die Akupunkturforschung, wo sich ihr morphologisches Erscheinungsbild, ihre räumlichen Dimensionen und ihre funktionelle Reaktionsfähigkeit während des Krankheitszustands dynamisch ändern, ein Phänomen, das als "Akupunkturpunkt-Sensibilisierung" bezeichnet ^wird10,11. Entscheidend ist, dass dieser Sensibilisierungsprozess die rezeptive Feldfläche und die therapeutische Reaktionsfähigkeit von Akupunkturpunkten moduliert und dadurch die Wirksamkeit der Behandlung bestimmt. Frühere präklinische Studien^12,13 zeigten eine Sensibilisierung bei Yanglingquan (GB34, in der Depression anterior und unterhalb des Wadenbeinkopfes, nahe der lateralen Seite der Hintergliedmaße) und Zusanli (ST36, lokalisiert auf der vorderen Seite des Beins, die laterale Grenze des Patellabandes ist bis zum vorderen Mittelpunkt gedrückt, 3/16 des Sprunggelenks) in KOA-Tiermodellen. Die Laser-Speckle-Bildgebung zeigte eine erhöhte lokale Durchblutung an diesen Akupunkturpunkten, während die photoakustische Bildgebung paradoxerweise keine signifikanten strukturellen Veränderungen in der Mikrozirkulation zeigte, was darauf hindeutet, dass die mikrozirkulatorischen Veränderungen während der Akupunkturpunkt-Sensibilisierung bei KOA in erster Linie funktionell und nicht strukturell sind. Die Untersuchung der zugrundeliegenden Mechanismen erfordert die Verwendung von Rattenmodellen; Eine schlechte Verfahrenskonformität bei Tieren führt jedoch zu einem erheblichen Zeitaufwand. Um diesen Einschränkungen zu begegnen, wurde ein Rattenimmobilisierungsgerät entwickelt, das speziell entwickelt wurde, um den Zugang zu Akupunkturpunkten der unteren Gliedmaßen zu erleichtern und die Effizienz von Elektroakupunkturverfahren zu verbessern.

Bei der Infrarot-Thermografie als funktionelle Bildgebungsmodalität werden berührungslose Infrarotsensoren verwendet, um Wärmestrahlung von vordefinierten interessierenden Bereichen zu erfassen, wobei computerverarbeitete Daten Pseudofarbthermogramme für die quantitative Analyse erzeugen^14,15. Diese Technik ermöglicht die nicht-invasive Überwachung hämodynamischer Veränderungen der Haut, indem Temperaturschwankungen gemessen werden, die mit Blutflussschwankungen im Haut-, Gefäß- und Muskelgewebe verbunden sind¹⁶, wodurch die visuelle Beurteilung funktioneller mikrozirkulatorischer Veränderungen an Akupunkturpunkten erleichtert wird. In dieser Studie wurde die Schmerzsensibilisierung an GB34- und ST36-Akupunkturpunkten zunächst mit einem elektronischen Algometer validiert, gefolgt von der kombinierten Anwendung von Safranin O-Schnellgrünfärbung, IL-1β- und TNF-α-Analyse, Infrarot-Thermografie-Bildgebung und schmerzbezogenen Verhaltensbewertungen, um die analgetische Wirkung der Elektroakupunkturstimulation an GB34- und ST36-Akupunkturpunkten bei Mononatriumjodacetat-induzierten (MIA) osteoarthritischen Ratten im Knie zu untersuchen.

Protokoll

Alle Versuchsprotokolle wurden von der Tierethikkommission der Universität für Chinesische Medizin Peking genehmigt und streng überwacht (ID: bucm-2024091102-3197), und alle Verfahren hielten sich strikt an den Leitfaden der National Institutes of Health (NIH) für die Pflege und Verwendung von Labortieren. In dieser Studie wurden dreißig männliche Sprague-Dawley-Ratten (Gewichtsbereich: 210-250 g) verwendet. Die verwendeten Reagenzien und Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Versuchstiere und -gruppen

1. Halten Sie die Tiere in der speziellen Tieranlage unter.
2. Halten Sie die Umgebungstemperatur bei 22 °C ± 2 °C, die relative Luftfeuchtigkeit bei 50 % bis 60 % und einen 12-stündigen Hell-Dunkel-Zyklus. Bieten Sie während der gesamten Studie ad libitum Zugang zu Nahrung und Wasser.
3. Nach einer 7-tägigen Akklimatisierungsphase werden die Ratten nach dem Zufallsprinzip in fünf Versuchsgruppen (n = 6 pro Gruppe) eingeteilt: normale Kontrollgruppe (Con), Scheinoperation (Sham)-Gruppe, Modellgruppe (MIA), nicht-fixe (NF) Gruppe und Elektroakupunktur (EA)-Gruppe.

2. Etablierung eines Monojodacetat-induzierten KOA-Modells

1. Setzen Sie Ratten in eine Induktionskammer. Anästhesieren Sie mit 4 % Isofluran in Sauerstoff zur Induktion und halten Sie dann unter 1,5 % bis 2,0 % Isofluran, das über eine Gesichtsmaske abgegeben wird (gemäß den institutionell anerkannten Protokollen).
2. Fixieren Sie Ratten in der linken Seitenlage. Entfernen Sie die Haare mit einer sanften Enthaarungscreme am rechten Kniegelenk und an den umliegenden Stellen.
3. Desinfizieren Sie das rechte Kniegelenk dreimal mit Povidon-Jod von innen nach außen, gefolgt von der Wiederholung der gleichen Schritte mit 75% Ethanol.
4. Halten Sie das rechte Knie in einer 90°-Beugung. Identifizieren Sie die untere Patellagrenze und die Tuberositas tibia. Schieben Sie eine 22-G-Nadel (0,7 mm × 30 mm) über den lateralen oder medialen Rand des Patellabandes in einem kutanen Annäherungswinkel von 30°-45° 3-5 mm in den Gelenkspalt vor. Bestätigen Sie die intraartikuläre Platzierung und infundieren Sie langsam 50 μl MIA-Lösung (1 mg/50 μl). Bei Scheinkontrollen ist ein entsprechendes Volumen steriler Kochsalzlösung zu injizieren.
5. Führen Sie fünf passive Bewegungsmanipulationen durch, um eine gleichmäßige intraartikuläre Wirkstoffverteilung zu gewährleisten. Bringen Sie das Tier zur postoperativen Genesung in seinen Heimatkäfig zurück.

3. Verfahren zur Fixierung von Ratten

1. Sichern Sie die Ratte in einer schwarzen Rückhaltehülle. Erstellen Sie im unteren rechten Quadranten eine kreisförmige Öffnung mit einem Durchmesser von 1,5 cm, durch die die rechte Hintergliedmaße nach außen ragt, wie in Abbildung 1A dargestellt.
2. Sichern Sie gepaarte Nylon-Kabelbinder (5 mm × 300 mm) im Abstand von 6,8 cm durch einen Kunststoffgitterrahmen. Positionieren Sie die obere Fixierung im Achselbereich und verankern Sie die untere Fixierung am Beckengürtel, wie in Abbildung 1B,C,E dargestellt.
   HINWEIS: Die NF-Gruppe wird nicht den in Schritt 3.2 beschriebenen Verfahren unterzogen.

4. Elektroakupunktur-Behandlung

1. Beginnen Sie mit der Elektroakupunktur-Intervention am vierten Tag nach einem aufeinanderfolgenden dreitägigen Fixationsprozess.
2. Führen Sie eine aseptische Vorbereitung in den Akupunkturregionen GB34 und ST36 durch. In Abbildung 1D finden Sie eine standardisierte oberflächenanatomische Kartierung dieser Loci.
3. Führen Sie sterile Einweg-Akupunkturnadeln (Durchmesser: 0,25 mm; Länge: 13 mm) in die Akupunkturpunkte ein. Verbinden Sie GB34 mit der Anode und ST36 mit der Kathode gemäß dem Elektrostimulationsprotokoll (Abbildung 1G).
4. Deaktivieren Sie nach einer 20-minütigen Elektroakupunktursitzung das Gerät. Lösen Sie die Elektroden von den Nadelgriffen und entfernen Sie vorsichtig die Akupunkturnadeln, um den therapeutischen Eingriff abzuschließen. Führen Sie Interventionen täglich über zwei aufeinanderfolgende Wochen durch.
   HINWEIS: Mit Ausnahme der NF-Gruppe erhielten die übrigen drei Gruppen keine Behandlung, sondern wurden auf die gleiche Weise wie die EA-Gruppe täglich 20 Minuten lang immobilisiert.

5. Prüfung der mechanischen Entnahmeschwelle (MWT)

1. Setzen Sie Ratten in einer ruhigen Umgebung bei einer Raumtemperatur von 24 °C ± °C auf eine Fußprüfplattform mit einem Boden aus Edelstahlgitter und einem Käfigkörper aus organischem Kunststoff.
2. Stimulieren Sie den Mittelbereich der rechten Hinterpfote oder bestimmte Akupunkturpunkte vertikal mit der Sonde mit 0 mm Durchmesser des elektronischen Schmerzdetektors Electric Von Frey. Erhöhen Sie die Intensität der Stimulation allmählich und gleichmäßig, bis eine Reaktion auf die Vermeidung des Pfotenentzugs beobachtet wird. Notieren Sie den in diesem Moment angezeigten Wert als mechanische Entnahmeschwelle.
   HINWEIS: Jede Ratte wird einmal in 10-Minuten-Intervallen gemessen, wobei der Mittelwert von drei aufeinanderfolgenden Versuchen als Endergebnis angegeben wird.

6. Test der Pfotenentzugslatenz (PWL)

1. Akklimatisieren Sie die Ratten 5 Minuten lang auf der thermischen Plattform, bevor Sie sie formell bewerten.
2. Halten Sie die Oberflächentemperatur der Plattform während des Tests bei 55,0 °C ± 0 °C. Initiieren Sie die Zeitmessung, wenn die rechte Hinterpfote die erhitzte Oberfläche berührt, und stoppen Sie die Zeitmessung, wenn die erste positive Reaktion (Pfotenlecken, Springen oder schnelles Zurückziehen) beobachtet wird. Definieren Sie die aufgezeichnete Dauer als PWL.
   HINWEIS: Führen Sie dreifache Messungen pro Ratte in Abständen von 5 Minuten durch. Berechnen Sie den Mittelwert als repräsentativen PWL.

7. Infrarot-Wärmebildtechnik

HINWEIS: Enthaaren Sie die Hintergliedmaßen am Tag vor der Thermografie, um den Einfluss der Haare auf die Temperaturmessung zu eliminieren.

1. Halten Sie die Versuchsbedingungen bei einer Umgebungstemperatur von 2 °C und einer relativen Luftfeuchtigkeit von 60 % bei schallgedämpfter und diffuser Beleuchtung aufrecht.
2. Fesseln Sie die Ratte in einer schwarzen Fesselhülse, wobei das rechte Hinterglied durch ein kreisförmiges Loch ausgestreckt ist. 10 Minuten auf den Operationstisch legen.
   HINWEIS: Wenn die Ratte nach 10 Minuten nicht ruhig ist, verlängern Sie die Wartezeit, bis sie ruhig wird, bevor Sie mit dem nächsten Schritt fortfahren.
3. Erfassen Sie Wärmebilder des lateralen und ventralen Kniegelenks mit der Wärmebildkamera in einem Abstand von 5 cm, konfiguriert mit einem Emissionsgrad von 0,97, einer Bildrate von 9 Hz und einer IR-Auflösung von 160 × 120 Pixeln.
4. Verarbeiten Sie die erfassten Infrarot-Thermografiedaten mit einer speziellen Analysesoftware, um eine präzise Quantifizierung der thermischen Parameter durch computergestützte Spektralanalyse zu ermöglichen.

8. Enzymgebundener Immunosorbent-Assay (ELISA)

1. Betäuben Sie Ratten durch intraperitoneale Injektion von 20% iger Urethanlösung (1,2 g/kg). Öffnen Sie die Bauchhöhle und führen Sie die Blutentnahmenadel in die Bauchschlagader ein. Führen Sie das Ende der Nadel ohne Antikoagulans in ein Vakuum-Blutentnahmegefäß ein.
2. Lassen Sie die Blutproben 30 Minuten lang gerinnen. Zentrifugieren bei 1006 x g für 15 min bei °C. Quantifizieren Sie die Serumproteinspiegel mit dem BCA-Assay.
3. Messen Sie die IL-1β- und TNF-α-Konzentrationen mit kommerziellen ELISA-Kits gemäß den Protokollen des Herstellers.

9. Safranin schnelle grüne Färbung

HINWEIS: Nach der Blutentnahme der abdominalen Aorta wird das rechte Kniegelenk mit einer chirurgischen Schere herausgeschnitten, wobei 1 mm osteoartikuläre Segmente sowohl des proximalen Femurs als auch der distalen Tibia erhalten bleiben. Periartikuläre Weichteile vorsichtig debridieren.

1. Tauchen Sie die Kniegelenke 72 h lang in 4% Paraformaldehyd (PFA). Gründlich mit phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) unter sanftem Rühren spülen, um eine vollständige PFA-Entfernung zu gewährleisten.
2. Tauchen Sie die Proben 4 Wochen lang in eine Entkalkungslösung mit Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA) bei °C. Tauschen Sie die EDTA-Lösung alle 2 Tage aus. Stechen Sie mit einer Nadel leicht in das Taschentuch; Das Fehlen von Widerständen zeigt den Abschluss der Entkalkung an. Spülen Sie entkalkte Proben 4-6 Stunden lang mit PBS, um EDTA-Reste zu entfernen.
3. Dehydrieren Sie die Proben mit einem automatischen Dörrgerät. In Paraffin einbetten und zu starren Blöcken erstarren lassen. In Paraffin eingebettete Blöcke werden mit einem Mikrotom geschnitten, um 4 μm dicke Scheiben zu erhalten. Die Scheiben in ein Wasserbad geben. Greifen Sie nach dem Aufklappen Abschnitte heraus und platzieren Sie sie auf Glasobjektträgern. In einer temperaturkontrollierten Kammer 12 Stunden trocknen.
4. Legen Sie die Objektträger für 10 min in Xylol (I) und weitere 10 min in Xylol (II). Nacheinander 5 Minuten lang in wasserfreiem Ethanol (I), wasserfreiem Ethanol (II), 90 % Ethanol und 75 % Ethanol einweichen. Mit Reinstwasser abspülen.
5. Färben Sie Objektträger mit Fast Green Lösung für 2 min. Unter Leitungswasser spülen, bis der Knorpel unter mikroskopischer Betrachtung glasartig und transparent mit deutlich sichtbaren Lücken erscheint. Differenzieren Sie 10 s lang in 1%iger Essigsäurelösung und überwachen Sie, bis der verbleibende Blaustich vollständig entfernt ist. Sofort mit Reinstwasser abspülen.
6. 15 Minuten lang mit Safranin O-Lösung färbt, bis die Knorpelmatrix eine gleichmäßige, intensive rubinrote Färbung zeigt, während das Knochengewebe blassrosa erscheint.
7. Die Objektträger werden nacheinander 10 s lang in wasserfreiem Ethanol (I), (II), (III) und (IV) eingeweicht. Jeweils 10 min in frisch zubereitetes Xylol (I) und Xylol (II) tauchen.
8. Entfernen Sie die Objektträger und tragen Sie neutrales Harz auf die Objektträgeroberfläche auf, wobei Sie den Kontakt mit dem Gewebe sorgfältig vermeiden. Legen Sie den Rand des Deckglases auf den Objektträger und senken Sie ihn langsam ab, um Blasenbildung zu vermeiden. Wischen Sie überschüssiges Xylol und Harz ab. Trocknen Sie die Objektträger über Nacht bei Raumtemperatur. Legen Sie getrocknete Schnitte zur Bildgebung unter ein optisches Mikroskop.

10. Statistische Auswertung

1. Verwenden Sie SPSS-Software für statistische Analysen. Geben Sie Daten als Mittelwert ± Standardabweichung aus.
2. Analysieren Sie MWT- und PWL-Daten mit ANOVA mit wiederholten Messungen. Vergleichen Sie andere Datasets gruppenübergreifend mit der unidirektionalen ANOVA.
3. Geben Sie die Ergebnisse als Mittelwert ± Standardabweichung (SD) aus. Definieren Sie die statistische Signifikanz als p < 0,05.

Ergebnisse

Während des gesamten Versuchs starben keine Tiere. Die Ergebnisse der Dauer des Operationsverfahrens und der Anzahl der Nadelablösungen für jede Ratte sowohl in der NF- als auch in der EA-Gruppe zeigten, dass die EA-Gruppe nach einer Einschränkung mit Nylon-Kabelbindern eine verkürzte Operationszeit und weniger Nadelablösungen aufwies (P < 0,001; Abbildung 1H,I). Die Analyse der Akupunktur-Schmerzschwellen zeigte vor der Modellierung keine statistisch signifikant...

Diskussion

MIA, ein metabolischer Inhibitor, stört selektiv die zelluläre aerobe Glykolyse und induziert dadurch die Chondrozyten-Apoptose 17,18,19. Die intraartikuläre MIA-Verabreichung führt zu einer Chondrozytendepletion und einer anschließenden Gelenkknorpeldegeneration, die durch morphologische Unregelmäßigkeiten und histopathologische Veränderungen gekennzeichnet ist, die der menschlichen OA-Patholog...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
0-10ul Pipettierer mit einstellbarem Volumen	Servicebiografie	IC012395160823
0-200UL Pipettierer mit einstellbarem Volumen	Servicebiografie	IC021029160323
1,5 ml Eppendorf Röhrchen	Servicebiografie	EP-150-M
10ul Mikropipettenspitze	Servicebiografie	TP-10
1 ml Spritze	Shanghai Zhiyu Medical Equipment Co., LTD	ZSQ-1
200ul Mikropipettenspitze	Servicebiografie	TP-200
22-Gauge-Nadel	Kruuse	Artikel-Nr.: 112416c
2 ml Eppendorf Röhrchen	Servicebiografie	EP-150-M
5ml rotes Blutröhrchen	Shanghai Xinle Biotechnologie Co. Ltd	CXG-5R
75% Alkohol	Shandong Anjie Gaoke Desinfektionstechnologie Co. Ltd	75-500ml
Anhaftende Folie	CITOTEST	188105
Automatische Tellerwaschanlage	Rayto	RT-3100C
Nadel für Blutentnahme	Jiangxi Ruibang Industrial Group Co. LTD	CXZ-07
Safranin für Knochengewebe und feste grüne Färbelösung	Shanghai Yuan Ye Biotechnology Co., Ltd.	Nr. R32730
Deckglas	Verifizierter Lieferant - Citotest Labware Manufacturing Co., Ltd	Artikel-Nr.: 10212432C
Dörrautomat	DIAPATH	Donatello
Elektronische Waage	Mettler-Toledo	ME203E/02
Elektrothermischer Strahlofen	Labotery	GEL-70
Einbettmaschine	Wuhan Junjie Electronics Co., Ltd	JB-P5
Umweltfreundliche Entparaffinierungsflüssigkeit	Servicebiografie	G1128-1L
Detektor für Enzymmarkierung	BioTeK	Epoche
Ethanol	SCRC	100092683
Ethylendiamin-Tetraessigsäure	Macklin	60-00-4
Fettfreier Wattebausch	Caoxian Hualu Sanitärmaterial Co. Ltd	TZMQ-500
Kühlzentrifuge mit hoher Geschwindigkeit	Drache	D3024R
Hochgeschwindigkeits-Tissue-Schleifmaschine	Servicebiografie	KZ-III-F
Heizplatten-Analgesiemeter	Kew-Basis	KW-CT-1
Bildgebendes System	Nikon	NIKON DS-U3
Infrarot-Wärmebildkamera	Testo AG	Testo 865
Iodophor	Shandong Anjie Gaoke Desinfektionstechnologie Co. Ltd	DF-500
IR Weich	Testo AG
Isofluran	RWD Biowissenschaften	Nr. R510-22-10
Latex-Handschuhe	Beijing Ruijing Latex Products Co. LTD	RJJC-S
Mechanisches Pfotenstocher-Testgerät	Kew-Basis	KW-RB
MIA	Sigma	206-165-7
Neutrales Gummi	SCRC	10004160
Normales Butanol	SCRC	100052190
Normale Kochsalzlösung	UNTERLEGSCHEIBE	SLYS-500ml
Paraffin-Flüssigkeit	Macklin	8012-95-1
Paraformaldehyd-Fixiermittel (neutral)	Servicebiografie	Nr. G1101
Schneidemaschine für Pathologie	Shanghai Leica Instrument Co., Ltd	RM2016
Ratte IL-1 beta  ELISA-Kit GER0002-96t	Servicebiografie	AC30253754
Ratte TNF-alpha ELISA Kit GER0004-96t	Servicebiografie	AC40253711
SD-Ratten	Beijing Sibefei Biotechnology Co., Ltd	SCXK (jing) 2024-0001
Anästhesiegerät für Kleintiere	YuYAN	ABM
Mundschutz	Gewinner	WJKZ-1
Streuer für Gewebe	Zhejiang Kehua Instrument Co., Ltd	KD-P
Reinstwasser-Poliersystem	Aiken Wasser El	AK-RO-C2
Aufrechtes optisches Mikroskop	Nikon	NIKON ECLIPSE E100
Urethan	Macklin	2621-79-6
Vortex-Mischer	Servicebiografie	MV-100
Xylol	SCRC	10023418