Forschungsartikel

Bewertung der Gesundheit und biologischen Aktivität von Biokohle aus Abfällen

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DOI:

10.3791/68994

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10. Oktober 2025

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1Department of Applied Ecology, Faculty of Environmental Sciences, Czech University of Life Sciences Prague

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier bewerten wir die Auswirkungen von aus Abfällen gewonnenen Pflanzenkohle aus Kaffeesatz, Hopfentreber, Fichtenholz und Zigarettenstummeln auf die Bodengesundheit, indem wir die mikrobielle Aktivität, das Pflanzenwachstum und die potenzielle Ökotoxizität von Wirbellosen bewerten.

Zusammenfassung

Pflanzenkohle ist das Produkt, das durch Erhitzen von Biomasse durch Pyrolyse bei hohen Temperaturen gewonnen wird, und hat sich aufgrund seines Potenzials zur Verbesserung der Bodeneigenschaften wie Wasserspeicherung, pH-Wert und Nährstoffverfügbarkeit als gängige Bodenverbesserung herausgestellt. Pflanzenkohle, die aus bestimmten Abfallstoffen hergestellt wird, kann jedoch negative ökotoxikologische Auswirkungen auf die Bodenbiota haben. Das übergeordnete Ziel dieser Studie war es, die Auswirkungen ausgewählter Pflanzenkohle aus Kaffeesatz, Hopfentreber, Fichtenholz und Zigarettenstummeln auf die Bodengesundheit zu bewerten, wobei der Schwerpunkt auf der mikrobiellen Aktivität, dem Pflanzenwachstum und der potenziellen Ökotoxizität lag. Mit Pflanzenkohle angereicherte Böden wurden insgesamt 15 Tage lang inkubiert, und es wurde eine Reihe von Assays durchgeführt, darunter die Dehydrogenase-Aktivität, die bakterielle Quantifizierung, ein Phytotoxizitäts-Bioassay mit Samen von Sinapis alba und ein Ökotoxizitätstest mit Enchytraeus albidus. Pflanzenkohlezusätze können den pH-Wert des Bodens verändern und die Wasserspeicherung beeinträchtigen. Zigarettenstummel-Biokohle zeigte die höchste Stimulation von Bakterienkolonien, mit Werten von bis zu 1,00 × 106 KBE/ml im Vergleich zu 8,47 × 104 KBE/ml bei Kontrollreplikaten, während Kaffeesatz-Biokohle die Dehydrogenase-Aktivität erhöhte (3,53 × 10-3 mU/g), was auf eine höhere mikrobielle Stoffwechselkapazität hindeutet. Phytotoxizitätstests zeigten, dass das Pflanzenwachstum durch Hopfen (162,96 %) und Fichtenholzkohle (206,66 %) gefördert wurde, während höhere Aufwandmengen von Zigarettenstummel-Pflanzenkohle das Sämlingswachstum unterdrückten (62,36 % Hemmung). Der Ökotoxizitätstest mit Enchytraeus albidus zeigte , dass alle Pflanzenkohle mit Ausnahme der Zigarettenstummel-Pflanzenkohle (33 % Stimulation) eine schädliche Wirkung hatten. Die Ergebnisse dieser Studie zeigen, dass die Wirkung von Pflanzenkohle auf die Bodengesundheit von der Quelle abhängt, was wichtige Auswirkungen auf die Bodenbewirtschaftung hat. Die Studie zeigt, dass die Anwendung von Pflanzenkohle je nach Konzentration und Art angepasst werden muss, um ihren Nutzen zu maximieren und gleichzeitig potenzielle Gefahren für Bodensysteme zu minimieren.

Einleitung

In den letzten Jahren hat sich Pflanzenkohle als multifunktionaler und umweltfreundlicher Bodenverbesserer inder Landwirtschaft 1 und als Mittel zur Eindämmung der globalen Erwärmung2 herausgestellt. Da die Welt mit Bodendegradation, verringerter Ernteproduktivität und erhöhten Kohlenstoffemissionen zu kämpfen hat, hat sich Pflanzenkohle zu einer grünen Alternative zu herkömmlichen Düngemitteln3 und Kohlenstoffbindungsansätzen4 entwickelt. Im Gegensatz zu synthetischen Düngemitteln erhöht Pflanzenkohle von Natur aus die Bodenfruchtbarkeit5, reduziert den Nährstoffverlust6 und erhöht die Wasserspeicherung7, was sie in Regionen mit degradierten oder wenig fruchtbaren Böden sehr nützlich macht. Darüber hinaus verbessert Pflanzenkohle die mikrobielle Funktion, indem sie einen stabilen Lebensraum und eine Kohlenstoffquelle für nützliche Bodenmikroorganismen bietet, die für den Abbau organischer Substanz und den Nährstoffkreislauf wichtig sind8.

Neben der Landwirtschaft dient Pflanzenkohle auch als grüne Lösung für die Abfallentsorgung, da sie Biomassereste wie landwirtschaftliche Reststoffe, Waldreststoffe und Lebensmittelabfälle in langfristiges Kohlenstoffmaterial umwandelt9. Dadurch wird nicht nur die Anhäufung von Abfällen begrenzt, sondern durch die Abscheidung von Kohlenstoff auch Treibhausgase ausgeglichen, die sonst als Kohlendioxid (CO2) oder Methan (CH4) entweichen würden. Im Vergleich zu anderen Mechanismen der Kohlenstoffbindung bietet Pflanzenkohle eine langfristige, integrierte Bodenstrategie, die atmosphärisches CO2 abschwächt und gesunde Böden sowie hohe Erträge unterstützt10.

Trotz seiner anerkannten Vorteile -- wie z.B. Verbesserung der Bodenfruchtbarkeit, Wasserspeicherkapazität und mikrobiell stimulierende Eigenschaften -- gibt es anhaltende Bedenken hinsichtlich möglicher ökotoxikologischer Auswirkungen auf die Bodenbiota11. Während Pflanzenkohle im Allgemeinen positiv für die mikrobielle Aktivität und Vielfalt ist, können bestimmte Rohstoffe oder Verarbeitungsbedingungen toxische Verbindungen produzieren, die den Mikroorganismen im Boden und ihrer ökologischen Funktion schaden12.

Um die potenziellen Risiken von Pflanzenkohle zu bewerten, sind ökotoxikologische Bewertungen erforderlich. Bakterien (Zersetzer), Pflanzen (Produzenten) und Wirbellose (Konsumenten) gehören zu den taxonomischen Gruppen, die in der Forschung zur Ökotoxizität von Böden und Sedimenten verwendet werden. Diese Taxa repräsentieren sowohl die terrestrische als auch die aquatische Umwelt13.

Die komplementäre Funktion von Enchytraeiden mit Regenwürmern für das Funktionieren des Bodenökosystems ist die Grundlage für die Entwicklung von Bioassays für diese Organismen. In Bioassays dienen Enchytraeide als terrestrische biologische Modelle, um die Auswirkungen von Chemikalien wie Pestiziden (z. B. Dimethoat, Atrazin, Carbendazim) und Spurenmetallen (z. B. Blei, Zink, Kupfer, Cadmium) zu untersuchen14.

Neben organismusbasierten Assays ist die mikrobielle Enzymaktivität eine weitere Möglichkeit, die Bodengesundheit zu beurteilen. Die Dehydrogenaseaktivität im Boden ist ein Indikator für die mikrobielle oxidative Aktivität15. Dehydrogenase-Tests in Boden-Pflanzenkohle-Gemischen sind wirksam zur Quantifizierung der mikrobiellen Aktivität und der allgemeinen Bodengesundheit. Da Dehydrogenase-Enzyme an der mikrobiellen Atmung beteiligt sind, spiegelt ihre Aktivität wider, wie biologisch aktiv der Boden ist. Dies ist nützlich, um die Bodenqualität, die Fruchtbarkeit und die Wirkung von Pflanzenkohle auf Mikroben zu beurteilen. Der Assay misst die Reduktion von Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC) zu Triphenylformazan (TPF), die spektrophotometrisch bestimmt wird. Eine höhere TPF-Produktion ist ein Indikator für eine höhere mikrobielle Aktivität.

Wir gehen davon aus, dass Pflanzenkohle, die aus verschiedenen Rohstoffen hergestellt wird, unterschiedliche Auswirkungen auf die Bodengesundheit haben wird. Diese Effekte hängen von ihren chemischen und physikalischen Eigenschaften ab, die die physikalisch-chemischen Parameter des Bodens verändern und so die mikrobielle Aktivität, das Pflanzenwachstum und die Toxizität von Bodenorganismen beeinflussen können.

In dieser Studie untersuchen wir die Auswirkungen von aus Abfällen gewonnenen Pflanzenkohle auf verschiedene Metriken der Bodengesundheit, darunter pH-Wert, mikrobielle Aktivität, Pflanzenwachstum und Überleben von Wirbellosen (Abbildung 1). Drei Konzentrationen (1%, 5%, 10% w/w) von vier verschiedenen aus Abfällen gewonnenen Pflanzenkohle wurden mit Gartenerde vermischt und auf die oben genannten Effekte hin bewertet. Der Feuchtigkeitsgehalt, der pH-Wert und die Auswahl der Testorganismen wurden sorgfältig kontrolliert, um die ökologische Relevanz der Studie sicherzustellen.

Protokoll

1. Zubereitung von Pflanzenkohle

HINWEIS: In der Materialtabelle finden Sie Einzelheiten zu den hier als Testmaterialien verwendeten Pflanzenkohle. Die Pyrolysebedingungen, die elementare Zusammensetzung und die Daten zur unmittelbaren Analyse wurden von den Herstellern zur Verfügung gestellt (Tabelle 1).

VORSICHT: Führen Sie die Pyrolyse immer in einem gut belüfteten Labor mit einem geeigneten Abluft- oder Rauchsystem durch. Tragen Sie hitzebeständige Handschuhe, einen Laborkittel, eine Schutzbrille und bei Bedarf einen Gesichtsschutz.

Tabelle 1: Grundlegende Eigenschaften der getesteten Pflanzenkohle. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

2. Chemische Charakterisierung von Pflanzenkohle

  1. Analyse der elementaren Zusammensetzung aller Pflanzenkohle (durchgeführt unter Verwendung der Atomemissionsspektroskopie mit induktiv gekoppeltem Plasma (ICP OES) oder der Massenspektrometrie mit induktiv gekoppeltem Plasma (ICP MS) auf der Grundlage der Konzentrationen nach mikrowellengestützter Zerlegung (Tabelle 2).

3. Herstellung von Boden-Pflanzenkohle-Gemischen

  1. Bodensammlung und Versuchsaufbau
    1. Sammle Mutterboden von einem Versuchsfeld.
    2. Entfernen Sie Oberflächenschmutz manuell. Sieben Sie den Boden auf eine Korngröße von weniger als 5 mm, um Schmutz zu entfernen.
    3. Wiegen Sie 100 g gesiebte Erde und geben Sie sie in Testbehälter.
  2. Zusatz und Inkubation von Pflanzenkohle
    1. Fügen Sie 1 g, 5 g oder 10 g jeder Pflanzenkohleart pro 100 g Boden hinzu, um eine Boden-Biokohle-Ergänzung von 1 %, 5 % und 10 % (w/w-Basis) zu erhalten.
    2. Fügen Sie destilliertes Wasser hinzu, um 60 % der maximalen Wasserspeicherkapazität (WHC) zu erreichen.
    3. Mit einem Spatel gründlich mischen.
    4. Wiegen Sie jeden Behälter und decken Sie ihn mit Parafilm ab, um die Verdunstung zu minimieren.
    5. Die Mischungen 10 Tage lang bei 27 °C inkubieren.
      HINWEIS: Diese Mischung wird für die Messung des Wasserverlusts, die pH-Änderung, die Phytotoxizität und bakterielle Quantifizierungsassays verwendet.
      Der verbrauchte Boden sollte gesammelt und gemäß den lokalen Biofeststoffprotokollen entsorgt werden.

4. pH-Messung von Boden-Pflanzenkohle-Gemischen

  1. Wiegen Sie 10 g jeder Boden-Pflanzenkohle-Mischung in konische 50-ml-Röhrchen.
  2. Geben Sie 25 ml destilliertes Wasser in die Röhrchen.
  3. Schütteln Sie die Röhren 30 s lang manuell oder verwenden Sie einen Vortex-Mischer bei mittlerer Geschwindigkeit. Filtern Sie die Mischung mit Whatman No. 1 Filterpapier in ein sauberes 100-ml-Becherglas.
  4. Messen Sie den pH-Wert des Filtrats bei Raumtemperatur (20-25 °C) mit einem kalibrierten pH-Messgerät.

5. Toxizitätstest für Enchytraeus albidus

  1. Führen Sie den Test gemäß der Organisation für wirtschaftliche Zusammenarbeit und Entwicklung (OECD) 2016, Test Nr. 22016 durch.
  2. Vorbereitung des Bodens für den Test
    1. Verwenden Sie für diesen Test künstliche Erde der OECD.
    2. Messen Sie den pH-Wert des Bodens gemäß den in Abschnitt 4 genannten Schritten.
    3. Stellen Sie die Erde auf einen pH-Wert von 6,0 ± 0,5 ein, indem Sie dem Boden nach und nach Kalziumkarbonat (CaCO3) zusetzen und gründlich mischen.
    4. Stellen Sie den Feuchtigkeitsgehalt auf 40-60 % des maximalen WGC ein, indem Sie destilliertes oder entionisiertes Wasser hinzufügen.
      HINWEIS: Konsistenz von Hand prüfen; Der Boden sollte feucht, aber nicht klumpig sein.
  3. Akklimatisierung und Selektion der Wurme
    1. Spülen Sie die Würmer vorsichtig mit destilliertem Wasser ab, um die Transportsalzlösung zu entfernen.
    2. Setzen Sie die Würmer in die vorbereitete OECD-Erde und akklimatisieren Sie sie 24 h lang bei 20 °C unter einem 16 h hellen/8 h dunklen Zyklus bei 6.000 Lux.
    3. Wählen Sie 15 gesunde adulte Würmer pro Setup mit einem Stereomikroskop aus, das auf dem Vorhandensein von Klitorlum basiert.
  4. Testaufbau und Inkubation
    1. Mischen Sie 100 g der vorbereiteten OECD-Erde mit 5 g jeder Pflanzenkohlesorte in sauberen Behältern.
    2. Bereiten Sie die Bekämpfung mit 100 g unverändertem OECD-Boden vor.
    3. Vergewissern Sie sich, dass der pH-Wert und der Feuchtigkeitsgehalt im erforderlichen Bereich liegen (pH - 6,0 ± 0,5; Feuchtigkeitsgehalt - 40-60 % des maximalen WG-Gehalts).
    4. Führen Sie 15 erwachsene Würmer mit einer weichen Pinzette in jeden Test- und Kontrollbehälter ein.
    5. Geben Sie 25 mg fein gemahlenen Haferflocken als Nahrungsquelle auf die Bodenoberfläche.
    6. Decken Sie die Behälter mit perforierter Aluminiumfolie ab, um den Luftaustausch zu ermöglichen.
    7. Inkubieren Sie die Behälter 5 Tage lang bei 20 °C unter einem 16 h Licht-/8 h Dunkelzyklus bei 6.000 Lux.
    8. Wiegen Sie die Behälter täglich und füllen Sie den Gewichtsverlust durch Zugabe einer angemessenen Menge destilliertem oder entionisiertem Wasser auf, um einen konstanten Feuchtigkeitsgehalt aufrechtzuerhalten.
    9. Überwachen Sie die Wurmaktivität und notieren Sie die sichtbare Sterblichkeit während des Tests.
    10. Berechnen Sie nach Beendigung des Tests die letale Wirkung (%) mit der folgenden Formel:
      figure-protocol-1
      Wo:
      Wi - anfängliche Wurmzahl zu Beginn des Tests
      Wf - endgültige Wurmzählung am Ende des Tests
      HINWEIS: Damit der Test gültig ist, sollte die Mortalität bei Erwachsenen in der Kontrollkonfiguration am Ende des Tests 20 % nicht überschreiten.
    11. Nach dem Test den Testboden bei 105 °C trocknen, um ihn zu inaktivieren, und gemäß den lokalen Biofeststoffprotokollen entsorgen.

6. Prüfung der Phytotoxizität

  1. Führen Sie den Test gemäß der Internationalen Organisation für Normung (ISO) 18763:201617 durch.
  2. Aufbau der Petrischale
    1. 20 g der inkubierten Erde-Pflanzenkohle-Mischungen in 9 cm saubere Petrischalen geben. Glätten Sie die Oberfläche vorsichtig mit einem sauberen Spachtel.
    2. Bereiten Sie drei Replikate für jede Pflanzenkohlekonzentration vor und schließen Sie zwei unveränderte Kontrollen ein.
  3. Saatgutaussaat und Inkubation
    1. Legen Sie 10 Sinapis alba-Samen gleichmäßig verteilt in jede Schale auf die Bodenoberfläche.
      HINWEIS: Drücken Sie die Samen nicht in die Erde; Lassen Sie sie auf natürliche Weise mit Feuchtigkeit aushärten.
    2. Decken Sie die Schalen mit Deckeln ab und stellen Sie sie 5 Tage lang bei 25 °C ± 2 °C ohne direktes Licht in einen Inkubator.
    3. Messen Sie nach der Inkubation die Wurzellänge von einem Samenrand bis zum Ende einer Wurzel mit einem Kunststofflineal. Geben Sie es in cm oder mm an. Wenn der Samen gerade geknackt ist, geben Sie ihn mit 0,1 cm oder 1 mm an.
    4. Berechnen Sie die Hemmwirkung (%) nach folgender Formel:
      figure-protocol-2
      Wo:
      RLc - durchschnittliche Wurzellänge der Samen in der Kontrollschale
      RLt - durchschnittliche Wurzellänge der Samen in der Testschale
      HINWEIS: Damit der Test gültig ist, ist es wichtig zu überprüfen, ob die Keimung der kontrollierten Samen mindestens 80 % beträgt (8 von 10 Samen gekeimt).

7. Quantifizierung der Bakterienkolonie

  1. Suspension und Verdünnung des Bodens
    1. Wiegen Sie 5 g jeder inkubierten Boden-Pflanzenkohle-Mischung in sterile konische 50-ml-Röhrchen.
    2. Fügen Sie 25 mL steriles destilliertes Wasser hinzu und schütteln Sie es gründlich für 30 s.
    3. Lassen Sie die Suspension 2 h lang bei Raumtemperatur homogenisieren.
    4. Filtrieren Sie die Suspension mit steriler Gaze oder sterilem Netz und bereiten Sie serielle Verdünnungen mit dieser Stammlösung vor.
    5. Bereiten Sie fünf Reagenzgläser vor, die jeweils 9 ml steriles destilliertes Wasser enthalten.
    6. Führen Sie 10-fache serielle Verdünnungen mit sterilen Pipetten durch, z. B. 1 mL von der Stammlösung in das erste Röhrchen = 10-1, dann 1 mL in das nächste Röhrchen = 10-2 usw.)
    7. Verwenden Sie eine 10-2-Verdünnung für die Beschichtung.
  2. Plattieren und Zählen von Kolonien
    1. Pipettieren Sie 0,2 mL mit einer Verdünnung von 10-2 auf sterile Nähr-Agar-Platten.
    2. Verteilen Sie die Probe gleichmäßig mit einem sterilisierten Streuer.
    3. Die Platten werden in umgekehrter Position bei 27 °C 24 h lang inkubiert.
    4. Zähle Kolonien mit einem Koloniezähler.
    5. Berechnen Sie die koloniebildenden Einheiten (KBE) mL-1 des Gemisches nach folgender Formel:
      figure-protocol-3
      HINWEIS: Arbeiten Sie unter einer Biosicherheitswerkbank, falls vorhanden. Flammsterilisieren Sie die Werkzeuge zwischen den Proben, um eine Kontamination zu vermeiden.
      Desinfizieren Sie alle Platten mit 70% Ethanol oder Autoklav, bevor Sie sie entsorgen.

8. Bestimmung der Trockenmasse (TM)

HINWEIS: Verwenden Sie hitzebeständige Handschuhe, wenn Sie mit heißen Schüsseln umgehen.

  1. Wiegen Sie 10 g Erde in eine hitzebeständige Glas- oder Porzellanschale.
  2. Die Schüssel in den auf 105 °C vorgeheizten Trockenofen stellen und 2 h trocknen lassen.
  3. Nach dem Trocknen die Schüssel in einen Exsikkator geben und 10 Minuten abkühlen lassen, um eine Feuchtigkeitsaufnahme aus der Luft zu verhindern.
  4. Wiegen Sie die abgekühlte Schüssel erneut mit einer Analysenwaage.
  5. Wiederholen Sie den Vorgang für mindestens drei Proben, um die Genauigkeit zu gewährleisten.
  6. Berechnen Sie den Gehalt an Trockenmasse (TM) nach folgender Formel:
    figure-protocol-4
    Wo:
    TM - Gehalt an Trockenmasse (%)
    Md - Trockengewicht der Probe in g
    Mw - Gewicht der ungetrockneten (ursprünglichen) Probe in g

9. Test der Dehydrogenase-Aktivität (DHA)

  1. Führen Sie den Test gemäß dem Standardprotokoll (ISO 23753-1:2019)18 durch.
  2. Vorbereitung der Reagenzien
    1. TRIS Pufferlösung (100 mmol/L, pH 7,6).
      1. 12,12 g Tris(hydroxymethyl)aminomethan (TRIS) werden in 800 ml destilliertem Wasser gelöst.
      2. Stellen Sie den pH-Wert mit 1 M Salzsäure (HCl) auf 7,6 ein.
      3. Stellen Sie das Gesamtvolumen mit destilliertem Wasser auf 1 l ein.
      4. Bei 4 °C lagern und innerhalb einer Woche verbrauchen.
    2. TTC-Substratlösung (300 mmol/L)
      1. 1 g TTC wird in 10 ml der vorbereiteten Tris-Pufferlösung gelöst.
      2. Im Dunkeln bei 4 °C lagern und innerhalb von 1 Woche verbrauchen.
    3. Bereiten Sie die TPF-Standardlösung für die Kalibrierkurve vor:
      1. Fügen Sie 100 mg TPF zu 10 ml 96%igem Ethanol hinzu und rühren Sie, bis es sich vollständig aufgelöst hat, um eine TPF-Stammlösung (33 mmol/l) zu erhalten.
      2. 0,5 ml der vorbereiteten TPF-Stammlösung mit 50 ml Ethanol verdünnen, um eine TPF-Arbeitslösung (330 nmol/ml) zu erhalten.
      3. Bereiten Sie Arbeitsstandards von 0, 0,1, 0,2, 0,5 und 1,0 ml aus der Arbeitslösung vor, die mit Ethanol auf ein konstantes Endvolumen von 3 ml verdünnt wird.
      4. Messen Sie die Extinktion bei 485 nm, um die Kalibrierkurve zu erstellen.
  3. Probenvorbereitung
    1. Geben Sie 5 g jeder Boden-Pflanzenkohle-Mischung in konische 50-ml-Röhrchen.
    2. Geben Sie 4 mL Tris-Puffer (100 mmol/L, pH 7,6) und 1 mL TTC-Lösung in die Testaufbauten auf.
    3. Fügen Sie den Steuerungs-Setups nur 4 ml Tris-Puffer hinzu.
    4. Die Röhrchen werden manuell durch sanftes Wenden gemischt und bei 25 °C 6 h in der Dunkelheit inkubiert.
  4. Extraktion von Formazan
    1. Geben Sie nach der Inkubation 25 ml Ethanol in jedes Röhrchen.
    2. Die Proben werden 1 h lang (250 min-1, bei 25 °C) im Dunkeln orbital bewegt.
    3. Nach dem Rühren 1 ml TTC in die Kontrollröhrchen geben.
    4. Alle Röhrchen bei 2.000 × g für 5 min bei 25 °C zentrifugieren, um den Überstand zu trennen.
  5. Messung und Berechnung
    1. Überstände in saubere Küvetten überführen.
    2. Die Extinktion bei 485 nm wird mit einem Spektralphotometer abgelesen.
    3. Verwendung der Kalibrierkurve zur Bestimmung der TPF-Konzentration in Proben (nmol/L).
    4. Berechnen Sie die Dehydrogenase-Aktivität mit der folgenden Formel:
      figure-protocol-5
      Wo:
      A - enzymatische Aktivität in mU g-1 (oder nmol min-1 g-1) von trockenem Boden
      Cs - Konzentration von TPF in Testproben in nmol mL-1
      Cb - Konzentration von TPF in der Kontrollprobe in nmol mL-1
      V - Gesamtreaktionsvolumen (Summe aus Substrat, Pufferlösung und Ethanolvolumen, in mL)
      RT - Dauer der Reaktion in Minuten
      M - Bodenmasse pro Rohr in g
      TM - Gehalt an Trockenmasse des Bodens (%)
      HINWEIS: Fassen Sie TTC und TPF mit Handschuhen an, da sie potenzielle Mutagene sind. Verwenden Sie einen Abzug, wenn Sie Reagenzien auf Ethanolbasis herstellen.
      Nach der Prüfung sind Ethanol und TTC-haltige Abfälle in dafür vorgesehenen Behältern für chemische Abfälle zu entsorgen.

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Abbildung 1: Schematische Darstellung des experimentellen Arbeitsablaufs. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Ergebnisse

Chemische Charakterisierung
Die Pflanzenkohle zeigte signifikante Unterschiede in der elementaren Zusammensetzung (Tabelle 2). Calcium (Ca) und Kalium (K) waren am höchsten in Pflanzenkohle aus Zigarettenstummeln und Hopfentreber. Fichtenholzkohle enthielt das meiste Aluminium (Al) und Eisen (Fe). Kupfer (Cu) und Magnesium (Mg) waren in der Hopfenkohle stark angereichert. Blei (Pb), Cadmium (Cd) und andere Spurenmetalle waren in allen Proben in geringen Mengen vorhanden.

Tabelle 2: Chemische Zusammensetzung der Pflanzenkohle. Hauptbestandteile der verschiedenen Pflanzenkohle, die in der Studie verwendet wurden. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Variation des pH-Werts während der Inkubationszeit
Über alle Behandlungen hinweg stieg der pH-Wert von Boden-Pflanzenkohle-Gemischen im Laufe der Zeit tendenziell leicht an (Abbildung 2). Der höchste pH-Wert wurde für das Gemisch mit Zigarettenkippen-Pflanzenkohle mit 10 % w/w gemessen und erreichte an Tag 15 9,48; Diese Behandlung zeigte im Laufe der Zeit den größten Anstieg. Kaffeesatz-Biokohle führte ebenfalls zu einem allmählichen Anstieg, mit einem maximalen pH-Wert von 8,94 bei 10 Gew.-% am 15. Tag. Hopfen-Pflanzenkohle erhöhte den pH-Wert um 16,57 %, mit einem Maximum von 9,20 bei 10 % Gew.-%. Im Gegensatz dazu erreichte das Fichtenholz-Pflanzenkohle-Gemisch einen pH-Wert von 8,56 bei 10 % w/w. Die Kontrolle zeigte den niedrigsten pH-Wert, der zwischen 6,57 und 7,66 lag, mit minimaler Veränderung im Laufe der Zeit.

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Abbildung 2: pH-Veränderungen im Laufe der Zeit in Boden-Pflanzenkohle-Gemischen. Der pH-Wert des Bodens, gemessen an Tag 0, 10 und 15 für jeden Pflanzenkohlezusatz bei 1 %, 5 % und 10 % w/w. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Wassereinlagerungen und Gewichtsverlust
Das Wasserrückhaltevermögen war bei allen Pflanzenkohletypen geringer als bei Kontrollböden ohne Pflanzenkohle (Abbildung 3). Die Kontrolle verlor innerhalb von 15 Tagen 3,67 % ihres Gewichts, was auf die höchste Wasserretention hinweist. Unter den Pflanzenkohle hatte die Zigarettenstummelbehandlung den geringsten Wasserverlust, der während der Inkubation um 5,89 % abnahm, und damit die größte Retention unter den Pflanzenkohle. Ein ähnliches, aber moderateres Muster wurde bei Hopfen-Pflanzenkohle beobachtet (9,22 % Gesamtgewichtsverlust, mit größeren Verlusten bei höheren Konzentrationen). Kaffeesatz-Pflanzenkohle zeigte den größten Gewichtsverlust (bis zu 16,56 %), was auf die geringsten Wassereinlagerungen hinweist. Das Fichten-Holz-Gemisch verlor durchschnittlich 10,22 %.

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Abbildung 3: Gewichtsverlust von Boden-Pflanzenkohle-Gemischen während der Inkubation. Gewichtsveränderung als Indikator für die Wasserretention über 15 Tage für alle Pflanzenkohle und Konzentrationen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

E. albidus Toxizitäts- und Reproduktionstest
Die Vermehrung von E. albidus bei 5 Gew.-% Pflanzenkohle zeigte eine ausgeprägte Rohstoffabhängigkeit. Im Rahmen der OECD-Bodenkontrolle stieg die Population von 15 auf 24 (Anstieg um 60 %, Abbildung 4). Fichtenholz-Pflanzenkohle führte zu nur 7 Überlebenden (53% Hemmung, Abbildung 5). Hopfen und Kaffeesatz-Pflanzenkohle ergaben jeweils 12 Überlebende (20 % Hemmung, Abbildung 5). Zigarettenstummel-Pflanzenkohle stimulierte die Fortpflanzung um 33 %, mit insgesamt 20 Würmern, einschließlich Nachkommen.

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Abbildung 4: Netto-Populationsveränderung von E. albidus in mit Pflanzenkohle behandelten Böden. Erste und letzte Wurmzählung nach 5 Tagen. Die Konzentration von 5 Gew.-% jeder Pflanzenkohle wurde getestet. Die Daten stellen den Mittelwert ± Standardabweichung dar (n = 3). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

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Abbildung 5: Toxische oder stimulierende Wirkungen auf E. albidus. Nettoeffekt auf die Würmer im Vergleich zur Bekämpfung. Positive Werte zeigen eine Hemmung; Negative Werte zeigen Stimulation an. Die Daten stellen den Mittelwert ± Standardabweichung dar. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Phytotoxizität
Die Wurzelverlängerung in S. alba wurde nach einer 10-tägigen Inkubation bei 1 %, 5 % und 10 % w/w gemessen (Abbildung 6). In unveränderlichen Böden betrug die durchschnittliche Wurzellänge 237 mm. Kaffeesatz-Biokohle mit 1 Gew.-% erzeugte eine Stimulation von 79,16 %; Höhere Konzentrationen führten zu einer Hemmung, bis zu 47,08 % bei 5 % Gew.-%. Fichtenholz-Biokohle stimulierte das Wachstum in allen Konzentrationen und erreichte einen Spitzenwert von 206,66 % bei 10 % w/w. Zigarettenstummel-Biokohle ergab eine Stimulation von 41,01 % bei 1 % w/w, hemmte aber das Wachstum bei 5 % und 10 % w/w und erreichte eine Hemmung von 62,36 % bei 10 % w/w. Hopfen-Pflanzenkohle stimulierte das Wachstum in allen Raten (38,97 %, 31,75 % und 162,96 % bei 1 %, 5 % bzw. 10 % w/w).

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Abbildung 6: Auswirkungen der Phytotoxizität auf Sinapis alba. Hemmung oder Stimulation des Wurzelwachstums im Vergleich zur Kontrolle nach 10 Tagen Wachstum bei allen Pflanzenkohlebehandlungen. Positive Werte zeigen eine Hemmung; Negative Werte zeigen Stimulation an. Die Daten stellen den Mittelwert ± Standardabweichung dar (n = 3). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Quantifizierung von Bakterienkolonien
Die Anzahl der Bakterienkolonien wurde nach 10 Tagen bestimmt (Abbildung 7). Die Kontrolle betrug durchschnittlich 8,47 × 104 KBE/ml. Kaffee-Biokohle ergab 7,33 × 104 KBE/ml bei 1 % w/w und stieg auf 1,18 × 105 und 1,50 × 105 KBE/ml bei 5 % bzw. 10 % w/w. Fichtenholz-Pflanzenkohle ergab 1,97 × 105 KBE/ml bei 1 % w/w, sank auf 9,73 × 104 und 4,93 × 104 KBE/ml bei 5 % und 10 % w/w. Zigarettenstummel-Biokohle produzierte 5,40 × 104 KBE/ml bei 1 % w/w und die höchste Stimulation bei 10 % w/w (1,00 × 106 KBE/ml). Hopfen-Pflanzenkohle zeigte in allen Konzentrationen eine leichte Stimulation und erreichte einen Spitzenwert von 1,07 ×10,5 KBE/ml bei 5 % w/w.

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Abbildung 7: Bakterienwachstum in Böden, die mit Pflanzenkohle behandelt wurden. Bakterielle KBE/ml nach 10 Tagen Inkubation für alle Behandlungen und Konzentrationen. Zum Vergleich enthaltene Steuerung. Die Daten stellen den Mittelwert ± Standardabweichung dar (n = 3). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Dehydrogenase-Aktivität
Kaffeesatz-Biokohle erzeugte die höchste Dehydrogenase-Aktivität über alle Konzentrationen hinweg, mit einem Spitzenwert von 1 % w/w (3,53 × 10-3 mU/g) und vergleichbar bei 5 % und 10 % w/w (2,38 × 10-3 und 2,62 × 10-3 mU/g) (siehe Abbildung 8). Hopfen-Pflanzenkohle erhöhte die Aktivität bei 1 % w/w (2,39 × 10-3 mU/g), nahm aber bei 5 % (6,34 × 10-4 mU/g) ab und wurde bei 10 % w/w (-8,30 × 10-4 mU/g) negativ. Zigarettenstummel-Biokohle war mit 1 % w/w (1,29 × 10-3 mU/g) positiv und sank auf -7,26 × 10-4 und -8,53 × 10-4 mU/g bei 5 % und 10 % w/w. Fichtenholz-Biokohle war in allen Konzentrationen negativ (-5,53 × 10-4 und -5,19 × 10-4 mU/g bei 1 % und 5 % w/w; -3,11 × 10-4 mU/g bei 10 % w/w) und blieb damit niedriger als bei der Kontrolle.

figure-results-7
Abbildung 8: Dehydrogenase-Aktivität in mit Pflanzenkohle angereicherten Böden. Mikrobielle Enzymaktivität über alle Arten und Konzentrationen von Pflanzenkohle hinweg. Die Werte beziehen sich auf den Kontrollboden ohne Zusatz von Pflanzenkohle. Positive Werte deuten auf eine höhere Enzymaktivität im Vergleich zur Kontrolle hin, und negative Werte deuten auf eine niedrigere Enzymaktivität als bei der Kontrolle hin. Die Daten stellen den Mittelwert ± Standardabweichung dar (n = 3). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

Eine Zusammenfassung der Ergebnisse finden Sie in Tabelle 3 und Tabelle 4 .

Tabelle 3: Auswirkungen von Pflanzenkohle auf den pH-Wert des Bodens und die Wasserspeicherung. Zeigt die anfänglichen und endgültigen pH-Werte, ΔpH und den prozentualen Wasserverlust während der Inkubation an. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

Tabelle 4: Zusammenfassung der biologischen Wirkungen und DHA-Ergebnisse. Kombinierte Daten zur Wurmvermehrung, Phytotoxizität, Keimzahl und Enzymaktivität für alle Behandlungen. figure-results-8 Zeigt Stimulation und figure-results-9 Hemmung an. Bei DHA-Ergebnissen deuten positive Werte auf eine höhere Enzymaktivität im Vergleich zur Kontrolle und negative Werte auf eine geringere Enzymaktivität als bei der Kontrolle hin. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

DATENVERFÜGBARKEIT:
Die Daten werden in das öffentliche Repositorium hochgeladen: DOI/URL: https://doi.org/10.6084/m9.figshare.30128803.v1

Diskussion

Die Mischung aus Erde und verbrauchter Kaffeesatz-Biokohle wies eine hohe Alkalität mit einem pH-Wert von 8,94 auf, was mit dem zuvor berichteten pH-Wert von 9,419 übereinstimmte. Die Pflanzenkohle zeigte auch die höchste Zunahme des Gewichtsverlusts im Vergleich zur Kontrollprobe, was auf eine geringe Feuchtigkeitsspeicherfähigkeit hinweist, die wahrscheinlich auf ihre geringe Oberfläche zurückzuführen ist, die die Wasseradsorptionsneigung einschränkt20,21. Diese physikalischen Eigenschaften schufen ungünstige Bedingungen für E. albidus, was zu einer 20%igen Hemmung des Überlebens und der Fortpflanzung von Würmern führte.

In Phytotoxizitätstests zeigte S. alba eine Stimulation von 79,16 % bei einer Konzentration von 1 Gew.-%, während die Pflanzenkohle bei höheren Konzentrationen, z. B. 5 Gew.-%, die Wurzelverlängerung um 47,08 % hemmte. Dies stimmt mit Berichten22 überein, wonach die phytotoxischen Wirkungen von Kaffeesatz-Biokohle auf Lactuca sativa durch Carbonsäuren verursacht wurden. Darüber hinaus haben Studien gezeigt, dass lösliche Phenole und Carbonsäuren auch den Auxintransport stören, was zu phytotoxischen Schwellenwerten führt23.

Die Anzahl der Bakterienkolonien stieg mit erhöhter Konzentration der Kaffee-Pflanzenkohle (1,50 × 10-5 KBE/ml bei einer Konzentration von 10 Gew.-%), was darauf hindeutet, dass diese Pflanzenkohle günstige Bedingungen für kultivierbare Bakterien bietet. Kaffee-Biokohle zeigte auch die höchste DHA-Aktivität (3,53 × 10-3 mU/g), was darauf hindeutet, dass sie sowohl kultivierbare als auch nicht kultivierbare mikrobielle Populationen stimuliert. Dies wurde durch Studien24 weiter unterstützt, in denen die positiven Auswirkungen von Kaffee-Biokohle auf die enzymatische Aktivität des Bodens beobachtet wurden.

Hopfen-Pflanzenkohle verursachte eine Erhöhung der Alkalität des Bodens und einen moderaten durchschnittlichen Gewichtsverlust (10%). In Phytotoxizitätstests war die Pflanzenkohle vorteilhaft für die Stimulation der Wurzelverlängerung, insbesondere bei höheren Konzentrationen (162,96 % Stimulation). Was die mikrobielle Aktivität betrifft, so zeigte die Hopfen-Pflanzenkohle keine nennenswerte Veränderung der Keimzahlen (bis zu 1,00 × 10-5 KBE/ml), was auf ein Gleichgewicht in ihrer chemischen Zusammensetzung zurückzuführen sein könnte. Während Hopfen-Pflanzenkohle die höchste Menge an Kupfer (Cu) enthielt, das für Mikroben giftig sein kann, da es bakterielle Enzymsysteme hemmt25, enthielt es auch höhere Mengen an Elementen wie Kalium (K) und Phosphor (P), die das mikrobielle Wachstum unterstützen sollten, indem sie die Chlorophyllsynthese in Sämlingen verbessern26. Die DHA-Aktivität spiegelte auch diesen neutralen Effekt wider, was auf eine stabile Reaktion mit begrenzter biologischer Wirkung hindeutet.

Die Biokohle von Zigarettenkippen führte im Laufe der Zeit zu einer Erhöhung der Alkalität des Bodens (bis zu pH 9,48). Es wurde bei einer höheren Pyrolysetemperatur (700 °C) hergestellt, was zu einer alkalischeren Pflanzenkohle führte, die das Bakterienwachstum unterstützte. Diese Beobachtung steht im Einklang mit früheren Studien27, in denen berichtet wurde, dass Pflanzenkohle den pH-Wert des Bodens und damit die Lebensraumbedingungen verbessert. Unter allen Behandlungen behielt die Pflanzenkohle der Zigarettenstummel den höchsten Feuchtigkeitsgehalt (bis zu 94%), was auch die stimulierende Wirkung auf das Überleben und die Fortpflanzung von E. albidus erklären könnte. Eine hohe Feuchtigkeitsspeicherung kann mit mikrostrukturellen Veränderungen bei 700 °C in Verbindung gebracht werden, wodurch Mikroporen entstehen, die Wasserfilme einfangen28. Eine weitere Ursache für die stimulierende Wirkung kann auf den hohen Gehalt an Kalzium (Ca), P und K in der Biokohle der Zigarettenstummel zurückzuführen sein, die für das Überleben und die Fortpflanzung von Würmern von Vorteil sind.

In mikrobiellen Bewertungen zeigte die Biokohle von Zigarettenstummeln bei höheren Konzentrationen von etwa 1,00 × 10-6 KBE/ml die höchste bakterielle Stimulation, im Gegensatz zur DHA-Aktivität , die nicht den gleichen Anstieg zeigte. Dieser Befund deutet auf eine selektive Stimulation kultivierbarer Bakterien und nicht der gesamten mikrobiellen Gemeinschaft hin.

Die Mischung aus Erde und Fichtenholzkohle verursachte nur einen leichten Anstieg des pH-Werts, was auch in Studien29 festgestellt wurde, die einen pH-Wert von 7,87 für aus Nadelbäumen gewonnene Pflanzenkohle angaben. Ihre Produktionstemperatur war die niedrigste (600 °C) aller in dieser Studie verwendeten Pflanzenkohle. Die Fähigkeit der Pflanzenkohle, Wasser zu speichern, war im Vergleich zu anderen Pflanzenkohlearten moderat, da sie keinen extremen Gewichtsverlust zeigte.

Im Fall des Überlebens und der Fortpflanzung von Eisenia foetida zeigte die Fichtenholzkohle jedoch die höchste Toxizität (53% letale Wirkung). Eine der wahrscheinlichen Ursachen könnte ein erhöhter Gehalt an Elementen wie Aluminium (Al), Eisen (Fe) und Mangan (Mn) sein, von denen bekannt ist, dass sie für Regenwürmer giftig sind, da sie die pH-Regulierung des Darms beeinträchtigen und oxidativen Stress verursachen30. Ähnliche Ergebnisse wurden in Studien berichtet, in denen Eisenia foetida aufgrund der Schwermetalltoxizität im Boden durch den übermäßigen Einsatz von Agrochemikalien einen erheblichen Rückgang der Biomasse erlitt31.

Pflanzenkohle aus Fichtenholz verursachte die größte Stimulation der Wurzeldehnung im Phytotoxizitätstest (bis zu 206% Stimulation). Dies deutet darauf hin, dass im Gegensatz zur Empfindlichkeit gegenüber Würmern hohe Konzentrationen von Metallen als essentielle Mikronährstoffe für Pflanzenarten wie S. alba dienen können. Niedrige Konzentrationen dieser Pflanzenkohle stimulierten Bakterienkolonien; Allerdings gingen die Völkerzahlen mit zunehmender Konzentration zurück. Dieser Effekt deutet auf eine bakterielle Empfindlichkeit gegenüber niedrigen K- und P-Gehalten und einem hohen Gehalt an toxischen Elementen (Al, Fe, Mn) hin. Diese Beobachtung stimmt mit der gemessenen DHA-Aktivität überein, die niedriger war als im Kontrollboden, möglicherweise aufgrund eines niedrigen Wasserstoff-Kohlenstoff-Verhältnisses (H/C), wodurch Kohlenstoff nicht verfügbar ist32. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass Fichtenholzkohle aufgrund eines schlechten Nährstoffgehalts oder hemmender Verbindungen das mikrobielle Wachstum nicht unterstützt.

Die Pflanzenkohle wurde als Testmaterial von externen Labors bezogen und unter den von den jeweiligen Anbietern routinemäßig angewandten Bedingungen hergestellt, zu denen auch unterschiedliche Pyrolysetemperaturen gehörten. Unser Ziel war es, repräsentative aus Abfällen gewonnene Pflanzenkohle so zu bewerten, wie sie geliefert wurde, anstatt den Einfluss der Temperatur auf die Rohstoffe zu isolieren. Daher können Temperatureffekte in dieser Studie nicht vollständig von den Rohstoffeffekten getrennt werden. Detaillierte Produktionsparameter wie Heizleistung, Gasatmosphäre und Verweilzeit waren von den Lieferanten nicht verfügbar; Es wurden nur die angegebenen Temperaturen und elementaren Eigenschaften angegeben (siehe Tabelle 1 und Tabelle 2).

Unter Berücksichtigung der Ergebnisse dieser Studie kann der Schluss gezogen werden, dass die Hopfen-Biokohle eine insgesamt ausgewogene Wirkung mit moderaten Nebenwirkungen auf die Umwelt hatte. Es unterstützte das Wachstum von Pflanzen in allen Konzentrationen, zeigte eine moderate Veränderung des pH-Werts und des Wasserrückhaltevermögens und hatte darüber hinaus im Vergleich zu anderen getesteten Pflanzenkohle keine drastische Wirkung auf Bodenmikroben und Würmer.

Diese Ergebnisse zeigen, wie wichtig es ist, die geeignete Pflanzenkohleart zusammen mit ihren geeigneten Konzentrationen für Bodenverbesserungen auszuwählen, um die tatsächliche Verbesserung der Bodenqualität und des Pflanzenwachstums zu gewährleisten, ohne negative Nebenwirkungen zu verursachen.

Mehrere Schritte im Protokoll, einschließlich der Pyrolysetemperatur und der Ausbringungsrate der Pflanzenkohle, hatten einen spürbaren Einfluss auf die Ergebnisse dieser Studie. Höhere Pyrolysetemperaturen führten zu einer höheren Alkalität der Pflanzenkohle und beeinflussten die Stimulation der Wurmvermehrung und des Bakterienwachstums, wie bei der Pflanzenkohle der Zigarettenkippe zu sehen ist. Im Gegensatz dazu führten niedrigere Pyrolysetemperaturen zu weniger alkalischer Pflanzenkohle und waren mit der höchsten Wurmtoxizität und reduzierten mikrobiellen Aktivität verbunden, wie im Fall von Fichtenholz-Pflanzenkohle. Die Wirkung der Aufwandmenge war abhängig von der Pflanzenkohleart und dem untersuchten Organismus. Niedrigere Konzentrationen von Kaffeesatz-Biokohle führten zu einer stimulierenden Wirkung auf die Wurzelverlängerung und eine hohe DHA-Aktivität, während hohe Konzentrationen von Biokohle aus Zigarettenstummeln zu dem höchsten kultivierbaren Bakterienwachstum führten.

Bestimmte Anpassungen wurden in der Studienmethode vorgenommen, um häufige Probleme wie inkonsistente Koloniezahlen zu beheben. Dazu gehört die 2-stündige Homogenisierung von Bodensuspensionen und die Verwendung der 10-2-Reihenverdünnung , um optimale und vergleichbare Koloniezahlen zu erhalten. Darüber hinaus dient die OECD-Leitlinie, Test Nr. 220, zur Bewertung der Wirkung von Prüfchemikalien auf Enchytraeid-Würmer. Er schlägt die Berechnung der letalen Konzentration 50 (LC50) vor, die aus einem Bereich chemischer Konzentrationen abgeleitet wird, die im Bereichsfindungstest getestet wurden. In dieser Studie ging es darum, die toxische Gesamtwirkung von aus Abfällen gewonnenen Pflanzenkohle auf das Überleben und die Fortpflanzung der Würmer zu bewerten. Daher wurde die letale Wirkung anhand der prozentualen Veränderung der Anzahl der Würmer von Anfang bis Ende des Tests bestimmt und als letale Wirkung % angegeben.

Dieses Protokoll ist unter Laborbedingungen und in kleinem Maßstab (z. B. 100 g Proben) reproduzierbar. Eine Ausweitung auf größere Bodenmengen kann jedoch zu unterschiedlichen Ergebnissen führen. Dies kann durch die richtige mechanische Durchmischung des Bodens und der verwendeten Pflanzenkohle sowie durch ein kontrolliertes Bewässerungssystem gesteuert werden, um einen konstanten Feuchtigkeitsgehalt aufrechtzuerhalten. Darüber hinaus variierten die Effekte der Pflanzenkohle stark mit der Art des Ausgangsmaterials und der Pyrolysetemperatur, was auf zukünftige Forschungen hindeutet, um jedes Material vor der Anwendung individuell zu charakterisieren.

Das Protokoll unterscheidet sich von anderen Techniken zur Bewertung der Bodengesundheit dadurch, dass es eine Kombination aus physikalisch-chemischen Parametern wie pH-Wert und Feuchtigkeitsspeicherung sowie biologischen Reaktionen auf die Veränderung des Bodens mit verschiedenen Arten von Pflanzenkohle bietet. Die Einbeziehung der Enzymaktivitätsanalyse zusammen mit der traditionellen Anzahl der mikrobiellen Kolonien gibt Aufschluss über die nicht kultivierbare mikrobielle Funktion. Darüber hinaus basierte die Studie auf verschiedenen Pflanzenkohle-Rohstoffen in mehreren Konzentrationen, was die praktische Relevanz für reale Bodenverbesserungsstrategien erhöht.

Zukünftige Forschungsarbeiten könnten die Erprobung weiterer Rohstoffe wie Gülle, Reishülsen oder Klärschlamm umfassen, um deren Auswirkungen auf Bodenökosysteme zu vergleichen. Langzeit-Feldversuche können auch angepasst werden, um saisonale Effekte und Ernteerträge zu bewerten. Diese Studie zeigt rohstoff- und konzentrationsabhängige Effekte von aus Abfällen gewonnenen Pflanzenkohle auf die Bodengesundheit. Bestimmte Pflanzenkohle stimulierte die mikrobielle Aktivität und das Pflanzenwachstum, während andere hemmende oder toxische Reaktionen in Bodenorganismen hervorriefen. Die Auswahl geeigneter Pflanzenkohletypen und Ausbringungsmengen ist unerlässlich, um den Nutzen zu maximieren und gleichzeitig die Risiken bei der Bodenbewirtschaftung zu minimieren.

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine Interessenkonflikte haben.

Danksagungen

Die vorliegende Arbeit wurde durch das Projekt BIOCIRKL (Reg.-Nr. TN02000044), das in den Jahren 2023-2028 vom tschechischen Konjunkturprogramm und der Technologieagentur der Tschechischen Republik im Rahmen des Programms der nationalen Kompetenzzentren unterstützt wird.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1,3,5 – Triphenyltetrazolium formazanSigma-Aldrich, Tschechische Republik93145
2,3,5- Triphenyltetrazoliumchlorid Sigma-Aldrich, Tschechische RepublikT8877
Autoklav CertoClav ClassicCertoClav, Österreich8510174
Calciumcarbonat  Sigma-Aldrich, Tschechische Republik239216
Zentrifuge MPW-251MPW Med. Instrument, Polen10251
Zigarettenstummel BiocharUniversität Hohenheim, DeutschlandProduziert bei 700 Grad & Grad; C 
Koloniezähler CC-200Cole-Parmer14212-04
Enchytraeus albidus  INVITAL aqua s.r.o.
Ethanol Penta, Tschechische Republik70390-11003
Hopfenbiomasse-BiokohleLabor der Akademie der Wissenschaften der Tschechischen RepublikProduziert bei 650 & Grad; C 
Inkubator Q-ZellePol-Lab, Polen
MikrowellenherdAnton Paar, Multiwave PRO
Notebook PC DELL Latitude 3510Dell-Produkte, Irland
Nährstoffagar-Medien;OXOID, Tschechische RepublikCM0003B
OECD Boden Mikrobiotest, Belgien
pH-Messgerät WTW inoLab pH 7110 Xylem Analytics, Deutschland1AA112
Sinapis alba-Samen Mikrobiotest, Belgien
Spektrophotometer M4 UV-sichtbares SpekttrophometerVWR76520-716
Verbrauchte Kaffeepulver-BiokohleLabor der Akademie der Wissenschaften der Tschechischen RepublikProduziert bei 650 & Grad; C 
Biokohle aus FichtenholzOlesnice, Tschechische RepublikProduziert bei 600 & Grad; C 
Stereomikroskop MSZ5000-T-IL-TLA.Kruss Optronic, DeutschlandMSZ5000-T-IL-TL
Tris Base Sigma-Aldrich, Tschechische Republik252859
Videookular VOPC93 USB 2.0A.Kruss Optronic, Deutschland  VOPC93
Waage KERN EMB KERN, Deutschland

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