Methodenartikel

Visualisierung des Torwächters: Evans auf blauem Farbstoff basierende Bewertung der Durchlässigkeit der Blut-Hirn-Schranke bei erwachsenen Zebrafischen

DOI:

10.3791/69010

⸱

30. September 2025

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1Department of Basic Medical Sciences, Kulliyyah of Medicine, International Islamic University Malaysia (IIUM), 2Department of Biotechnology, Kulliyyah of Science, International Islamic University Malaysia (IIUM), 3Department of Physiology, Faculty of Medicine, Universiti Kebangsaan Malaysia, 4Clinical Pharmacology Department, Menoufia Medical School, Menoufia University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Dieses Protokoll stellt eine zuverlässige Methode zur Beurteilung der Integrität der Blut-Hirn-Schranke (BHS) im adulten Zebrafischmodell (Danio rerio) unter Verwendung von Evans blaufarbstoffbasierter Bewertung dar, die sowohl eine qualitative als auch eine quantitative Analyse der neurovaskulären Störung ermöglicht.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Blut-Hirn-Schranke (BHS) ist eine semipermeable Grenzfläche, die die Homöostase des Zentralnervensystems (ZNS) aufrechterhält, indem sie die Bewegung von Substanzen in und aus dem Gehirn reguliert und so das Nervengewebe vor potenziell schädlichen Erregern schützt. Die Störung der BHS ist ein gut etabliertes Merkmal bei vielen neurodegenerativen Erkrankungen, einschließlich der Parkinson-Krankheit (PD) und der Alzheimer-Krankheit (AD), bei denen eine erhöhte Permeabilität zum Fortschreiten der Krankheit beiträgt und diese verschlimmert. Obwohl der adulte Zebrafisch (Danio rerio) zunehmend als wertvolles Modell für die Erforschung neurodegenerativer Erkrankungen anerkannt wird, sind standardisierte Methoden zur Bewertung der BHS-Integrität bei dieser Art nach wie vor begrenzt. Dieses Protokoll beschreibt einen einfachen, reproduzierbaren und kostengünstigen Ansatz zur Beurteilung der BHS-Permeabilität bei adulten Zebrafischen durch die Analyse der Evan-Blue (EB)-Farbstoffextravasation aus dem Neurovaskulatur in das Hirngewebe. Die Methode kombiniert qualitative Visualisierung mit quantitativer Bildanalyse der EB-Verteilung, um BHS-Störungen zu erkennen. Zu den wichtigsten Schritten gehören die ordnungsgemäße intraperitoneale Injektion des EB-Farbstoffs, die Bestätigung der systemischen Farbstoffzirkulation, eine sorgfältige Dissektion des Gehirns sowie eine konsistente Bildgebung und Graustufenintensitätsmessung. Positiv- und Negativkontrollen sind integriert, um die Penetration des Farbstoffs zu validieren und eine genaue Interpretation zu unterstützen. Repräsentative Ergebnisse zeigen eine größere EB-Extravasation in Parkinson-Zebrafischgehirnen im Vergleich zu Kontrollen, die mit Kochsalzlösung injiziert wurden, was auf eine erhöhte BHS-Permeabilität hinweist. Diese Technik erfordert nur minimale Spezialausrüstung und eignet sich für Labore mit begrenzten Ressourcen. Insgesamt bietet dieses Protokoll ein praktisches Werkzeug zur Untersuchung der BHS-Integrität in adulten Zebrafischmodellen und kann für verschiedene Anwendungen angepasst werden, einschließlich der Untersuchung von Krankheitsmechanismen und der Bewertung therapeutischer Interventionen, die auf die neurovaskuläre Funktion abzielen.

Einleitung

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Die Blut-Hirn-Schranke (BHS) ist eine selektive, semipermeable physiologische Schnittstelle, die hauptsächlich aus spezialisierten zerebralen Endothelzellen besteht, die von Perizyten und Astrozyten unterstützt werden und den molekularen Austausch zwischen dem Blutkreislauf und dem interstitiellen Raum des Gehirns regulieren, um die Mikroumgebung des Zentralnervensystems (ZNS) zu erhalten. Seine Integrität ist für die Erhaltung der ZNS-Homöostase und den Schutz des Nervengewebes vor schädlichen oder toxischen Substanzen unerlässlich1. Die Störung der BHS ist ein allgemein anerkanntes pathologisches Merkmal bei verschiedenen neurodegenerativen Erkrankungen, einschließlich der Parkinson-Krankheit (PD), der Alzheimer-Krankheit und der amyotrophen Lateralsklerose 2,3. Eine beeinträchtigte BHS-Funktion führt zu einer erhöhten Durchlässigkeit, wodurch neurotoxische Verbindungen und Entzündungsmediatoren in das Hirngewebe eindringen und dadurch das Fortschreiten der Krankheit verschlimmernkönnen 4. Daher ist die Bewertung der BHS-Integrität von entscheidender Bedeutung, um tiefere Einblicke in die neurovaskulären und entzündlichen Mechanismen zu gewinnen, die diesen Erkrankungen zugrunde liegen.

Während In-vivo-Nagetier- und In-vitro-Modelle nach wie vor die Goldstandards für die BHS-Forschungsind 5, hat sich der Zebrafisch (Danio rerio) aufgrund seiner genetischen Rückverfolgbarkeit, Kosteneffizienz, einfachen Handhabung und konservierten neuroanatomischen und BHS-Eigenschaften bei Säugetieren zu einem wertvollen Wirbeltiermodell in den Neurowissenschaften entwickelt6. Trotz ihrer zunehmenden Verwendung in neurodegenerativen Studien sind die Methoden zur Beurteilung der BHS-Integrität bei adulten Zebrafischen immer noch begrenzt 7,8. Techniken wie fluoreszierende Tracer-Injektionen oder transgene Reporter wurden bei Larven ausgiebig eingesetzt 9,10, stellen aber bei Erwachsenen aufgrund der Pigmentierung und verminderten Transparenz erhebliche Herausforderungen dar. Daher ist das Ziel der vorliegenden Studie, ein einfaches, reproduzierbares und visuell nachweisbares Protokoll zur Beurteilung der BHS-Permeabilität bei adulten Zebrafischen mittels Evan's Blue (EB) Farbstoff-Extravasation zu etablieren. Diese Methode umfasst sowohl die qualitative Beobachtung als auch die quantitative Messung des Farbstoffaustritts in das Hirngewebe und bietet ein praktisches Werkzeug zur Bewertung der neurovaskulären Integrität unter pathologischen Bedingungen.

Der Evan's Blue-Farbstoff, der an Serumalbumin bindet und normalerweise das intakte BBB11 nicht passieren kann, bietet eine praktikable Alternative zur Beurteilung der Barrierestörung12. Die EB-Extravasation wird in Nagetiermodellen häufig eingesetzt, um BHS-Leckagen bei Erkrankungen wie Schädel-Hirn-Trauma, Schlaganfall und Neuroinflammation zu erkennen13. Seine Anwendung bei erwachsenen Zebrafischen ist jedoch bisher weitgehend unerforscht. Diese Studie stellt eine neuartige Adaption der EB-Farbstofftechnik vor, die für adulte Zebrafische optimiert ist und eine zuverlässige qualitative und quantitative Bewertung der BHS-Permeabilität ermöglicht. Die Methode ist kostengünstig, erfordert nur minimale Spezialausrüstung und kann leicht für mehrere Tiere skaliert werden, was einen praktischen Vorteil gegenüber komplexeren bildgebenden Ansätzen bietet, die typischerweise bei Larven verwendet werden.

Mit diesem Protokoll bewerteten wir die BHS-Integrität sowohl bei gesunden als auch bei erwachsenen Parkinson-Zebrafischen. Zur Induktion von Parkinson im Zebrafisch wurde das Neurotoxin 1-Methyl-4-phenyl-1,2,3,6-tetrahydropyridin (MPTP) intraperitoneal verabreicht, nach einer zuvor beschriebenen Methode14. Die Ergebnisse zeigten eine signifikant größere EB-Extravasation im Gehirn von Parkinson-Zebrafischen, was mit der gut dokumentierten BHS-Störung übereinstimmt, die bei Parkinson beobachtet wurde. Diese Ergebnisse bestätigen die Sensitivität und Zuverlässigkeit der Methode und unterstützen ihren Nutzen bei der Verknüpfung von Gefäßpathologie mit molekularen und verhaltensbezogenen Ergebnissen. Diese Technik stellt somit ein wertvolles Werkzeug für Forscher dar, die neurovaskuläre Beiträge zu neurodegenerativen Erkrankungen untersuchen, und kann sowohl in genetischen als auch in toxininduzierten Zebrafischmodellen angewendet werden.

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Protokoll

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Dieses Protokoll wurde befolgt und vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der International Islamic University Malaysia (IIUM) unter Bezugnahme auf die Tierethik-Genehmigung (Ref.-Nr.: IIUM/504/14/2/IACUC) genehmigt.

1. Bereiten Sie die Evans Blue Farbstoff-Stammlösung vor

  1. 0,1 g EB-Farbstoff in 10 ml 1x phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) auflösen, um eine 1%ige (w/v) Stammlösung herzustellen. Gründlich mischen, bis sich der Farbstoff vollständig aufgelöst hat.
    ACHTUNG: EB ist als krebserregend der Kategorie 1B eingestuft. Vermeiden Sie direkten Kontakt mit Haut und Augen. Verwenden Sie Schutzkleidung, Handschuhe, Schutzbrille und eine Atemschutzmaske. Vermeiden Sie das Einatmen von Staub und befolgen Sie die Handhabungsanweisungen des Herstellers. Entsorgen Sie Evans Blue Farbstoff (fest oder gelöst) nicht in der Spüle. Bewahren Sie die Abfälle in etikettierten Originalbehältern auf. Entsorgen Sie gemäß den nationalen und lokalen Vorschriften für gefährliche Abfälle.
  2. Filtrieren Sie die Lösung mit einem 0,45 μm Spritzenfilter. Sammeln Sie das Filtrat in einem sterilen 15-ml-Zentrifugenröhrchen. Wickeln Sie die Tube in Alufolie ein und lagern Sie sie bei 4 °C.
    HINWEIS: Es kann auch ein kleinerer Porenfilter (z. B. 0,2 μm) verwendet werden. Die Stammlösung kann bis zu zwei Wochen bei 4 °C oder bis zu einem Monat bei -20 °C gelagert werden, wobei eine Aliquotierung empfohlen wird, um wiederholte Gefrier-Auftau-Zyklen zu minimieren, wenn sie gefroren gelagert wird.

2. Verabreichen Sie erwachsenen Zebrafischen Evans Blue Farbstoff

  1. Betäuben Sie den Zebrafisch per Unterkühlungsschock, indem Sie die Wassertemperatur schrittweise von 12 °C auf 7 °C senken, bis der Fisch nicht mehr auf taktile Reize reagiert.
    HINWEIS: Eine allmähliche Temperatursenkung kann erreicht werden, indem kleine Mengen zerstoßenes Eis langsam über mehrere Minuten in das Wasser gegeben werden, so dass die Temperatur allmählich sinkt. Auch das Eintauchen in Tricain ist eine geeignete alternative Anästhesiemethode.
  2. Injizieren Sie 20 μl 1% EB-Farbstoff mit einer 31-G-Insulinspritze in die intraperitoneale (IP) Höhle. Üben Sie 10 s lang sanften Druck auf die Injektionsstelle aus, um einen Rückfluss zu verhindern.
    HINWEIS: Die intraperitoneale Höhle des Zebrafisches befindet sich hinter dem Beckengürtel. Um die Erfolgsrate der EB-Verabreichung zu erhöhen, fasten Sie den Fisch 24 Stunden vor der Injektion. Dadurch wird die Bauchhöhle entleert, um einen besseren Zugang und eine bessere Genauigkeit des intraperitonealen Raums zu gewährleisten.
  3. Bringen Sie den Fisch in ein Auffangbecken und lassen Sie ihn 30 Minuten lang erholen. Überwachen Sie auf Verletzungen, Mortalität oder Verhaltensänderungen.
    HINWEIS: Um den Zebrafisch bei der Genesung zu unterstützen, verwenden Sie eine leicht reduzierte Wassertemperatur (20-24 °C) für den Auffangbehälter, um eine milde Betäubungswirkung zu erzielen und mögliche Beschwerden nach der Injektion zu betäuben. Injizierte Fische weisen einen blauen Farbton auf, was auf eine erfolgreiche Farbstoffzirkulation hinweist (Abbildung 1).
  4. Nach 30 min den Fisch durch einen Unterkühlungsschock bei 1 °C bis 3 °C einschläfern. Enthaupten Sie dann den Fisch mit einer sterilen Klinge oder einer chirurgischen Schere.
    HINWEIS: Um die spätere Dissektion des Gehirns zu erleichtern, lassen Sie beim Enthaupten zusätzliches Fleisch hinter dem Kopf.
  5. Spülen Sie den Kopf zweimal in 1x PBS (1:20 Fisch-PBS-Verhältnis) aus, um überschüssiges Blut und EB-Farbstoff zu entfernen.
    HINWEIS: Unzureichendes Waschen kann zu falsch-positiven Ergebnissen führen und die Genauigkeit der Analyse beeinträchtigen. Um dies zu verhindern, waschen Sie das Hirngewebe mindestens zweimal gründlich mit 1x PBS und achten Sie darauf, dass alles sichtbare Blut und der rieselfähige Farbstoff entfernt werden. Wenn noch Farbreste übrig bleiben, wird eine dritte Wäsche dringend empfohlen.
  6. Den Kopf über Nacht in 4 % Paraformaldehyd (PFA) bei 4 °C fixieren (Verhältnis Fisch zu Fixiermittel 1:20). Während der Fixierung ist kein Rühren erforderlich, da die geringe Größe des Zebrafischkopfes und das ausreichende Fixiermittelvolumen ein effektives Eindringen unter statischen Bedingungen ermöglichen.
    ACHTUNG: PFA ist schädlich, wenn es verschluckt, eingeatmet oder mit der Haut in Berührung kommt. Bereiten Sie die PFA-Lösung unter einem Abzug vor. Verwenden Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung und vermeiden Sie das Einatmen von Staub. Befolgen Sie alle Sicherheitsrichtlinien des Herstellers. PFA als Sondermüll behandeln. Vermeiden Sie es, es in den Abfluss zu werfen. Sammeln und kennzeichnen Sie den Abfall in verschlossenen Behältern und entsorgen Sie ihn gemäß den lokalen und nationalen Vorschriften.
  7. Sezieren Sie das Gehirn des Zebrafisches
    1. Legen Sie den fixierten Kopf in eine saubere Petrischale und präparieren Sie das Gehirn wie zuvor beschrieben15 mit einer Pinzette mit spitzem Ende. Fügen Sie während der Dissektion kontinuierlich 1x PBS tropfenweise hinzu, um das Gewebe mit Feuchtigkeit zu versorgen und ein Austrocknen zu verhindern.
    2. Bereiten Sie die Agaroseplatte vor, indem Sie 1 g Agarose in 100 mL destilliertem Wasser auflösen. In der Mikrowelle erhitzen, bis es vollständig geschmolzen ist, in eine Petrischale gießen und fest werden lassen.
    3. Spülen Sie das präparierte Gehirn zweimal in zwei separaten 1x PBS-Bädern. Legen Sie das Gewebe dann auf eine 1%ige Agaroseplatte, um die Feuchtigkeit zu speichern und ein Schrumpfen zu verhindern.
      HINWEIS: Unzureichendes Waschen kann zu falsch-positiven Ergebnissen führen und die Genauigkeit der Analyse beeinträchtigen. Um dies zu verhindern, waschen Sie das Hirngewebe mindestens zweimal gründlich mit 1× PBS und achten Sie darauf, dass alles sichtbare Blut und der frei fließende Farbstoff entfernt werden. Wenn noch Farbreste übrig bleiben, wird eine dritte Wäsche dringend empfohlen.

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Abbildung 1: Vergleich der Hautfärbung zwischen einem normalen und einem EB-injizierten Zebrafisch. (A) Normaler Zebrafisch mit einem typischen bräunlichen Hautton. (B) EB-injizierter Zebrafisch, der einen auffälligen bläulichen Farbton aufweist, was auf eine erfolgreiche systemische Zirkulation des Farbstoffs hinweist. Maßstabsleiste = 1 cm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

3. Etablierung einer positiven Kontrolle über Stichwundenverletzungen (SWI)

HINWEIS: Eine Stichverletzung bricht die BHS und ermöglicht die EB-Extravasation an der Verletzungsstelle.

  1. Betäuben Sie den Fisch mit der Methode des hypothermischen Schocks (siehe Schritt 2.1). Nach der Betäubung injizieren Sie 20 μl 1%igen EB-Farbstoff und lassen Sie den Fisch 30 Minuten lang erholen, wie in den Schritten 2.2 und 2.3 beschrieben.
  2. Nach einer 30-minütigen Erholungsphase bereiten Sie eine sterile 31-G-Nadel vor, die an einer Insulinspritze befestigt ist, und führen Sie eine Stichverletzung wie folgt durch:
    1. Betäuben Sie den Fisch erneut.
    2. Positionieren Sie den Fisch aufrecht auf einer flachen, kalten Oberfläche (z. B. Eisgelpackung). Führen Sie die Nadel in einer Seite des Telencephalons in einem Winkel von 90° bis zu einer Tiefe von nicht mehr als 1,5 mm ein (Abbildung 2).
      HINWEIS: Um einen direkten Hautkontakt mit der Eisgelpackung zu vermeiden und mögliche Hautschäden zu vermeiden, legen Sie eine Schicht Gaze oder Papiertuch zwischen den Fisch und die kalte Oberfläche (Abbildung 2). Alternativ kann der Fisch in einer flachen Petrischale positioniert werden, die auf dem Kühlakku platziert wird, um die Kühlung ohne direkten Kontakt aufrechtzuerhalten. Markieren Sie 1,5 mm auf der Nadel, um ein übermäßiges Eindringen zu verhindern.
    3. Den Fisch in ein Auffangbecken umfüllen und 30 Minuten ruhen lassen.
    4. Euthanasieren, enthaupten, reparieren und sezieren Sie das Gehirn, wie in den Schritten 2.4 bis 2.7 beschrieben.
    5. Zur Negativkontrolle wiederholen Sie die Schritte 2.1 bis 2.7 mit 20 μl 1x PBS anstelle von EB-Farbstoff.

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Abbildung 2: Stichverletzung zur Positivkontrolle. (A) Führen Sie kurz eine 31G-Nadel in das Telencephalon (roter Kreis) ein, um das Eindringen des EB-Farbstoffs in das Hirngewebe zu erleichtern; Vergleich eines unverletzten Gehirns und eines gestochenen Gehirns, (B) dorsale Ansicht der Stichstelle (roter Kreis), (C) seitliche Ansicht der Stichstelle. Maßstabsleiste = 1 mm. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.

4. Qualitative Analyse der EB-Extravasation

  1. Beobachten Sie präpariertes Hirngewebe unter einem Stereomikroskop. Optimieren Sie die Bildeinstellungen (Zoom, Weißabgleich, Belichtung, Kontrast usw.), um Konsistenz zu gewährleisten.
  2. Nehmen Sie Bilder mit einer am Mikroskop montierten Kamera auf und speichern Sie sie in . TIFF-Format.
    HINWEIS: Verwenden Sie für alle Proben identische Bildgebungseinstellungen, um eine vergleichende Validität zu gewährleisten.

5. Quantitative Analyse der EB-Extravasation

  1. Laden Sie Fiji herunter und installieren Sie es (einen Link zum Herunterladen der Software finden Sie in der Materialtabelle). Öffnen Sie das Bild in Fidschi.
  2. Führen Sie die Farbentfaltung durch, indem Sie auf Bild > Farbe > Farbentfaltung > RGB klicken, was zu drei separaten Bildern führt, die Rot-, Grün- und Blautöne darstellen.
    HINWEIS: Dieser Schritt isoliert den Blauton von den anderen Farbkomponenten, wodurch sichergestellt wird, dass nur die Intensität des blauen Farbstoffs gemessen wird.
  3. Aktivieren Sie das Blaukanal-Bild (in der Regel mit "Color_3" beschriftet), indem Sie auf das Bild klicken. Konvertieren Sie es in 8-Bit-Graustufen, indem Sie auf: Bild > Geben Sie > 8-Bit ein.
    HINWEIS: Die Graustufenkonvertierung minimiert Farbartefakte und verbessert die intensitätsbasierte Analyse.
  4. Messen Sie die Grauintensität des 8-Bit-Bildes.
    1. Legen Sie Messungen fest, indem Sie Folgendes auswählen: Analysieren > Messungen einstellen; wählen Sie Bereich und Mittlerer Grauwert aus.
    2. Zeichnen Sie mit dem Rechteckauswahlwerkzeug einen einheitlich großen Interessenbereich (ROI) und messen Sie die Grauintensität, indem Sie Analysieren > Messen auswählen oder Strg + M drücken.
      HINWEIS: Für alle Stichproben muss dieselbe ROI-Größe verwendet werden. Die absoluten Dimensionen des ROI können je nach Vergrößerung und Auflösung des aufgenommenen Bildes variieren, daher sollten Forscher die ROI-Größe innerhalb ihres Datensatzes standardisieren, um die Vergleichbarkeit zu gewährleisten. Jedes Pixel im 8-Bit-Graustufenbild hat einen Intensitätswert von 0 bis 255, wobei 0 für reines Schwarz, 255 für reines Weiß und die Werte dazwischen für verschiedene Grautöne stehen.
    3. Um Verzerrungen zu reduzieren, zeichnen Sie drei bis fünf ROIs innerhalb anatomisch konsistenter Regionen des Gehirns über alle Stichproben hinweg. Vermeiden Sie Bereiche mit Artefakten oder inkonsistenten Flecken.
      HINWEIS: Die Konsistenz der Platzierung kann erreicht werden, indem anatomische Orientierungspunkte referenziert und sichergestellt wird, dass die ROI-Positionierung in allen Versuchsgruppen symmetrisch ist.
    4. Mittelwerten Sie die mittleren Grauwerte aus den ROIs für jedes Bild, um einen einzigen Intensitätswert pro Gehirn zu erhalten. Verwenden Sie diesen Durchschnitt für den statistischen Vergleich zwischen Gruppen.

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Ergebnisse

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Dieses Protokoll wurde an einem Parkinson-Zebrafischmodell getestet. Die Beeinträchtigung der BHS ist ein gut dokumentiertes Phänomen bei Parkinson-Patienten 16,17,18 und bei verschiedenen Parkinson-Tiermodellen 19,20,21. Um die BHS-Integrität im adulten Zebrafisch-Parkinson-Modell zu untersuchen, wurde die EB-Farbstoff-Extravasation in...

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Diskussion

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Die Bewertung der Integrität der BHS ist für das Verständnis der Pathophysiologie von Erkrankungen des Gehirns von entscheidender Bedeutung, da eine beeinträchtigte BHS das Fortschreiten der Krankheit sowohl verursachen als auch verschlimmern kann4. Obwohl sich der adulte Zebrafisch als effektives Modell für die Untersuchung neurodegenerativer Erkrankungen erwiesen hat, sind die Methoden zur Beurteilung der BHS-Integrität bei dieser Art noch unterentwickelt

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Offenlegungen

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Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

Danksagungen

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Diese Forschung wurde vom malaysischen Ministerium für Hochschulbildung (MoHE) im Rahmen des Fundamental Research Grant Scheme (FRGS) unter der Fördernummer FRGS19-125-0734 finanziert. Die Publikationshilfe für diese Studie wurde von der Medizinischen Fakultät der Universiti Kebangsaan Malaysia (UKM) unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Agarose-PulverVivantisPC0701
Evans blauer FarbstoffSigma-AldrichNr. E2129
Fidschi ImageJNationale Institute für Gesundheit, USALink zum Download: https://imagej.net/software/fiji/downloads
Kamera für MikroskopShenZhen Hayear Electronics Co. Ltd.HY-500M
Paraformaldehyd (PFA)-PulverSigma-Aldrich158127
Phosphatgepufferte Kochsalzlösung (PBS)Sigma-AldrichNr. P4417
Natriumchlorid (NaCl)HmbG Chemie7647-14-5
StereomikroskopOlympus CorporationSZ40
Spritzenvorsatz-Filtereinheit, 0,45&Mikro; mMerck Millipore SLHV004SL

Referenzen

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Evans Blue FarbstoffZebrafisch ModellBBB Permeabilit tneurovaskul re BeurteilungGehirndissektionFiji BildanalyseParkinson ZebrafischFarbstoffextravasationGraustufenquantifizierung

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