Methodenartikel

Aufzucht von phoretischen Milben, die mit holzbohrenden Insekten vergesellschaftet sind

DOI:

10.3791/69039

⸱

2. September 2025

 ,  , 
1Tropical Research and Education Center, University of Florida IFAS, 2Fort Lauderdale Research and Education Center, University of Florida IFAS

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Hier stellen wir ein Protokoll zur Etablierung und Pflege von Laborkulturen von phoretischen Milben vor, die mit holzbohrenden Insekten assoziiert sind, einschließlich sowohl rädatorischer als auch pilzfressender Arten, unter Verwendung einer Aufzuchteinheit mit anpassbaren Nahrungsquellen und skalierbaren Methoden für experimentelle oder angewandte Forschung.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Phoretische Milben sind häufige Verwandte einer Vielzahl von holzbohrenden Insekten, wie z. B. Coleoptera: Curculionidae und Cerambycidae. Phoretische Milben gehören zu den wenigen Organismengruppen, die in der Lage sind, Zugang zu den Brutstätten ihrer Wirte zu erhalten. Diese Organismen sind winzig und stellen enge Assoziationen und Affinitäten zu biotischen und abiotischen Bedingungen in den Galerien von holzbohrenden Insekten her. Ihr Vorkommen in den Galerien kann einen signifikanten Einfluss auf das Verhalten und die Fortpflanzung der Käfer haben. Einige Arten können als natürliche Gegenspieler der Käfer und ihrer mutualistischen Pilze fungieren und symbiotische Beziehungen stören, die ihren Erfolg garantieren. Diese Eigenschaften machen phoretische Milben zu vielversprechenden Kandidaten für biologische Bekämpfungsprogramme gegen holzbohrende Schädlinge. Es sind jedoch reproduzierbare Methoden zur Aufzucht dieser Milben erforderlich, um ihre grundlegende Biologie und Ökologie zu untersuchen und ihr Potenzial als biologische Schädlingsbekämpfungsmittel zu bewerten. Trotz ihrer Bedeutung gibt es derzeit keine detaillierten Protokolle für die Erhaltung phoretischer Milbenpopulationen in Gefangenschaft. Diese Studie stellt einen praktischen und zugänglichen Ansatz für die Aufzucht von zwei Gruppen von phoretischen Milben vor, Pilzfresser/Detritivoren (Acari: Astigmata) (d.h. Histiogaster arborsignis) und Räuber (Acari: Mesostigmata) (d.h. Proctolaelaps spp.). Wir schlagen vor, gerollte Gerstenkörner bzw. Nematoden als Nahrungsquellen für diese Milben zu verwenden. Diese Nahrungsquellen sind praktisch und allgemein zugänglich, erfordern nur minimalen Wartungsaufwand und bieten gleichzeitig eine standardisierte Ernährung, die auf die Ernährungsbedürfnisse der Zielmilbengruppen zugeschnitten ist. Als feuchtigkeitsregulierende Matrix wird ein Pflaster-Aktivkohle-Untergrund verwendet. Diese Kombination bietet sowohl Nahrungsressourcen als auch ein geeignetes Mikrohabitat für die langfristige Erhaltung und Vermehrung dieser Milben. Die beschriebene Methode ist skalierbar und ermöglicht es den Forschern, die Aufzuchteinheiten proportional zur Koloniegröße und zum experimentellen Bedarf zu erweitern. Dieses Protokoll bietet ein wichtiges Instrument, um die Erforschung der ökologischen Rolle der phoretischen Milben voranzutreiben. Dieses experimentell validierte System gewährleistet die langfristige Lebensfähigkeit der Kolonie über mehrere Monate und mehrere Generationen und bleibt gleichzeitig anpassungsfähig für die Aufzucht anderer Milbentaxa unter Laborbedingungen.

Einleitung

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Viele holzbohrende Insekten verbringen den größten Teil ihres Lebenszyklus in Bäumen, wo sie sich von Pflanzenpathogenen ernähren und oft als Vektoren fungieren, was ein ernsthaftes Risiko für land- und forstwirtschaftliche Ökosysteme darstellt 1,2. Zu den schädlichsten Gruppen gehören invasive Käfer aus den Familien Buprestidae, Cerambycidae, Bostrichidae und Curculionidae, die weltweit mit hohem Baumsterben und wirtschaftlichen Verlusten in Verbindung gebracht werden3. Florida beherbergt über 35 Ambrosiakäferarten (Coleoptera: Curculionidae), von denen mindestens 15 dafür bekannt sind, Avocadobäume zu befallen 4,5. Zu den häufigen Arten in Obstgärten gehören Xyleborinus saxesenii Ratzeburg, Xyleborus affinis (Eichhoff), X. bispinatus Eichhoff, X. ferrugineus (Fabricius), X. volvulus (Fabricius), X. gracilis (Eichhoff) und Xylosandrus crassiusculus (Motschulsky), die oft im selben Baum vorkommen 4,6. Diese Käfer sind vor allem deshalb schädlich, weil sie symbiotische Pilze übertragen, von denen einige für Pflanzen pathogen sind7. Der schwerwiegendste Erreger ist Harringtonia lauricola, der Erreger der Lorbeerwelke, der mit seinem primären Vektor Xyleborus glabratus Eichhoff um 2002 in die USA eingeschlepptwurde 8,9. Die Lorbeerwelke hat Floridas Avocado-Industrie und einheimische Lauraceae verwüstet und über eine halbe Milliarde Bäume getötet10,11. Darüber hinaus kommt H. lauricola jetzt in Verbindung mit mehreren Ambrosiakäferarten vor, die als alternative Vektoren in Avocado-Systemen fungieren, in denen X. glabratus selten ist 4,12.

Milben (Acari) sind sehr vielfältige Gliederfüßer, die eine Vielzahl von ökologischen Nischen besetzen. Unter ihnen werden mehrere Gruppen aufgrund ihres räuberischen Verhaltens, ihrer hohen Fortpflanzungsraten und ihrer Fähigkeit, in verschiedenen Umgebungen, einschließlich Böden, Pflanzenoberflächen und gelagerten Produkten, zu gedeihen, zunehmend für ihr Potenzial als biologische Bekämpfungsmittel anerkannt. Ihre Fähigkeit, Schädlingsausbrüche in Gewächshäusern, Baumschulen und landwirtschaftlichen Feldern zu unterdrücken, unterstreicht ihre Bedeutung für Programme zur integrierten Pflanzenbekämpfung (IPM)13,14. Zur Familie der Phytoseiidae gehören beispielsweise mehrere Arten, die für die biologische Bekämpfung von erheblicher Bedeutung sind, insbesondere Neoseiulus californicus Berlese und Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot, die in großem Umfang zur Unterdrückung von Spinnmilben (Acari: Tetranychidae) und Thripsen in Gewächshaus- und Feldkulturen eingesetzt werden15. Ebenso ist die Laelapidenmilbe Stratiolaelaps scimitus ein biologisches Bekämpfungsmittel gegen bodenbewohnende Schädlinge wie Trauermückenlarven und Thripspuppen und wird in großem Umfang in integrierte Schädlingsbekämpfungsprogramme aufgenommen16. Phoretische Milben stellen in diesem Zusammenhang eine vielversprechende Gruppe dar. Diese Milben sind auf vorübergehende Assoziationen mit ihren Wirten angewiesen, um sich auszubreiten, und sind häufig in den Galerien oder Brutkammern von holzbohrenden Insekten wie Borken- und Ambrosiakäfern zu finden 17,18,19.

Die Vielfalt der phoretischen Milben erstreckt sich sowohl auf die Morphologie als auch auf die Ökologie. Einige zeigen ein pilzfressendes und detritivorenes Fressverhalten, während andere räuberisch sind. In Anbetracht ihrer Nähe zu ihren Wirten haben phoretische Milben das Potenzial, Insektenpopulationen direkt zu unterdrücken, indem sie Eier und Larven fressen, sie physisch beeinträchtigen oder indirekt symbiotische Assoziationen von holzbohrenden Insekten stören 20,21,22,23.

Trotz des wachsenden Interesses an Milben und ihren potenziellen biologischen Bekämpfungsmitteln ist die Entwicklung von Aufzuchtprotokollen für sie nach wie vor begrenzt. Einige Studien haben über Methoden zur Kultivierung freilebender Raubmilben berichtet (Acari: Mesostigmata)24,25; In den Beschreibungen fehlen jedoch oft Anweisungen für die Erstansiedlung von Milbenkolonien, was eine Herausforderung für neue Akarologen*innen darstellt. Derzeit gibt es keine etablierten Protokolle für die Haltung langfristiger Laborkolonien oder die Aufzucht von phoretischen Milben für experimentelle Zwecke. Das in dieser Studie vorgestellte Protokoll schließt diese Lücke, indem es eine praktische, skalierbare und reproduzierbare Methode für die Aufzucht sowohl räuberischer (d.h. Mesostigmata) als auch fungivorer/detritivore (d.h. Astigmata) Milben bietet. Obwohl das Protokoll im Zusammenhang mit phoretischen Milben beschrieben wird, ist es auf andere Milben anwendbar und kann leicht an verschiedene Forschungsziele angepasst werden. Zum Beispiel können Astigmata-Milben, die mit dieser Methode aufgezogen werden, als fiktive Beute für Raubmilben dienen26,27.

Ziel dieser Studie war es, ein standardisiertes Aufzuchtprotokoll für phoretische Milben zu entwickeln und zu evaluieren, unter der Annahme, dass eine breit anwendbare Kombination aus Substrat und Nahrung das nachhaltige Überleben und die Fortpflanzung über verschiedene Milbentaxa (Mesostigmata und Astigmata) hinweg unterstützen kann.

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Protokoll

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Das hier beschriebene Protokoll ist eine verbesserte Adaption früherer Beschreibungen von Massenaufzuchttechniken für Bodenarthropoden24,25. Es umfasst auch eine neue Methode zur Massenaufzucht von Fungivoren/Detritivoren phoretischen Milben (d. h. Astigmata) mit autoklavierbaren Plastiktüten. Die verwendeten Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung des Substrats der Aufzuchteinheit

  1. Wenn Sie eine Kultur mit 1-5 Milben beginnen, verwenden Sie ein 5-ml-Schraubdeckelglas, um die Milbenvisualisierung während der Koloniegründung zu erleichtern. Um die Anfangsglasgröße zu ermitteln, berechnen Sie ungefähr 20 Milben pro 30 ml Behältervolumen.
    HINWEIS: Wenn Sie beispielsweise eine Kultur mit 5-20 Milben beginnen, verwenden Sie ein durchsichtiges Glas mit 30 ml oder kleinerem Schraubdeckel. Wenn Sie eine Kultur mit 20-40 Milben beginnen, verwenden Sie die nächste Glasgröße (60 ml).
  2. Bereiten Sie eine Trockenmischung aus 90 g Gips Paris und 10 g Aktivkohlepulver (9:1) in einem autoklavierbaren 500-ml-Becherglas vor. Rühren Sie das Pulver, bis es vollständig vermischt ist, bevor Sie es autoklavieren.
  3. Decken Sie das Becherglas mit Alufolie ab, um zu verhindern, dass während des Autoklaviervorgangs Wasser in den Behälter eindringt.
  4. Bereiten Sie eine Mischung aus Bio-Rindenstücken und Sphagnum-Moos (2:1) in einem autoklavierbaren Becher zu. Bereiten Sie so viel vor, dass etwa die Hälfte des Aufzuchtbehälters bedeckt ist.
    HINWEIS: Wenn Sie beispielsweise einen 120-ml-Behälter vorbereiten, bereiten Sie etwa 60 ml des Substrats vor.
  5. Decken Sie das Becherglas mit Alufolie ab, um zu verhindern, dass während des Autoklaviervorgangs Wasser in den Behälter eindringt.
  6. Gießen Sie 500 ml destilliertes Wasser in ein autoklavierbares Becherglas.
  7. Decken Sie den Becher mit Alufolie ab.
  8. Die Trockenmischung, das Rinden-Moos-Gemisch und das destillierte Wasser in separate abgedeckte Becher autoklavieren. Stellen Sie den Autoklaven auf 30 Minuten bei 121 °C und 15 psi mit einer Trocknungszeit von 30 Minuten ein.
  9. Lassen Sie die Materialien ca. 1 h auf Raumtemperatur (25 °C) abkühlen. Lassen Sie alle Materialien während des Abkühlens mit Folie abgedeckt.
  10. Gießen Sie nach dem Abkühlen jeweils 50 ml autoklaviertes destilliertes Wasser in die Aktivkohle-Gips-Mischung und mischen Sie die Mischung jedes Mal, wenn mehr Wasser hinzugefügt wird. Wiederholen Sie den Vorgang, bis eine cremige Konsistenz erreicht ist (die ideale Konsistenz ist ähnlich wie bei Mayonnaise).
  11. Gießen Sie die Mischung sofort in den Boden des Glases und klopfen Sie sie einige Male vorsichtig gegen eine ebene Fläche, um die Luftblasen zu entfernen. Gießen Sie so viel ein, dass eine 1 cm dicke Schicht der Mischung entsteht.
    HINWEIS: Wenn Sie ein Glas verwenden, das kleiner als 30 ml ist, stellen Sie die Dicke der Schicht auf etwa 25 % der Glashöhe ein.
  12. Warten Sie, bis die Mischung vollständig getrocknet ist (ca. 6 h) (Abbildung 1A,B).
  13. Gib destilliertes Wasser in die untere Schicht, bis sie dunkler grau wird. Füge genug Wasser hinzu, um diese Schicht zu sättigen, ohne die Oberfläche nass zu machen. Wenn zu viel Wasser gegossen wird, verwenden Sie ein Stück Papiertuch, um das überschüssige Wasser aufzusaugen.
  14. Geben Sie die autoklavierte Mischung aus Bio-Rindenstücken und Sphagnum-Moos (2:1) in die Aufzuchteinheit. Fügen Sie so viel hinzu, dass die Hälfte oder weniger der Aufzuchteinheit bedeckt ist (Abbildung 1C).
    HINWEIS: Wenn Sie eine Kultur mit 1-5 Milben beginnen, fügen Sie ein einzelnes kleines Stück Rinde und/oder einen Strang Sphagnum-Moos hinzu, um die Milbenvisualisierung während der Koloniegründung zu erleichtern (Abbildung 2A).

2. Vorbereitung eines belüfteten Deckels

  1. Bohre ein Loch in die Mitte des Glasdeckels. Bohren Sie für ein 30-ml-Glas ein Loch mit einem Durchmesser von 1 cm. Vergrößern Sie bei größeren Behältern das Loch mit einer Rate von etwa 2 mm Durchmesser pro 30 ml Vergrößerung des Behältervolumens (z. B. Loch mit 1,2 mm Durchmesser für einen 60-ml-Behälter, 1,4 mm für einen 90-ml-Behälter usw.).
    HINWEIS: Wenn Sie ein Glas verwenden, das kleiner als 30 ml ist, wird nicht empfohlen, ein Loch in den Deckel zu bohren, da das Substrat schnell austrocknet (Abbildung 2B). Stellen Sie sicher, dass der Behälter alle 2 Tage für den Luftaustausch geöffnet wird.
  2. Befestigen Sie mit Heißkleber ein milbendichtes Netz (80 μm Öffnung oder weniger) auf dem Loch. Tragen Sie den Heißkleber um das Loch auf beiden Seiten des Deckels auf, um sicherzustellen, dass alle Spalten bedeckt sind (Abbildung 1D).

3. Nahrungsquelle und Übertragung von phoretischen Milben

  1. Bieten Sie kleine Flecken (ca. 20 % der Oberfläche) von Beute-/Futterstücken separat in der Aufzuchteinheit an.
    HINWEIS: Bestimmen Sie die Nahrungsquelle basierend auf den Fressgewohnheiten der aufgezogenen Milbe. Bieten Sie Nematoden und/oder Larven und Eier von Astigmata-Milben (z. B. Aleuroglyphus ovatus oderThyreophagus entomophagus) an. Der am leichtesten zugängliche und am einfachsten zu kultivierende Fadenwurm zur Fütterung von Raubmilben sind Mikrowürmer (Panagrellus spp.). (Nematoda: Panagrolaimidae), die im Handel als Nahrungsquelle für Fischbrut leicht erhältlich sind. Alternativ können im Handel erhältliche entomopathogene Nematoden wie Steinernema spp. und Heterorhabditis spp.28 verwendet werden. Für Pilzfresser/Detritivoren (z. B. Astigmata) bieten Sie gerollte Gerstenkörner und Haferflocken an.
  2. Bringen Sie die Milben mit einem feinen Pinsel in die Aufzuchteinheit.
  3. Beschriften Sie die Kulturen. Schreiben Sie wissenschaftliche und gebräuchliche Namen (falls verfügbar), Datum, Ort der Sammlung und Gastgeber.
  4. Beobachten Sie die Milben nach 24 Stunden unter dem Stereomikroskop, um festzustellen, welche Beute/welches Futter von ihnen bevorzugt wird.
  5. Lagern Sie die Kulturen in einem Temperaturbereich von 25-27 °C in völliger Dunkelheit.

4. Sammlung von Wirts- und Phoretikmilben

  1. Wählen Sie die phoretischen Wirte aus und suchen Sie sie. Viele holzbohrende Käfer und andere Insekten dienen als phoretische Wirte von Milben. Erkundung von Gebieten und spezifischen ökologischen Nischen, die vom phoretischen Wirt besetzt sind.
  2. Sammeln Sie die Wirte mit Methoden, die es den phoretischen Milben ermöglichen, nach dem Sammeln am Leben zu bleiben, wie z. B. Ködern, Fallen, Sammeln von Netzen und/oder Handpflücken. Vermeiden Sie die Verwendung von Tötungsmitteln.
    HINWEIS: Die Erfassungsmethode hängt vom phoretischen Host ab. So können z. B. Borken- und Ambrosiakäfer mit Hilfe von Lindgren-Trichterfallen, durch manuelles Ausgraben von Stämmen oder durch Ablegen befallener Stämme in Behälter, die als Auflaufkammern dienen29, gesammelt werden.
  3. Übertragen Sie die phoretischen Wirte in das Labor.
  4. Verwenden Sie ein Stereomikroskop (40-200x), um die phoretischen Milben am Körper des Wirts zu lokalisieren.
    HINWEIS: Phoretische Milben sind häufig an den Flügeln der Käfer (Flügeldecken), der weichen Kutikula (d. h. zwischen Bein- und Körpersegmenten), dem Thorax und unter den Flügeldecken haftend.
  5. Nach der Vorbereitung der Aufzuchteinheit (nach Schritt 2, Schritt 3 und Schritt 4) ziehen Sie die Milben vorsichtig mit einem feinen Pinsel aus dem Körper des Wirts.
  6. Untersuchen Sie die gesammelten Individuen unter einem Stereomikroskop (40-200×), um sicherzustellen, dass alle Milben, die der Aufzuchteinheit hinzugefügt werden, morphologisch einheitlich sind. Werden mehrere Morphotypen festgestellt, trennen Sie diese und legen Sie für jeden einzelnen Morphotyp individuelle Aufzuchteinheiten fest.
  7. Übertragen Sie die Trauermilben mit einem feinen Pinsel in die Aufzuchteinheit.

5. Pflege der Kultur

  1. Beobachten Sie die Kulturen unter einem Stereomikroskop (40-200×) alle 2 Tage. Prüfen Sie auf Anzeichen einer Kontamination mit Sporophyten (Schimmelpilzen), anderen Milben und Bakterien.
  2. Beseitigen Sie Kontaminationen manuell mit einem sterilisierten Werkzeug wie einer Pinzette. Kleine Schimmelpilze können durch sanftes Auftragen von 70% EtOH direkt auf die Hyphen mit einem Pinsel in den Griff bekommen werden. Beseitigen Sie alle unerkannten Milben.
    HINWEIS: Einige Lebensstadien von Milben unterscheiden sich morphologisch von anderen. Zum Beispiel produzieren viele astigmatische Milben phoretische Deutonymphen (Hypopi), die keine Ähnlichkeit mit anderen Lebensstadien haben. Recherchieren Sie in der Literatur nach morphologischen Unterschieden zwischen den Lebensstadien der Milbenaufzucht.
  3. Füllen Sie die Nahrungsquelle auf. Fügen Sie gerade so viel Futter hinzu, dass es vor der nächsten Kulturpflege verzehrt werden kann, um eine Verschmutzung der Aufzuchteinheit zu vermeiden.
  4. Geben Sie destilliertes Wasser auf den Boden der Versuchsanlage, um die Luftfeuchtigkeit hoch zu halten (>75%). Verwenden Sie eine Pipette, um Wasser in Schritten von 1 ml hinzuzufügen. Fügen Sie so viel Wasser hinzu, dass diese Schicht gesättigt ist, ohne dass die Oberfläche nass (glänzend) wird. Wenn die Oberfläche zu feucht wird, saugen Sie das überschüssige Wasser mit einem Papiertuch auf, bis die Oberfläche undurchsichtig wird.
    HINWEIS: Wenn die Schicht Wasser absorbiert, wird sie dunkler grau.
  5. Einmal pro Woche die Aufzuchteinheit vorsichtig schütteln, um eine Verdichtung des Bodengrundes zu vermeiden. Dieser Schritt ist wichtig für Kulturen, die in Behältern über 500 ml aufbewahrt werden.

6. Ausweitung der prädatorischen phoretischen Milbenkulturen

  1. Nach 2-4 Wochen der Kulturetablierung oder wenn die Kultur mit Milben gesättigt ist, bereiten Sie ein größeres Glas mit Beute vor, indem Sie die oben beschriebenen Schritte befolgen. Um die Größe des benötigten Glases zu ermitteln, schätzen Sie die Anzahl der übertragenen Milben und verwenden Sie die Regel von 20 Milben pro 30 ml.
    HINWEIS: Wenn die Kultur mit Milben gesättigt ist, beginnen sie auf dem Substrat sowie auf dem Deckel zu kriechen. Dies ist in der Regel der Zeitpunkt, um die Kultur auf einen größeren Container hochzuskalieren.
  2. Übertragen Sie das gesamte Substrat mit Milben aus dem alten Glas in das neue.
  3. Drehen Sie das alte Glas über dem neuen Glas auf den Kopf und klopfen Sie auf den Boden, um Milben aus der alten Arena auf die neue Aufzuchteinheit zu vertreiben.
  4. Wenn noch eine größere Anzahl Milben im alten Glas übrig ist, setzen Sie sie manuell mit einem feinen Pinsel um.

7. Ausweitung von Fungivoren/Detritivoren-Kulturen auf Plastiktüten für die Massenaufzucht

HINWEIS: Da Pilzfresser/Detritivorenmilben die Körner fressen, können ihr Fras und ihre zerfallende organische Substanz das Aufzuchtsubstrat schnell verschmutzen, was die Bedingungen für die Milben schädlich macht. Daher werden kleine Aufzuchteinheiten bis zu einem 120-ml-Glas empfohlen, um kleine Kolonien von pilzfressenden Milben zu halten. Für das Scale-up oder die Massenaufzucht von pilzfressenden Milben werden autoklavierbare Beutel mit gerollter Gerste empfohlen.

  1. Geben Sie 100 g gerollte Gerste oder Haferflocken in einen 19 cm x 19 cm x 32 cm großen gefilterten autoklavierbaren Beutel (der häufig für die Pilzzucht verwendet wird) (Abbildung 3).
  2. Geben Sie 25 ml destilliertes Wasser zu den Körnern.
  3. Verschließen Sie den Beutel locker, damit er im Autoklaven nicht platzt.
  4. Autoklavieren Sie den Beutel mit dem Liquid 30-Zyklus (121 °C).
  5. Warten Sie, bis die Körner vollständig abgekühlt sind, bevor Sie Milben einsetzen.
    HINWEIS: Die Körner sollten nach dem Autoklavieren weich und feucht sein. Die anfängliche Wassermenge kann je nach Getreideart und -marke abhängen, da sie unterschiedlich verarbeitet werden. Das den Körnern zugesetzte Wasservolumen kann angepasst werden, indem es um 5-10 ml gegenüber der Protokollempfehlung (25 ml) erhöht oder verringert wird. Wenn die Körner beispielsweise völlig trocken aussehen, fügen Sie vor dem Autoklavieren zusätzliche 5-10 ml Wasser hinzu. Wenn sichtbares Wasser am Boden des Beutels vorhanden ist, reduzieren Sie die vor dem Autoklavieren hinzugefügte Wassermenge um 5-10 ml.
  6. Setzen Sie die Milben aus dem Aufzuchtglas in den Beutel um. Verwenden Sie einen kleinen Teelöffel oder einen gleichwertigen Löffel, um eine Mischung aus allen Lebensstadien von der Oberfläche zu schöpfen. Übertragen Sie nur die Milben mit dem Getreidesubstrat. Übertragen Sie die Rindenstücke und das Sphagnum-Moos nicht, da sie Quellen für Schimmelpilzkontamination sind.
  7. Verschließen Sie den Beutel mit einem Heißluftbeutelversiegeler.
  8. Bewahren Sie die Kulturen in einem Temperaturbereich von 25-27 °C auf, vorzugsweise im Dunkeln.

8. Erhaltung der Fungivoren/Detritivoren in Plastiktüten

  1. Wenn die Milben die Körner fressen, werden sie zu Pulver verarbeitet und neigen dazu, sich zu verdichten. Rühren Sie die Beutel zweimal pro Woche um, um sicherzustellen, dass das Lebensmittelsubstrat belüftet und untergemischt wird.
  2. Wenn die meisten (>75 %) der Körner verzehrt wurden oder wenn eine Kontamination mit Pilzen oder Bakterien vorliegt, bereiten Sie nach Schritt 8 einen neuen Beutel vor.
  3. Übertragen Sie die Milben in den neuen Beutel. Stellen Sie sicher, dass das pulverförmige Substrat übertragen wird, da es die höchste Milbenkonzentration aufweist.
    HINWEIS: Die Zeit, die Milben im Beutel verbleiben sollten, bevor sie in eine neue umgefüllt werden, hängt von der betreffenden Milbenart, der anfänglichen Anzahl der eingeschleppten Milben und der Temperatur ab, bei der sie gehalten werden. In den meisten Fällen halten die Beutel etwa drei Wochen, bevor sie ausgetauscht werden müssen.

9. Monatliche Inspektion der Bienenvölker

  1. Einmal im Monat werden Objektträger von 5-10 adulten Milben in der Kolonie mit dem Hoyer-Medium30 erstellt.
  2. Überprüfen Sie die Proben unter dem Mikroskop (400-1000x), um sicherzustellen, dass die zu züchtende Milbenart nicht durch einen Schadstoff ersetzt wurde.

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Ergebnisse

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Das in diesem Manuskript beschriebene Protokoll unterstützte effektiv das Wachstum und die Fortpflanzung von zwei räuberischen Milbenarten, Lasioseius safroi (Mesostigmata: Blattisociidae) und Proctolaelaps sp. (Mesostigmata: Melicharidae), und einer Pilzfresser-/Detritivoren-Art, Histiogaster arborsignis (Astigmata: Acaridae), unter Laborbedingungen. Für jede Milbenart wurden zehn Kolonien (Replikate) angelegt. Jede Kolonie wurde mit fünf Individuen begonnen, die in den ersten 7 Tagen in 5-ml-...

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Diskussion

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Die vorliegende Studie zeigt, dass das vorgeschlagene Aufzuchtprotokoll das Überleben und die Fortpflanzung sowohl von Raubmilben (Lasioseius safroi und Proctolaelaps sp.) als auch von einer fungivoren/detritivoren Art (Histiogaster arborsignis) unter kontrollierten Laborbedingungen effektiv unterstützte. Über den Zeitraum von 14 Tagen wurde ein erheblicher Populationszuwachs verzeichnet, wobei die durchschnittliche Koloniegröße nach dem Übergang von ml- zu 120...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben keine Interessenkonflikte anzugeben.

Danksagungen

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Zum Teil wurde diese Forschung vom National Plant Disease Recovery System im Rahmen eines internen USDA-Projekts (5010-22410-024-00-D) und des USDA NIFA-Zuschusses 2024-51181-43302 unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
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Detail Dünnes Pinselset 6-tlgAmazon - TransonSJGGX6
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Referenzen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
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