Diese Studie stellt eine Methode zur Bewertung der PAK5-Funktion in ESCC vor und zeigt, dass seine Überexpression eine schlechte Prognose vorhersagt und das Tumorprogression über die PAK5-GAREM1-Signalachse fördert.
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Forschungsartikel
Diese Studie stellt eine Methode zur Bewertung der PAK5-Funktion in ESCC vor und zeigt, dass seine Überexpression eine schlechte Prognose vorhersagt und das Tumorprogression über die PAK5-GAREM1-Signalachse fördert.
Das Speiseröhren-Plattenepithelkarzinom (ESCC) ist weltweit eine der Hauptursachen krebsbedingter Sterblichkeit, insbesondere in Asien. Aufgrund des Fehlens früher Symptome werden die meisten Patienten in fortgeschrittenen Stadien diagnostiziert, was die Wirksamkeit der Behandlung einschränkt und die Prognose verschlechtert. Das Verständnis der zugrundeliegenden Mechanismen des ESCC und die Identifizierung von Biomarkern oder therapeutischen Zielen sind entscheidend für die Verbesserung der Patientenergebnisse. Die P21-aktivierte Proteinkinase 5 (PAK5), ein Mitglied der mitogenaktivierten Proteinkinase-Familie, wurde durch die Regulation des Zellzyklus, der Migration und der Invasion mit verschiedenen Malignitäten in Verbindung gebracht. Seine Rolle im ESCC bleibt jedoch unklar. Diese Studie untersuchte die PAK5-Expression in ESCC-Geweben und angrenzenden normalen Geweben mittels Immunhistochemie und führte eine Kaplan-Meier-Überlebensanalyse durch, um die Zusammenhängung zwischen PAK5 und Prognose zu bewerten. ESCC-Zellmodelle mit PAK5-Überexpression und Knockdown wurden etabliert, und funktionelle Assays, darunter CCK-8, Koloniebildung und Transwell-Assays, wurden durchgeführt. Darüber hinaus wurde eine mRNA-Sequenzierung durchgeführt, um nachgelagerte Ziele und Signalwege, die von PAK5 reguliert werden, zu identifizieren. Diese Ergebnisse zeigten, dass die PAK5-Expression in ESCC-Geweben im Vergleich zu normalen Geweben signifikant erhöht war und mit einer schlechten Prognose assoziiert war. Funktionelle Tests zeigten, dass PAK5 die Zellproliferation, Koloniebildung, Migration und Invasion von ESCC-Cellen förderte, während die transkriptomische Analyse GAREM1 als wichtigen nachgelagerten Effektor hervorhob. Diese Ergebnisse deuten darauf hin, dass PAK5 zum ESCC-Fortschreiten beiträgt und als prognostischer Biomarker und therapeutisches Ziel dienen kann.
Weltweit zählt Speiseröhrenkrebs zu den tödlichsten Malignitäten. In China stellt das Speiseröhren-Plattenepithelkarzinom (ESCC) den vorherrschenden histologischen Untertyp dar. Obwohl therapeutische Fortschritte erzielt wurden, bleibt die Prognose für ESCC-Patienten düster und zeigt sich in einer 5-Jahres-Überlebensratevon nur 10 % bis 25 %. Dies liegt vor allem an den Herausforderungen der Früherkennung und der begrenzten Verfügbarkeit wirksamer molekular gezielter Therapien2. Im Gegensatz zu anderen soliden Tumoren, bei denen gezielte Therapien großes Potenzial gezeigt haben, befinden sich solche Ansätze im ESCC noch in den Kinderschuhen und werden durch einen Mangel an handlungsbaren molekularen Zielen behindert.
PAK5, ein Gruppe-II-PAK, integriert zytoskelettale Dynamik und überlebensfördernde Signalübertragung und wurde mit Chemoresistenz in mehreren Malignitäten in Verbindung gebracht: 3,4,5,6,7,8,9,10,11. Angesichts der herausragenden Rolle der MAPK-Signalübertragung in der ESCC-Biologie und der Therapieantwort 1,2,12 wurde die Hypothese aufgestellt, dass PAK5 im ESCC hochreguliert ist und maligne Phänotypen durch Modulation der MAPK-Signalübertragung fördert, wobei GAREM1 möglicherweise als Adapter/Regulator beteiligt ist. 13,14,15,16. Quantitative IHC, funktionelle genetische Störung und transkriptomisches Profiling wurden verwendet, um diese Hypothese zu testen.
Die Behandlung von ESCC umfasst typischerweise eine Kombination aus Speiseröhrenentfernung, Chemotherapie und Strahlentherapie. Obwohl eine Ösophagektomie heilend sein kann, birgt sie ein hohes Risiko für Morbidität 4,8. Außerdem gelingt es sowohl Chemotherapie als auch Strahlentherapie oft nicht, alle Krebszellen zu eliminieren, was zu Resistenz, Rückfall und Metastasenführt. Die Immuntherapie hat sich in letzter Zeit zu einem wichtigen Schwerpunkt in der Onkologie entwickelt und zeigt eine Wirksamkeit bei der Behandlung fortgeschrittener Krebserkrankungen. Dieses wachsende Interesse unterstreicht den dringenden Bedarf an neuen Biomarkern, die die frühzeitige Diagnose und Behandlungsplanung für ESCC unterstützen können. Frühere Studien haben gezeigt, dass andere Mitglieder der PAK-Familie, wie PAK1 und PAK4, Proliferation, Invasion und Therapieresistenz im ESCC fördern, was die Bedeutung dieser Kinase-Familie in der ESCC-Biologie unterstreicht. Die Rolle von PAK5, einer weniger untersuchten Gruppe II PAK, bleibt jedoch unklar definiert, was die aktuelle Studie17,18 motiviert.
Die P21-aktivierte Kinase 5 (PAK5), ein Mitglied der PAK-II-Unterfamilie, wurde erstmals 2002 als hirnspezifische Kinase identifiziert. Auf Chromosom 20p12 gelegen, codiert PAK5 ein Protein von etwa 80 kDa und ist hauptsächlich in den Mitochondrien und dem Kern zu finden, wo es vielfältige Funktionen bei der zellulären Regulationspielt. Seine Funktionen in den Mitochondrien umfassen Energiestoffwechsel und Regulation, während seine nukleare Präsenz mit der Gentranskription und der Kontrolle des Zellzyklus verbunden ist. Obwohl PAK5 weniger erforscht wird als seine Gegenstücke, gilt es als entscheidend für die Neuroentwicklung, das Überleben der Zellen und das Fortschreiten von Krebs10. Bemerkenswert ist, dass PAK5 mit der Zytoskelettregulation, anti-apoptotischen Mechanismen und der zellulären Proliferationin Verbindung gebracht wird. Seine Hochregulierung in neoplastischen Zellen wurde mit emergenter Arzneimittelresistenz in Verbindung gebracht, was mit Funden übereinstimmt, die eine PAK5-Überexpression mit erhöhter Tumorzellresistenz gegenüber Chemotherapiein Verbindung bringen. Dennoch bleibt die genaue Funktion des PAK5 im ESCC-Fortschritt unfassbar. Diese Studie untersucht den Einfluss von PAK5 auf das ESCC-Transkriptom-Milieu und seine funktionellen Verzweigungen. Transkriptomisches Profiling wurde durchgeführt, um Genexpressionsänderungen zu identifizieren, die mit der PAK5-Aktivität in ESCC-Zellen assoziiert sind. Zusätzlich wurde ein ESCC-Zellmodell mit kontrollierter PAK5-Modulation erstellt, um dessen Rolle im Tumorwachstum und metastatischem Potenzial zu erläutern. Im Gegensatz zu herkömmlichen Biomarker-Entdeckungsstrategien im ESCC, die hauptsächlich auf Western Blotting oder Einzelmodalitäts-Transkriptmessungen basieren, integriert der derzeitige Workflow quantitative Immunhistochemie, transkriptomische Profilierung und funktionelle Assays. Dieser kombinierte Ansatz ermöglicht eine gleichzeitige molekulare und phänotypische Validierung, liefert mechanistische Einsichten und verbessert die biologische Relevanz. Darüber hinaus legt das Protokoll Wert auf experimentelle Reproduzierbarkeit und nutzt gepaarte Tumor- und benachbarte Gewebeproben, standardisierte Immunfärbungsverfahren und hochwertige RNA-Eingaben (RNA-Integritätsnummer ≥ 7) für die Sequenzierung. Diese Merkmale erhöhen die Robustheit und Anwendbarkeit der Tests in verschiedenen Laboren, insbesondere für Studien, die klinisch sinnvolle Kinase-gesteuerte regulatorische Netzwerke im ESCC definieren sollen.
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Alle Verfahren wurden vom Ethikausschuss des zweiten angeschlossenen Krankenhauses der Hainan Medical University genehmigt (Genehmigungsnummer LW2022602), und die informierte Zustimmung wurde von jedem Teilnehmer gemäß der Erklärung von Helsinki eingeholt. Die in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Ausrüstung sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Entnahme von Patienten und Gewebeproben
Insgesamt wurden 40 Patienten mit pathologisch bestätigtem ESCC aufgenommen, alle mit normaler Leber- und Nierenfunktion vor der Operation. Tumorproben (Gruppe T) und benachbarte normale Gewebe (Gruppe N; ≥2 cm vom Tumorrand) wurden unmittelbar nach der chirurgischen Resektion entnommen. Das Gewebe wurde 7 Tage lang in 4% Paraformaldehyd (PFA) in PBS bei Raumtemperatur fixiert, bevor das Paraffin eingebettet wurde.
2. Immunhistochemische Färbung
Paraffin-eingebettete Blöcke wurden bei 5 μm geschnitten und bei 60 °C für 1 Stunde gebacken. Die Schnitte wurden mit Xylensubstitut deparaffinisiert, durch graduales Ethanol rehydratisiert und der Antigenentnahme in einem 10 mM Natriumcitratpuffer (pH 6,0) bei 95–98 °C für 20 Minuten unterzogen. Die endogene Peroxidaseaktivität wurde mit 3 % Wasserstoffperoxid für 10 Minuten gedämpft, gefolgt von einer Blockierung mit 5 % normalem Serum für 30 Minuten bei Raumtemperatur. Die Schnitte wurden über Nacht (12–16 Stunden) bei 4 °C mit dem Anti-PAK5-Primärantikörper (1:100 Verdünnung, siehe Materialtabelle) inkubiert. Nach PBS-Waschen wurden die Objektträger 30 Minuten lang mit Meerrettichperoxidase-konjugierten Sekundärantikörpern bei Zimmertemperatur inkubiert, mit DAB entwickelt, bis die Farbe erschien (1–5 Min, unter dem Mikroskop überwacht, um Überfärbungen zu vermeiden), und 30–60 Sekunden lang mit Hämatoxylin gekonfärbt. Schnitte wurden ausgetrocknet, montiert und unter einem Hellfeldmikroskop fotografiert. Die Färbungsintensität und der Anteil positiver Zellen wurden mit Bildanalysesoftware mit mindestens fünf Zufallsfeldern pro Schnitt (200× Vergrößerung) quantifiziert. Die Quantifizierungsmethode verwendete die H-Score-Berechnung mit der Formel: H-Score = ∑ (Farbintensitätsgrad × Prozentsatz positiver Zellen) (Intensität bewertet als 0 = negativ, 1 = schwach, 2 = moderat, 3 = stark; Prozentsatz kategorisiert als 0-25 %, 26-50 %, 51-75 %, 76-100 %). Um die Zuverlässigkeit sicherzustellen, führten zwei unabhängige Pathologen eine blinde Bewertung mit einem Inter-Observer-Übereinstimmung κ Wert ≥ 0,75 durch. Qualitätskontrollkriterien wurden streng umgesetzt: Positive Kontrollen (bekanntes PAK5-positives ESCC-Gewebe) und negative Kontrollen (primärer Antikörper durch PBS ersetzt) müssen die Validierung bestehen; Hintergrundfärbungsintensität muss unter einem vorgegebenen Schwellenwert liegen (z. B. H-Wert < 50); Der Variationskoeffizient (CV) der Färbungsergebnisse über doppelte Chargen hinweg muss <20 % betragen, um experimentelle Variabilität auszuschließen.
3. Zelllinien und Kultur
KYSE-150 (humanes ESCC) und HEK-293 (virale Verpackung) Zellen wurden durch Short Tandem Repeat (STR)-Profilierung authentifiziert und als Mycoplasma-frei bestätigt. KYSE-150-Zellen wurden in RPMI-1640-Medium kultiviert, ergänzt mit 10 % fetalem Rinderserum (FBS) und 1 % Penicillin-Streptomycin (100 U/mL Penicillin und 100 μg/mL Streptomycin). HEK-293-Zellen wurden in DMEM mit denselben Zusatzstoffen ergänzt. Die Zellen wurden mit 0,25 % Trypsin-EDTA subkultiviert, wenn sie eine Konfluenz von 70 % bis 80 % erreichten, und wurden 24 Stunden vor jedem Experiment mit geeigneten Dichten ausgesät.
4. Aufbau und Infektion von lentiviralen Vektoren
Lentivirale Vektoren wurden so konzipiert, dass sie entweder PAK5 (pLV-EF1α-PAK5-PGK-Puro) überexprimieren oder PAK5 (pLV-U6-shRNA-PAK5-PGK-Puro) zum Schweigen bringen. HEK-293-Zellen wurden in 10 cm langen Schalen ausgesät und bei 70%-80 % Konfluenz mit dem Transferplasmid, Verpackungsplasmide (gag/pol und rev) und Hüllensplasmid (VSV-G) im Verhältnis 4:3:1 mit einem lipidbasierten Transfektionsreagenz transfektiert, mit einer Gesamtmenge von ~20 μg pro 10 cm Schale. Das Medium wurde 6–8 Stunden nach der Transfektion ersetzt. Virale Supernatanten wurden bei 48 und 72 Stunden gesammelt, bei 500 × g für 10 Minuten zentrifugiert, um Abfälle zu entfernen, durch einen 0,45 μm-Filter gefiltert und entweder konzentriert oder bei −80 °C gelagert. Für die Transduktion wurden KYSE-150-Zellen einen Tag vor der Infektion ausgesät und mit einer Multiplizität der Infektion (MOI) in Anwesenheit von 8 μg/mL Polybrene dem viralen Supernatanten (MOI) ausgesetzt. MOI wurde definiert als das Verhältnis der infektiösen Einheiten zur Zielzellanzahl. Ein Vorexperiment wurde durchgeführt, um das MOI mittels GFP-Zählung oder qPCR zu schätzen, und ein MOI von 5–10 wurde ausgewählt. Das Medium wurde nach 12–16 Stunden ersetzt, und eine Puromycin-Kill-Kurve wurde durch Behandlung nicht-transduzierter Zellen mit Puromycinkonzentrationen von 0–4 μg/mL für 72–96 Stunden eingerichtet, um die minimale tödliche Konzentration zu bestimmen. Die ausgewählte Konzentration betrug 1–2 μg/mL, die Erhaltungskonzentration 0,5–1 μg/mL. Die Zellen wurden 48 Stunden später mit Puromycin (1-2 μg/mL) ausgewählt. Die PAK5-Überexpression oder -Silencing wurde durch RT-qPCR unter Verwendung spezifischer Primer für PAK5 (forward 5′-CCAAAGCCTATGGTGGGGGACCC-3′, reverse 5′-AGGCCGTTGATGGAGGTTTC-3′) und GAPDH (forward 5′-GTGGACATCCGCAAAGAC-3′, reverse 5′-AAAGGGTGTAACGCAACTA-3′) bestätigt. Der relative Ausdruck von PAK5 wurde mit der 2−ΔΔCt-Methode berechnet. Alle Experimente wurden mit mindestens drei biologischen Replikaten durchgeführt.
5. CCK-8-Zellviabilitätstest
Die Zelllebensfähigkeit wurde mit dem Cell Counting Kit-8 (CCK-8) bewertet, das auf der Reduktion des WST-8-Reagens durch zelluläre Dehydrogenasen basiert. Logarithmisch wachsende KYSE-150-Zellen wurden mit 2.000 Zellen pro Bohrloch in 96-Well-Platten in einem 100-μL-Komplettmedium ausgesät. Bei 0 H, 24 H, 48 H, 72 H und 96 H wurden jedem Bohrloch 10 μL CCK-8-Reagenz (mit WST-8) zugesetzt. Nach der Inkubation bei 37 °C für 2 Stunden wurde die Absorption bei 450 nm (A450) mit einem Mikroplattenleser gemessen. Leerbrunnen, die nur Medium enthielten, waren enthalten. Jede experimentelle Gruppe enthielt mindestens drei biologische Replikate, und jede Messung wurde mit fünf technischen Replikaten durchgeführt.
6. Koloniebildungstest
Einzelzellige Suspensionen von KYSE-150 wurden mit 1.000 Zellen pro Bohrloch in 6-Bohrloch-Platten ausgesät und 14 Tage lang kultiviert, wobei das Medium alle 2–3 Tage ersetzt wurde. Die Kolonien wurden 15 Minuten lang mit 4 % PFA fixiert, 15 Minuten mit 0,1 % Kristallviolett in 20 % Methanol gefärbt, mit Wasser abgespült und an der Luft getrocknet. Kolonien mit mehr als 50 Zellen wurden mit Bildanalysesoftware gezählt und die Koloniebildungsrate berechnet.
7. Transwell-Invasionstest
Einsätze mit 8 μm Poren wurden mit einer Basalmembranmatrix (50 μL pro Einsatz, 1:8 Verdünnung) vorbeschichtet und bei 37 °C für 1 Stunde inkubiert; Die Qualitätskontrolle erfolgte vor der Aussaatung der Zellen: Blanke Einsätze (ohne Zellen) und Negativkontroll-Einsätze (ohne Chemoattraktor) wurden eingerichtet, um die Gültigkeit des Tests zu überprüfen, und die Gleichmäßigkeit der Basalmembranmatrixschicht wurde durch Sichtprüfung (oder Gewichtsmessung für eine strengere Kontrolle) bestätigt. Die Zellen waren in 1 % FBS-Medium für 6–12 Stunden Serummangel, und 2 × 10⁵ Zellen/mL (200 μL pro Einsatz) wurden in die obere Kammer eingesaat. Die untere Kammer enthielt 600 μL Medium mit 20 % FBS als Chemomagnet. Nach 24 Stunden Inkubation wurden die nicht befallenen Zellen auf der Oberseite entfernt, und die invadierten Zellen an der Unterseite wurden für 10 Minuten mit Methanol fixiert und 15 Minuten mit 0,1% Kristallviolett gefärbt. Die gefärbten Zellen wurden unter einem Hellfeldmikroskop abgebildet und in mindestens fünf zufälligen mikroskopischen Feldern pro Einsatz gezählt (200× Vergrößerung); Das Zählen erfolgte mit einer blinden Methode (das Zählpersonal wusste nichts von den Gruppenzuweisungen), um subjektive Voreingenommenheit zu vermeiden.
8. Durchflusszytometrische Detektion der Apoptose
Die Zellen wurden entnommen (einschließlich schwimmender Zellen), zweimal mit PBS gewaschen und im Bindungspuffer mit 1 × 106 Zellen/ml wieder suspendiert. Annexin V-FITC (5 μL) und Propidiumiodid (5 μL) wurden 100 μL der Suspension zugesetzt, gefolgt von einer Inkubation bei Raumtemperatur für 15 Minuten im Dunkeln; nach der Inkubation wurde jeder Probe ein 400 μL Bindungspuffer hinzugefügt. Vor der Durchflusszytometrie wurde eine Kompensationsanpassung mit Einzelfärbungskontrollen (Annexin V-FITC Einzelfärbungszellen und PI Einzelfärbungszellen) durchgeführt, um Fluoreszenzüberlauf zu eliminieren, und das FSC/SSC-Tor wurde so eingestellt, dass einzelne Zellen ausgewählt wurden (ohne Zellreste und Aggregate). Die Proben wurden innerhalb von 1 Stunde mit einem Durchflusszytometer mit einem 488-nm-Laser analysiert, wobei pro Probe mindestens 10.000 Ereignisse erfasst wurden. Apoptotische Indizes wurden mittels Durchflusszytometrie-Analysesoftware quantifiziert: Ein einheitlicher Gating-Schwellenwert wurde für alle Proben anwendet, um Konsistenz sicherzustellen, und die Anteile der frühen apoptotischen Zellen (Annexin V⁺/PI⁻) und späten apoptotischen Zellen (Annexin V⁺/PI⁺) wurden separat angegeben, um das apoptotische Profil jeder Gruppe zu charakterisieren.
9. RNA-Sequenzierung und bioinformatische Analyse
Die Gesamt-RNA wurde extrahiert und auf Reinheit (A260/280 zwischen 1,8 und 2,1) und Integrität (RIN ≥7 als Qualitätskontrollschwelle) bewertet. mRNA wurde mit Oligo(dT)-Perlen gereinigt, bei 94 °C für 5–7 Minuten fragmentiert und anschließend rückwärts in cDNA transkribiert. Die Bibliotheken wurden durch Endreparatur, Adapterligation und PCR-Verstärkung (8–12 Zyklen) vorbereitet und auf einer Illumina-Plattform sequenziert, um gepaarte End-150-bp-Lesungen mit einer Tiefe von 30–50 Millionen Lesepaaren pro Probe zu erzeugen. Die Reads wurden getrimmt und mit STAR oder HISAT2 auf das menschliche Referenzgenom ausgerichtet. Genzählungen wurden mit featureCounts ermittelt, und eine differentielle Expressionsanalyse wurde mit DESeq2 durchgeführt, wobei Schwellenwerte von FDR < 0,05 und |log2-fache Veränderung| ≥ 1. Die funktionelle Anreicherungsanalyse differenziell exprimierter Gene wurde mit clusterProfiler für Genontologie und KEGG-Signalwege durchgeführt (mit Benjamini-Hochberg (BH) korrigiertem FDR < 0,05), und Protein-Protein-Interaktionsnetzwerke wurden mit der STRING-Datenbank konstruiert.
10. Statistische Analyse
Kontinuierliche Daten wurden als Mittelwert ± SD aus mindestens drei unabhängigen Experimenten angegeben. Vergleiche zwischen zwei Gruppen wurden mit zweiseitigen, ungepaarten t-Tests durchgeführt, und Vergleiche zwischen drei oder mehr Gruppen mit Einweg-ANOVA, gefolgt vom Tukey-Post-hoc-Test. Nichtparametrische Tests wurden dort angewendet, wo es angebracht war. Die Überlebensverteilungen wurden durch die Kaplan-Meier-Analyse mit logaritimischen Rangtests geschätzt. Für RNA-seq-Daten wurde eine mehrfache Testkorrektur mit der Benjamini-Hochberg-Methode durchgeführt. Genaue p-Werte werden in Abbildungslegenden angegeben; Die statistische Signifikans wurde bei p < 0,05 betrachtet, wobei * p < 0,05 und **p < 0,01 anzeigt.
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PAK5 ist in ESCC stark exprimiert und ist mit einer schlechten Prognose verbunden
Abbildung 1 veranschaulicht den gesamten Arbeitsablauf von der klinischen Validierung von PAK5 bis zur funktionellen und transkriptomischen Analyse, die GAREM1 als nachgelagertes Ziel identifiziert. Um die Hypothese zu testen, dass PAK5 die ESCC-Progression fördert, indem es den MAPK-Weg über GAREM1 moduliert, wurden die Expressionsmuster von PAK5 ...
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Diese Studie bietet eine eingehende Untersuchung der Rolle von PAK5 im Fortschreiten des Speiseröhrenplattenepithelkarzinoms (ESCC), indem klinische Proben, funktionelle Assays und transkriptomische Analysen kombiniert werden. Diese Erkenntnisse erweitern das Verständnis der Beteiligung von PAK5 am ESCC und heben sein Potenzial sowohl als prognostischer Marker als auch als therapeutisches Ziel hervor.
Die deutliche Überexpression von PAK5 in ESCC-Geweben und d...
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Die Autoren geben an, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen oder persönlichen Beziehungen haben, die die in diesem Artikel berichtete Arbeit hätten beeinflussen können.
Diese Arbeit wurde von der Hainan Provincial Natural Science Foundation of China (Zuschussnummer 822QN474) unterstützt.
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| Name | Unternehmen | Katalognummer | Kommentare |
|---|---|---|---|
| Annexin V-FITC Apoptose-Detektionskit | Beyotime Biotechnologie | C1062S | Apoptose-Erkennungs-Flecken-Kit |
| Anti-PAK5-Antikörper | Abcam | ab110069 | Primärer Antikörper gegen IHC, Verdünnung 1:100 |
| Automatisiertes Elektrophoresesystem | Agilent | 2100 Bioanalysator | RNA-Integritätsbewertung |
| cDNA-Synthese-Kit | Invitrogen | 1896649 | Reverse-Transkriptions-Kit |
| Kristallviolette Lösung | Sigma-Aldrich | C3886 | Färbung von Farbstoff für Kolonien und Invasion |
| DMEM Medium | Gibco (Thermofischer) | 11965092 | Zellkulturmedium |
| Fetales Rinderserum (FBS) | Gibco (Thermofischer) | 16000044 | Zellkulturpräparat |
| Durchflusszytometer | BD Biosciences | FACSCanto II | Instrument zur Zellanalyse |
| GraphPad-Prisma | GraphPad-Software | Version 8 | Software für statistische Analysen und Grafiken |
| H& E-Färbungsset | Solarbio | G1120 | Hämatoxylin- und Eosin-Färbungslösung |
| HRP-konjugiertes Anti-Ratten-IgG | Abcam | ab150165 | Sekundärer Antikörper gegen IHC |
| Illumina NovaSeq Sequenzer | Illumina | NovaSeq 6000 | Hochdurchsatz-Sequenzierungsplattform |
| KYSE-150-Zelllinie | RIKEN Zellenbank | RCB2057 | Zelllinie des menschlichen Speiseröhren-Plattenepitelkarzinoms |
| Lipofektamin 3000 | ThermoFisher | L3000008 | Transfektionsreagenz |
| Mikroplatten-Leser | Bio-Tek-Instrumente | ELx808 | Absorptionsmessinstrument |
| DynabeadTM Oligo(dT)25s | Thermo Fisher Scientific | 61005 | Zur mRNA-Reinigung |
| Penicillin-Streptomycin | Gibco (Thermofischer) | 15140122 | Antibiotika für die Zellkultur |
| Propidiumiodid (PI) | Sigma-Aldrich | P4864 | DNA-Färbungsfarbe |
| RPMI-1640 Medium | Gibco (Thermofischer) | 11875093 | Zellkulturmedium |
| Spektrophotometer | Thermo Fisher | NanoDrop ND-1000 | RNA-Konzentrations- und Reinheitsmessung |
| SPSS-Software | IBM | Version 23 | Statistische Analysesoftware |
| Transwell-Einsätze | Corning | 3422 | Zellinvasions-Assay-Einsätze |
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