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Methodenartikel

Isolierung und Reinigung adulter Maus-Kardiomyozyten durch Langendorff-Perfusion und Gravitationssedimentation

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DOI:

10.3791/69102

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31. März 2026

 ,  , 
1Deqing People's Hospital, 2School of Medicine, Nanjing University of Chinese Medicine, 3Anesthesiology Department, Shanxi Provincial People's Hospital Affiliated Shanxi Medical University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Diese Studie zielt darauf ab, das Extraktionsverfahren für adulte Maus-Kardiomyozyten zu optimieren und zu optimieren, mit dem ultimativen Ziel, die Forschungsmethoden bei Herz-Kreislauf-Erkrankungen zu verbessern. Dieses Protokoll erhält effizient Kardiomyozyten mit hoher Lebensfähigkeit und Reinheit in einer verkürzten Verarbeitungszeit, was zuverlässigere Experimente ermöglicht und therapeutische Fortschritte beschleunigt.

Zusammenfassung

Herz-Kreislauf-Erkrankungen bleiben eine große globale Gesundheitsherausforderung und schaffen einen dringenden Bedarf an zuverlässigen In-vitro-Modellen. Diese Studie präsentiert ein optimiertes Protokoll für die Isolierung und Kultur adulter Maus-Cardiomyozyten, um die Einschränkungen geringer Lebensfähigkeit und nicht-kardiomyozytenger Kontamination in bestehenden Methoden zu adressieren. Das Protokoll basiert auf einer retrograden Langendorff-Perfusion, wobei Heparinnatrium zur Antikoagulation verwendet wird und allein Kollagenase Typ II (1,2 mg/ml) zur Verdauung verwendet wird. Kardiomyozyten wurden durch Gravitationssedimentation gereinigt und auf lamininbeschichteten Oberflächen kultiviert. Diese Methode ergab konstant 8,75 ± 0,36 ×10.5 Kardiomyozyten pro Herz mit einem hohen Anteil an stäbchenförmigen Zellen (91,2 % ± 2,11 %) und eine hohe Reinheit (der Anteil der cTNT⁺DAPI⁺-Zellen im Verhältnis zu DAPI⁺-Zellen betrug etwa 97,47 % ± 1,365 %), die klare sarkomerische Strukturen aufwies. Durch die Bereitstellung einer standardisierten und reproduzierbaren Methode zur Gewinnung hochwertiger adulter Kardiomyozyten überbrückt dieses Protokoll effektiv die Lücke zwischen In-vitro-Studien und pathophysiologischer Relevanz und unterstützt so fortschrittliche kardiovaskuläre Forschung.

Einleitung

Herz-Kreislauf-Erkrankungen bleiben weltweit die führende Todesursache1. Kardiomyozyten dienen als zentraler Schwerpunkt in der kardiologischen Forschung seit langem als wesentliche Werkzeuge zur Untersuchung der Herzphysiologie und -pathologie2. Während kommerziell erhältliche Kardiomyozytenzelllinien und die kürzlich populär gewordenen humanen pluripotenten Stammzell-abgeleiteten Kardiomyozyten (hPSC-CMs) größere Vorteile hinsichtlich Zugänglichkeit und einfacher Manipulation bieten(3,4,5), zeigen primäre, ex vivo isolierte Kardiomyozyten eine überlegene strukturelle und funktionelle Korrelation mit kardialen physiologischen und pathologischen Mechanismen. Daher ist es von größter Bedeutung, Techniken zur Isolierung von Kardiomyozyten in vitro zu beherrschen.

Kardiomyozyten zeigen während der Entwicklung deutliche morphologische und funktionelle Transformationen. Bemerkenswert ist, dass diese Zellen während der embryonalen Entwicklung und der neonatalen Phase (innerhalb von 7 Tagen nach der Geburt) das proliferative Potenzial aufrechterhalten, aber diese Regenerationskapazitätgeht danach dauerhaft verloren. Durch die postnatale Reifung durchlaufen Kardiomyozyten eine umfassende morphologische Umgestaltung und erhalten schließlich bis zum Alter von zwei Monaten ihren charakteristischen adulten Phänotyp – mit stabförmiger Morphologie und hoch organisierter sarkomerischer Struktur 7,8. Diese entwicklungsstufenabhängigen Eigenschaften unterstreichen die entscheidende Bedeutung der Nutzung erwachsener Maus-Kardiomyozyten für mechanistische Studien der kardialen Pathophysiologie.

Entscheidend für den Fortschritt dieses Fachgebiets ist die zuverlässige Beschaffung hochpräziser Kardiomyozyten, insbesondere von erwachsenen Zellen, die die menschliche Herzphysiologie genau nachahmen. Aktuelle Isolationsprotokolle für adulte Maus-Kardiomyozyten stehen vor mehreren anhaltenden Herausforderungen: (i) eine beeinträchtigte zelluläre Lebensfähigkeit, (ii) heterogene Populationsmerkmale und (iii) technisch anspruchsvolle Verfahren – die alle zusammen den Forschungsfortschritt behindern 9,10. Dies unterstreicht die dringende Notwendigkeit, Isolationsmethoden zu optimieren, um sowohl eine erhöhte Ausbeute als auch eine höhere Reinheit zu erreichen und so physiologisch relevantere zelluläre Plattformen für die Untersuchung von Herz-Kreislauf-Erkrankungen bereitzustellen.

Durch systematische Optimierung von Perfusionsparametern, enzymatischen Verdauungsprotokollen und Reagenzienformulierungen hat diese Studie erfolgreich eine verbesserte Methodik zur Isolierung und Kultivierung erwachsener Maus-Kardiomyozyten etabliert. Das optimierte Protokoll liefert Kardiomyozyten mit gut erhaltener morphologischer Integrität, gekennzeichnet durch hohe stabförmige Verhältnisse und deutlich sichtbare sarkomerische Strukturen. Diese Fortschritte bieten eine robuste experimentelle Grundlage für eine tiefgehende Untersuchung der Kardiomyozytenpathophysiologie und erleichtern die Forschung an Herz-Kreislauf-Erkrankungen mit Schwerpunkt auf myokardialen zellulären Mechanismen erheblich.

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Protokoll

Alle Tierverfahren in dieser Studie wurden strikt gemäß den Richtlinien des Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) durchgeführt, die vom Ethikausschuss des Deqing People's Hospital genehmigt wurden. Die Studie verwendete 8-12 Wochen alte männliche C57BL/6-Mäuse, die von GemPharmatech Co., Ltd. gekauft wurden. Alle Tiere wurden in SPF-Barrierenanlagen gehalten, deren Umweltparameter den nationalen Standards entsprechen (Raumtemperatur 22 ± 2 °C, relative Luftfeuchtigkeit 50 ± 10 %, 12/12 Stunden Hell/Dunkel-Zyklus). Während der gesamten Experimente hielt sich diese Studie strikt an die "3R"-Prinzipien (Ersatz, Reduktion, Verfeinerung) und implementierte Standardverfahren, darunter Anästhesie und Analgesie, um das Leiden der Tiere zu minimieren.

HINWEIS: Kurz gesagt, das intakte Herz wird schnell aus der Maus-Thoraxhöhle entfernt und mit Kollagenase Typ-II-Lösung über den Langendorff-Apparat einer retrograden Perfusion unterzogen, um die extrazelluläre Matrix enzymatisch zu verdauen. Nach vollständiger Gewebeverdauung wird das weiche Myokard vorsichtig in eine Einzelzellsuspension dissoziiert. Die resultierende Zellsuspension wird sequentiell gefiltert, um unverdaute Gewebefragmente zu entfernen, gefolgt von Gravitationssedimentation, um lebensfähige Kardiomyozyten anzureichern. Die gereinigten Kardiomyozyten können dann für weitere experimentelle Anwendungen genutzt werden.

1. Langendorff-Perfusionsgerätevorbereitung

HINWEIS: Das Langendorff-System hat ein Gesamtrohrvolumen von 15,5 mL. Die Perfusionsdurchflussrate beträgt 3,5 mL/min für die Herzperfusion und 10–15 mL/min für die Systemspülung.

  1. Spülen Sie das Langendorff-Perfusionssystem mit 50 ml 75 % Ethanol.
    HINWEIS: Führen Sie monatliche Glasröhrenreinigung mit 1 M HCl durch, um die Sterilität zu gewährleisten.
  2. Spülen Sie mit 250 ml sterilem ddH2O, um Ethanolrückstände zu entfernen und Luftblasen zu vermeiden.
  3. Stellen Sie die Wasserbadetemperatur auf 42 °C ein. Schalten Sie die Pumpe ein, um die Zirkulationsheizung einzuleiten, und füllen Sie die Außenkammer des Serpentinrohrs mit warmem Wasser.
    HINWEIS: Dies stellt sicher, dass das Perfusat das Herz bei 37 °C erreicht.

2. Puffervorbereitung

  1. Bereiten Sie Krebs-Bicarbonat-Lösungspuffer (KB), Perfusionspuffer (PB), Verdauungspuffer (DB), Myozytenplattenmedium (MPM) und Myozytenkulturmedium (MCM) gemäß den in Tabelle 1 aufgeführten Formulierungen vor.
    HINWEIS: Am Tag der Anwendung frisch zubereiten.
  2. 10 ml KB-Puffer auf Eis vorkühlen.
  3. Fülle das Lumen mit Erdnussbutter. Stellen Sie die Durchflussmenge auf 3,5 mL/min ein und messen Sie die Abwassertemperatur (37 °C ist optimal).
  4. Spülen Sie 7 ml DB in die Pipeline und schließen Sie dann die Perfusionsleitung.
  5. Bereiten Sie eine Heparinnatriumlösung (0,5 %, 62,5 KU) vor und geben Sie 300 μL in eine Insulinspritze.
  6. Aliquot 10 ml Erdnussbutter und 10 ml KB in zwei separate Petrischalen geben und sie auf Eis vorkühlen.
  7. Lege ein 100 μm Zellsieb auf den Deckel eines 50 mL Zentrifugenrohrs, befeuchte es mit 1 mL KB vorab und befestige es an einem 50 mL Zentrifugenrohr.

3. Herzextraktion und Kanüle

HINWEIS: In diesem Protokoll wurden während des gesamten Verfahrens sterile Handschuhe, Instrumente, Mull und Wattestäbchen verwendet, um äußere Kontaminationen zu minimieren. Während die vollständige aseptische Technik für die primäre Zellkultur unerlässlich ist, dient sie hier der Unterstützung des Tierschutzes und der Gewebeintegrität für nachgelagerte histologische und molekulare Analysen, anstatt die Sterilität für die Zellisolation aufrechtzuerhalten.

  1. Betäuben Sie die Maus durch eine intraperitoneale Injektion von 80 mg/kg Pentobarbitalnatrium (pharmazeutische Qualität) kombiniert mit 5 IU/g Heparinnatrium mit Körpergewicht. Überwachen Sie genau, bis eine tiefe Anästhesie erreicht ist. Kneifen Sie die Zehen der Maus und beobachten Sie das Verschwinden des Zehenkneifreflexs, um den Erfolg der Anästhesie zu bestätigen.
  2. Entfernen Sie Thoraxhaare mit Enthaarungscreme.
  3. Fixiere die Maus auf einer Schaumstoffplatte und desinfiziere die Brusthaut mit 75 % Alkohol.
  4. Heben Sie die Thoraxhaut mit der Pinzette an und machen Sie einen Schnitt am Xiphoideus.
  5. Heben Sie das Xiphoid an und schneiden Sie die Rippen beidseitig in Richtung der Achselregionen, dann durchschneiden Sie das Zwerchfell vollständig.
    HINWEIS: Vermeiden Sie Schäden am Herzen.
  6. Immobilisieren Sie Brustbein und Rippen mit hämostatischer Pinzette, um das Herz vollständig freizulegen.
  7. Nehmen Sie Blut auf und verschieben Sie die Leber vorsichtig mit Gewebe in Richtung der Hintergliedmaßen. Verwenden Sie Wattestäbchen, um das Herz vorsichtig zu manipulieren und die untere Vena cava freizulegen.
  8. Injizieren Sie 300 μL Heparinnatriumlösung (ab Schritt 2.5) mit der vorbereiteten Insulinspritze in die untere Vena cava.
    HINWEIS: Achte darauf, das Einschleusen von Luftblasen zu vermeiden.
  9. Entfernen Sie das thymische Gewebe und trennen Sie dann die umliegenden Venen und Arterien. Übertragen Sie das Herz sofort in den vorgekühlten PB-Puffer (von Schritt 2.6).
    HINWEIS: Die Entfernung der Thymus verbessert die Sichtbarkeit der Aorten. Bewahren Sie während der Exzision ein Aortensegment. Die Myokardkontraktion wurde durch vorgekühlte PB-Lösung verlangsamt. Die kardiale Exzision unter Narkose führt zu einer humanen Euthanasie.
  10. Mit Mikrozangen greifen Sie die Aorta und montieren sie an der Kanüle des Langendorff-Perfusionssystems. Sichern Sie mit 5-0 Seidennaht.
    HINWEIS: Führen Sie diesen Schritt schnell aus. Stellen Sie sicher, dass das Perfusionssystem während der Herzmontage ausgeschaltet ist.

4. Herzperfusion

  1. Schalte das Perfusionssystem ein und starte die Zeitmessung für 2 Minuten und 30 Sekunden. Während dieses Zeitraums besteht das Abwasser aus PB-Puffer und muss nicht gesammelt werden.
  2. Nach Abschluss des 2-minütigen und 30-s-Intervalls beginnt man mit dem Sammeln und Umrunden des DB-Puffers, während man auf 15 Minuten abstimmt.
    HINWEIS: Überwachen Sie den Myokardzustand – eine optimale Verdauung zeigt sich durch verminderte Gewebeelastizität und erhöhte Durchsichtigkeit. Wenn die Verdauung unvollständig erscheint, kann die Dauer mäßig verlängert sein, sollte aber insgesamt 20 Minuten nicht überschreiten, um Schäden an den Herzomyozyten zu verhindern.
  3. Nach der Zeitphase wechsle vom DB zum PB-Puffer und setze die Perfusion weitere 4 Minuten und 30 Sekunden fort. Das Abwasser in dieser Phase enthält den DB-Puffer; Sammle es.
  4. Beendet die Perfusion, indem man das System nach dem letzten Zeitintervall ausschaltet.

5. Zelldissoziation und -reinigung

  1. Nehmen Sie das Herz aus der Kanüle und übertragen Sie es in den vorgekühlten KB-Puffer (vorbereitet in Schritt 2.6).
    HINWEIS: Die enzymatische Verdauung wurde durch sofortige Übertragung des Herzens in den KB-Puffer beendet. Dies verdünnt das Restenzym schnell, verhindert eine Überverdauung und sorgt für eine hohe Zelllebensfähigkeit.
  2. Mit einer feinen Schere werden das Vorhof- und Aortengewebe vorsichtig entfernt, wobei nur das Myokard erhalten bleibt.
  3. Das Myokardgewebe wird mechanisch in kleine Fragmente (<1 mm3) mittels Mikropinzette dissoziiert.
  4. Blasen Sie die Gewebefragmente vorsichtig mit einem 2-mL-Tropfen ab, um eine Einzelzell-Suspension zu erzielen.
    HINWEIS: Seien Sie beim Blasen äußerst vorsichtig, um die stabförmige Kardiomyozytenmorphologie zu erhalten. Vermeiden Sie die Verwendung von Standard-Pipettenspitzen, da ihr schmaler Bohrungsdurchmesser die zelluläre Integrität mechanisch beeinträchtigen kann.
  5. Filtern Sie die resultierende Zellsuspension durch das vorbenetzte 100-μm-Sieb (in Schritt 2.7 zusammengesetzt) in ein 50-mL-Rohr.
  6. Übertragen Sie die gefilterte Suspension in ein 15-mL-Rohr und lassen Sie die Kardiomyozyten durch Gravitationssedimentation absinken (15 Min, 4 °C).
    HINWEIS: Die verringerte Basaloberfläche von 15-ml-Röhren verbessert die Effizienz der Zellrückgewinnung im Vergleich zu 50-ml-Röhren erheblich.
  7. Aspiratieren Sie vorsichtig den Supernatanten, suspendieren Sie die pelletierten Kardiomyozyten in 10 ml eiskalten KB-Puffer mit einer 2-mL-Transferpipette und wiederholen Sie die Sedimentation (15 Min, 4 °C).
  8. Wiederholen Sie die Schritte 5.4-5.7, um eine gereinigte Präparation intakter, stabförmiger Kardiomyozyten zu erhalten, die für Anwendungen geeignet sind.

6. Zellkultur

  1. Beschichte die Kulturgerichte mit 10 μg/mL Laminin und inkubiere bei 37 °C für 2 Stunden.
    HINWEIS: Um mechanische Schäden an stäbchenförmigen Kardiomyozyten zu minimieren und die verlängerte Verarbeitungszeit der differentiellen Panzerung zu verkürzen, verwendete diese Studie eine Lamininbeschichtung anstelle einer Differenzbeschichtung, eine Strategie, die nicht nur die zelluläre Bindungseffizienz verbessert, sondern auch die natürlichen physiologischen Eigenschaften der Kardiomyozyten bewahrt.
  2. Kondensieren Sie die Kardiomyozyten in 4 ml vorgewärmter (37 °C) MPM. Nach dem Entfernen der Lamininlösung werden die Kardiomyozyten in die beschichteten Schalen eingepflanzt. Inkubieren bei 37 °C mit 2 % CO2für 1 Stunde. Beobachten Sie Zellmorphologie, Größe und Dichte unter dem Mikroskop.
  3. Nach der Inkubation dekantieren Sie das MPM vorsichtig und ersetzen Sie es durch vorgewärmtes (37 °C) MCM. Die Inkubation bei 37 °C mit 2 % CO2für 24 Stunden aufrechterhalten.
  4. Nach 24 Stunden untersuchen Sie die Kardiomyozyten auf strukturelle Integrität und Morphologie.
    HINWEIS: Halten Sie während des gesamten Eingriffs eine strenge aseptische Technik bei.
    VORSICHT: Kollagenase Typ II kann Atemwegsallergien, Haut- und Augenreizungen verursachen. Achten Sie darauf, in einem gut belüfteten Bereich zu arbeiten und vermeiden Sie das Einatmen von Staub oder Kontakt mit Haut und Schleimhäuten. Alle weggeworfenen Herzgewebe der Maus, Blutproben und alle Einwegmaterialien, die mit ihnen in Kontakt gekommen sind, müssen als biologisch gefährlicher Abfall in speziellen, undichten Behältern mit dem Biohazard-Symbol gesammelt werden. Diese Materialien werden anschließend zentralisierten Dekontaminations- und Entsorgungsverfahren unterzogen.

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Ergebnisse

Das Isolierungs- und Kulturverfahren adulter Maus-Kardiomyozyten wird im Protokoll demonstriert, wobei die erforderliche Instrumentierung und Tubing-Konfiguration in Abbildung 1 dargestellt sind. Morphologische Untersuchungen zeigten, dass frisch isolierte Kardiomyozyten sowie solche, die für 1 Stunde und 24 Stunden kultiviert wurden, alle charakteristische stabförmige oder fusiforme Morphologie mit deutlich sichtbaren Streifen aufwiesen (Abbildungen...

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Diskussion

Diese Studie stellt einen bedeutenden methodischen Durchbruch in der kardiovaskulären Forschung dar, indem sie ein optimiertes Protokoll für die Isolierung und Kultur von kardiomyozyten erwachsener Maus etabliert. Durch eine systematische Verfeinerung der Pufferzusammensetzung und der enzymatischen Verdauungsparameter erhöht dieser Ansatz die Zuverlässigkeit des Kultursystems erheblich und verbessert gleichzeitig die Reinheit und Lebensfähigkeit der Kardiomyozyten. Diese technischen Fort...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte, die offengelegt werden müssen.

Danksagungen

Wir danken die finanzielle Unterstützung der Nationalen Naturwissenschaftlichen Stiftung Chinas (Nr. 82400312).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
BDMAladdin Wissenschaftliche Gesellschaft, Shanghai, ChinaD111028
BSAAladdin Wissenschaftliche Gesellschaft, Shanghai, ChinaB265994
C57BL/6 Mäuse GemPharmatech Co., Ltd8– 12 Wochen alter Männchen 
CaCl2Aladdin Wissenschaftliche Gesellschaft, Shanghai, ChinaC431202
Kollagenase Typ IIWorthington Biochemical Corporation (USA)LS004176LOT#:43D23502    Enzymaktivitätseinheiten: 270u/mg dw
FBSBeyotime Biotechnologie, ChinaC0226
GlukoseAladdin Wissenschaftliche Gesellschaft, Shanghai, ChinaD639737
HEPESSigma-AldrichH7006
KClAladdin Wissenschaftliche Gesellschaft, Shanghai, ChinaP112134
KH2PO4Aladdin Wissenschaftliche Gesellschaft, Shanghai, ChinaP104075
L-GlutaminThermo Fisher Scientific25030081
MEMThermo Fisher Scientific11095080
MgSO4Aladdin Wissenschaftliche Gesellschaft, Shanghai, ChinaM116444
Na2HPO4Aladdin Wissenschaftliche Gesellschaft, Shanghai, ChinaS274390
NaClAladdin Wissenschaftliche Gesellschaft, Shanghai, ChinaC111547
NaH2PO4Aladdin Wissenschaftliche Gesellschaft, Shanghai, ChinaS108339
NaHCO3Aladdin Wissenschaftliche Gesellschaft, Shanghai, ChinaS112338
Penicillin-Streptomycin (100x)Beyotime Biotechnologie, ChinaC0222
Primovertes invertiertes Zellkulturmikroskop  Carl Zeiss
TaurinAladdin Wissenschaftliche Gesellschaft, Shanghai, ChinaT103829

Referenzen

  1. Crea, F. The burden of cardiovascular risk factors: a global perspective. Eur Heart J. 43 (30), 2817-2820 (2022).
  2. Ackers-Johnson, M., et al. A simplified, Langendorff-free method for concomitant isolation of viable cardiac myocytes and nonmyocytes from the adult mouse heart. Circ Res. 119 (8), 909-920 (2016).
  3. Claycomb, W. C., Palazzo, M. C. Culture of the terminally differentiated adult cardiac muscle cell: a light and scanning electron microscope study. Dev Biol. 80 (2), 466-482 (1980).
  4. Karakikes, I., Ameen, M., Termglinchan, V., Wu, J. C. Human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes: insights into molecular, cellular, and functional phenotypes. Circ Res. 117 (1), 80-88 (2015).
  5. Protze, S. I., Lee, J. H., Keller, G. M. Human pluripotent stem cell-derived cardiovascular cells: From developmental biology to therapeutic applications. Cell Stem Cell. 25 (3), 311-327 (2019).
  6. Porrello, E. R., et al. Transient regenerative potential of the neonatal mouse heart. Science. 331 (6020), 1078-1080 (2011).
  7. Mohamed, T. M. A., et al. Regulation of cell cycle to stimulate adult cardiomyocyte proliferation and cardiac regeneration. Cell. 173 (1), 104-116.e12 (2018).
  8. Wang, W. E., et al. Dedifferentiation, proliferation, and redifferentiation of adult mammalian cardiomyocytes after ischemic injury. Circulation. 136 (9), 834-848 (2017).
  9. Pinz, I., Zhu, M., Mende, U., Ingwall, J. S. An improved isolation procedure for adult mouse cardiomyocytes. Cell Biochem Biophys. 61 (1), 93-101 (2011).
  10. Li, D., Wu, J., Bai, Y., Zhao, X., Liu, L. Isolation and culture of adult mouse cardiomyocytes for cell signaling and in vitro cardiac hypertrophy. J Vis Exp. (87), e51357(2014).
  11. Alam, P., Maliken, B. D., Ivey, M. J., Jones, S. M., Kanisicak, O. Isolation, transfection, and long-term culture of adult mouse and rat cardiomyocytes. J Vis Exp. (164), e61073(2020).
  12. Kruppenbacher, J. P., May, T., Eggers, H. J., Piper, H. M. Cardiomyocytes of adult mice in long-term culture. Naturwissenschaften. 80 (3), 132-134 (1993).
  13. Dambrot, C., et al. Serum supplemented culture medium masks hypertrophic phenotypes in human pluripotent stem cell derived cardiomyocytes. J Cell Mol Med. 18 (8), 1509-1518 (2014).
  14. Karliner, J. S., Simpson, P. C., Taylor, J. E., Honbo, N., Woloszyn, W. Adrenergic receptor characteristics of cardiac myocytes cultured in serum-free medium: comparison with serum-supplemented medium. Biochem Biophys Res Commun. 128 (1), 376-382 (1985).
  15. Zheng, X., et al. Proteomic analysis for the assessment of different lots of fetal bovine serum as a raw material for cell culture. Part IV. Application of proteomics to the manufacture of biological drugs. Biotechnol Prog. 22 (5), 1294-1300 (2006).
  16. O'Connell, T. D., Rodrigo, M. C., Simpson, P. C. Isolation and culture of adult mouse cardiac myocytes. Methods Mol Biol. 357, 271-296 (2007).
  17. Gong, Y., et al. Mitochondrial tumor suppressor 1A attenuates myocardial infarction injury by maintaining the coupling between mitochondria and endoplasmic reticulum. Circulation. 152 (3), 183-201 (2025).
  18. Xiao, C., et al. FMO2 prevents pathological cardiac hypertrophy by maintaining the ER-mitochondria association through interaction with IP3R2-Grp75-VDAC1. Circulation. 151 (23), 1667-1685 (2025).

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