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Methodenartikel

Neuartiges chirurgisches Nagetiermodell zur Untersuchung von Behandlungsmöglichkeiten für Neuromschmerzen mit gezielter Muskelreinnervation durch den Nervus saphenus

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DOI:

10.3791/69152

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14. November 2025

 , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, University Medical Center Utrecht, Utrecht University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll stellt ein reproduzierbares Rattenmodell vor, das sensorische Nerven verwendet, um menschliche Neuromschmerzen nachzuahmen und chirurgische Behandlungen zu bewerten, und bietet ein wertvolles Werkzeug für die translationale Neuromforschung.

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein neuartiges chirurgisches Modell zur Untersuchung von Nervenschmerzen und chirurgischer Behandlung bei Ratten. Traditionelle Neurommodelle verwenden gemischte Nerven, obwohl es am häufigsten der Fall ist, dass sensorische Nerven im klinischen Umfeld schmerzhafte Neurome hervorrufen. Durch die Auswahl des Nervus saphenus spiegelt dieser Ansatz die klinische Realität der Neurombildung wider und bietet eine relevante Plattform für die Bewertung chirurgischer Strategien. Diese Methode zielt darauf ab, die Pathophysiologie der menschlichen Neurombildung zu replizieren und einen gängigen chirurgischen Eingriff bei Neuromschmerzen zu evaluieren, insbesondere die gezielte Muskelreinnervation (TMR), eine weit verbreitete Intervention bei Neurom-assoziierten Schmerzen. Der Artikel enthält eine detaillierte Schritt-für-Schritt-Beschreibung des Verfahrens, beginnend mit der Vorbereitung der Tiere und der perioperativen Betreuung. Die Operationstechnik wird unter Berücksichtigung anatomischer Orientierungspunkte, Instrumentenanforderungen und technischer Überlegungen erläutert, die die Genauigkeit und Konsistenz verbessern. Es werden postoperative Überwachungs- und Wohlfahrtsmaßnahmen beschrieben, um die Einhaltung ethischer Standards und die Reproduzierbarkeit in allen Laboren sicherzustellen. Dieses Modell ist reproduzierbar, technisch zugänglich und translational relevant, da es die klinische Realität der sensorischen Neurombildung nachahmt. Es bietet eine Plattform für die Evaluierung von Operationsstrategien und die präklinische Neuromforschung.

Einleitung

Neurome sind schmerzhafte Nerventumoren, die nach einer Nervenverletzung gebildet werden 1,2. Sie stellen ein erhebliches klinisches Problem mit weitreichenden gesellschaftlichen Folgen und erhöhten medizinischen Kostendar 3,4,5,6,7. Behandlungsoptionen wie die pharmakologische Therapie sind oft symptomatisch, da sie Schmerzen behandeln, aber die zugrunde liegenden Ursachen nicht behebenkönnen 8. Es hat sich gezeigt, dass chirurgische Eingriffe unterschiedliche Erfolgsraten aufweisen (56%-82%), und die Mechanismen, die die schmerzhafte Neurombildung antreiben, sind nach wie vor wenig verstanden 9,10,11.

Es wird angenommen, dass Schmerzen durch Neurome von sensorischen Faszikeln im geschädigten Nerv ausgehen, was die Bedeutung der Modellierung rein sensorischer Beiträge zu Neurom-assoziierten Schmerzen unterstreicht12. Tiermodelle sind nach wie vor eine wesentliche Plattform, um die komplexen Mechanismen zu erforschen, die dem Neuromschmerz zugrunde liegen, und auch für die Entwicklung wirksamer chirurgischer Therapien13. Die meisten verfügbaren Tiermodelle verwenden jedoch gemischte motorische sensorische Nerven, was ihre translationale Anwendbarkeit einschränkt, da etwa 74% der schmerzhaften Neurome im klinischen Umfeld von rein sensorischen Nerven stammen14,15.

Es wurden mehrere Tiermodelle entwickelt, um neuropathische Schmerzen zu simulieren und mögliche Interventionen zu evaluieren16. Zunächst wurde das Modell der chronischen Verengungsverletzung (CCI) beschrieben17. Dieses Modell induziert eine partielle Nervenschädigung durch locker gebundene Ligaturen um den Ischiasnerv, die neuropathische Schmerzzustände nachahmen. Es bietet Einblicke in die periphere Sensibilisierung, axonale Degeneration, Entzündungsreaktionen und zentrale Veränderungen im Rückenmark und wird häufig zur Bewertung potenzieller analgetischer Therapien verwendet17,18. Zweitens induziert die verschonte Nervenverletzung (SNI) eine Verletzung von zwei der drei terminalen Äste des Ischiasnervs (Nervus tibialis und Nervus peroneus communis), wobei der verbleibende Nervus suralis intakt bleibt19. Drittens, das von Dorsi et al. entwickelte Modell der Tibianeuroxom-Transposition (TNT). Der Nervus tibialis wird chirurgisch und subkutan transponiert, um die Beurteilung der Neurombildung und der damit verbundenen Schmerzen zu erleichtern 16,20. Dieses Modell ermöglicht eine primäre Überempfindlichkeitsbeurteilung durch Von-Frey-Stimulation der Haut, die über dem transponierten Neurom an der prätibialen Stelle liegt, und eine sekundäre Überempfindlichkeitsbeurteilung in den angrenzenden Dermatomen des Nervus suralis oder des restlichen Schienbeinnervs. Das TNT-Modell wurde chirurgisch entwickelt, um die Entwicklung von Neuromen zu replizieren, ohne chirurgische oder nicht-chirurgische Eingriffe zur Vorbeugung oder Behandlung von Neurom-bedingten Schmerzen zu beinhalten20. Daher ist es nicht möglich, therapeutische Strategien, wie z. B. die gezielte Muskelreinnervation (TMR), in der primären Umgebung zu evaluieren (Abbildung 1).

TMR ist eine Technik, die einen durchtrennten (sensorischen) Nerv nach der Resektion des Neuroms mit einem entbehrlichen motorischen Ast eines Ziels verbindet. Dieses Konzept nutzt das Prinzip, dem Nerv etwas zu tun zu geben, wodurch sich der Nerv zu einem Nerv regeneriert, der mit einem Muskelziel verbunden ist. Die Philosophie zielt darauf ab, die Bildung eines Neuroms per se zu verhindern, indem sie es dem Nerv ermöglicht, sich zu einem denervierten Muskel zu regenerieren11.

In der vorliegenden Studie beschreiben wir ein Nagetiermodell, bei dem der Nervus saphenus durchtrennt wird. Dieser rein sensorische Nerv wird durchtrennt, in den Musculus gastrocnemius transponiert und entweder unbehandelt gelassen (Transposition des Stammneurinoms, SNT) oder an einen motorischen Ast (TMR) gekoppelt. Dieses Modell ermöglicht die Untersuchung der Auswirkungen von TMR, die auf den Nervus saphenus angewendet wird, auf die sekundäre mechanische Überempfindlichkeit in benachbarten Dermatomen anatomisch intakter Nerven, insbesondere innerhalb des Tibiabereichs auf der zentralen Plantaroberfläche der Hinterpfote (Abbildung 1)21,22. Dieser anatomische Kontext unterstreicht auch die klinische Relevanz bei Patienten. Aufgrund seines oberflächlichen anatomischen Verlaufs ist der Nervus saphenus besonders anfällig für iatrogene oder traumatische Verletzungen, insbesondere nach Knieoperationen, die häufig zu neuropathischen Schmerzen führen; Bemerkenswert ist, dass 55,2 % der Patienten trotz Revisionsoperationen wie Neurolyse oder Neurektomie über anhaltende Symptome berichten23,24.

Ziel dieser Studie ist es, ein reproduzierbares Nagetiermodell zu etablieren, um das klinische Setting der schmerzhaften Neurombildung zu replizieren. Dieses Modell eignet sich besonders für die Untersuchung der Pathophysiologie des reinen sensorischen Neuroms und der Auswirkungen der TMR, während sich sein primäres Endpunktmaß auf die sekundäre mechanische Überempfindlichkeit konzentriert.

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Protokoll

Dieses Protokoll steht im Einklang mit ethischen Richtlinien für Tierversuche und betont sein translationales Potenzial. Projektnummer: AVD1150020198824.

1. Von Frey-Messungen

  1. Durchführung eines Von-Frey-Tests der Plantaroberfläche der Hinterpfote gemäß dem angepassten Protokoll von Brakkee et al. zur Beurteilung der sekundären mechanischen Überempfindlichkeit20.
    1. Bestimmen Sie die Ausgangsempfindlichkeit der Innervationsbereiche des Nervus tibialis und des Nervus suralis auf der Plantaroberfläche der Hinterpfote. Führen Sie drei Basismessungen an verschiedenen Tagen mit Von Frey-Filamenten durch, um zuverlässige und reproduzierbare Daten zu erhalten 20,25,26,27,28,29,30.
    2. Akklimatisieren Sie die Ratten mindestens 5-7 Tage lang vor den Ausgangsmessungen an Käfige mit Netzboden. Fassen Sie die Tiere täglich an, um Stressreaktionen zu reduzieren. Die Ausgangsdaten von Frey sind in der ergänzenden Tabelle 1 enthalten. Beurteilung der chirurgisch induzierten Überempfindlichkeit im Bereich der tibialen und suralen Innervation mit Hilfe von Von Frey-Tests ab 7 Tagen nach der Operation.
  2. Positionieren Sie das Tier ruhig im Prüfkäfig und vergewissern Sie sich, dass die spontanen Bewegungen minimal sind, bevor Sie beginnen.
  3. Tragen Sie eine Reihe kalibrierter Monofilamente (0,6 g, 1 g, 1,4 g, 2 g, 4 g, 6 g, 8 g, 10 g, 15 g) senkrecht zur Haut auf, bis sich das Filament leicht biegt. Halten Sie den Kontakt ca. 3 s lang.
    HINWEIS: Führen Sie keine Tests durch, wenn das Tier sich putzt, uriniert, steht oder Kot absetzt. Führen Sie den Test nur durch, wenn das Gewicht gleichmäßig auf alle vier Pfoten verteilt ist.
  4. Variieren Sie die Reihenfolge der Dermatome bei Tieren, um eine systematische Verzerrung zu vermeiden, wie unten beschrieben.
    Territorium des Nervus suralis: laterale Plantarfläche, nahe der behaart-kahlen Grenze.
    Territorium des Nervus tibialis: zentrale Plantarfläche, die Ballen vermeidend.
  5. Verwende die Up-Down-Methode: Beginne mit dem 4 g Filament. Wenn ein Rückzug auftritt (plötzliches Heben der Pfote, Zucken, Lecken oder Lautäußerungen), wenden Sie die nächstniedrigere Kraft an; Wenn keine Reaktion erfolgt, wenden Sie die nächsthöhere Kraft an. Fahren Sie fort, bis 5-6 Antworten nach der ersten Verhaltensänderung erhalten sind. Notiere eine positive Reaktion als lebhaften Rückzug, Zucken, Lecken oder Lautäußerungen. Notieren Sie das Fehlen dieser Verhaltensweisen als negative Reaktion.
    1. Berechnen Sie die 50%-Entzugsschwelle unter Verwendung der Dixon-Auf-Ab-Methode, die die Kraft bestimmt, bei der eine 50%ige Wahrscheinlichkeit einer Rückzugsreaktion besteht, basierend auf einer Abfolge von zunehmenden und abnehmenden von-Frey-Filamentanwendungen31.
  6. Zur Beurteilung der sekundären Hyperalgesie sind die postoperativen Schwellenwerte in der Tibia- und Suralzone mit den Ausgangswerten und der kontralateralen Pfote zu vergleichen.
    HINWEIS: Die konditionierte Ortspräferenz (CPP) ist ein validiertes Verhaltensparadigma zur Beurteilung des anhaltenden Schmerzes und der Behandlungswirkung in Tiermodellen für periphere Nervenverletzungen, insbesondere wenn mechanische Tests aufgrund der anatomischen Lokalisation der Neurombildung, wie z. B. tief im Oberschenkel 32,33,34, nicht durchführbar sind. Sie wird hier nur als Hintergrundinformation erwähnt und wurde in der vorliegenden Studie nicht angewendet.

2. Präoperative Vorbereitung

  1. Buchen Sie einen Tieroperationsraum und bereiten Sie sterile Instrumente vor/bestellen Sie sie (siehe Materialtabelle).
  2. Analgesie, Anästhesie und Vorbereitung
    HINWEIS: Diese Studie wurde an 12 (6 weiblichen und 6 männlichen) Sprague Dawley-Ratten durchgeführt, die 12 Wochen alt waren.
    1. Injizieren Sie 1 h vor der Operation 0,5 mg/kg analgetisches Carprofen subkutan in die Bauchregion.
    2. Betäuben Sie das Tier mit 5 % Isofluran zur Induktion und halten Sie die Anästhesie mit 2 % bis 3 % Isofluran aufrecht.
    3. Legen Sie das Tier auf den Rücken, wobei der Kopf entweder links oder rechts ist, um operiert zu werden, entgegengesetzt zur Position des Chirurgen.
    4. Legen Sie das Tier auf ein Heizkissen, das auf 37 °C eingestellt ist, um seine Körpertemperatur während des Eingriffs zu halten. Verteilen Sie die Heizfläche gleichmäßig und verhindern Sie eine Überhitzung. Überwachen Sie die Temperatur mit einer rektalen Wärmesonde, die mit Papierklebeband am Ende befestigt ist. Passen Sie das Heizkissen nach Bedarf an, um die Normothermie aufrechtzuerhalten.
      HINWEIS: Dieser Schritt ist entscheidend, um eine durch Anästhesie induzierte Unterkühlung zu verhindern und die physiologische Stabilität während der gesamten Operation zu gewährleisten.
    5. Tragen Sie eine sterile Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit durch Gasanästhesie zu verhindern.
      HINWEIS: Dieser Schritt stellt sicher, dass die Hornhautoberfläche während des Eingriffs feucht und geschützt bleibt, wodurch das Risiko von Augenreizungen oder -schäden minimiert wird.
    6. Rasieren Sie die Operationsstelle vom Oberschenkel bis zum Knöchel mit einem Elektrorasierer. Entfernen Sie nach der Rasur mit der Klebeseite eines Stücks Klebeband die restlichen losen Haare für eine optimale Vorbereitung der Haut.
    7. Desinfizieren Sie den rasierten Bereich mit drei abwechselnden Runden von 0,5 % Chlorhexidindigluconat mit einem sterilen Mullkissen. Lassen Sie jede Anwendung vollständig trocknen, bevor Sie mit der nächsten Runde fortfahren.
      HINWEIS: Drei abwechselnde Visiten sorgen für eine gründliche Sterilisation der Operationsstelle und minimieren das Infektionsrisiko.
    8. Überprüfen Sie die Anästhesie, indem Sie den Schwimmkanal des Fußes des Tieres vorsichtig mit einer Pinzette einklemmen. Das Fehlen eines Entzugs deutet auf eine unterdrückte und adäquate Anästhesie hin.
      HINWEIS: Fahren Sie nur fort, wenn keine Reflexe vorhanden sind, um eine wirksame Anästhesie und die Einhaltung ethischer Standards zur Minimierung des Stresses der Tiere während der Operation zu bestätigen. Fahren Sie nur fort, wenn Sie bestätigen können, dass keine Reflexe vorhanden sind.

3. Operationstechnik

  1. Bringen Sie das Tier in Rückenlage und drehen Sie das Operationsbein zur Seite, um die Operationsstelle freizulegen.
  2. Markieren Sie die Schnittlinie unter 6-facher Mikroskopvergrößerung mit einem sterilen Hautmarker. Injizieren Sie 0,05 ml Lidocain 1% subkutan mit einer 1-ml-Spritze mit einer 25G-Nadel entlang der markierten Linie, um eine Lokalanästhesie durchzuführen und die Schmerzen an der Operationsstelle zu reduzieren. Verteilen Sie die Injektion gleichmäßig und vergewissern Sie sich, dass keine unmittelbaren Nebenwirkungen aufgetreten sind, bevor Sie fortfahren. Dieser Schritt minimiert die Beschwerden und verbessert die chirurgische Präzision.
  3. Einen 8-10 mm langen Längsschnitt über der medialen Hintergliedmaße mit einer Klinge des Skalpells 15 vornehmen (Abbildung 2A). Es sollte nur die Dermis eingeschnitten werden.
    HINWEIS: Besondere Vorsicht ist bei der Tiefe des Schnitts geboten. Wenn möglich, leiten Sie die Exzision ein und fahren Sie mit der Schere entlang der markierten Linie fort, um die Haut zu öffnen. Da der Nervus saphenus direkt unter der Haut liegt, wird sorgfältig darauf geachtet, einen tiefen Schnitt zu vermeiden (Abbildung 2B).
  4. Identifizieren Sie das oberflächliche neurovaskuläre Bündel, einschließlich der Arteria saphenos, der Vene und des Nervs. Passieren und isolieren Sie den Nervus saphenus vorsichtig durch eine Nadeldissektion, um versehentliche Schäden zu vermeiden. Verwenden Sie bei Bedarf Elektrokauter, um kleinere Blutungen aus den umliegenden Gefäßen zu kontrollieren.
    1. Führen Sie eine Nadeldissektion durch, indem Sie die Fase einer feinen Nadel in Richtung des Bedieners ausrichten und die Spitze vorsichtig entlang der Gewebeebene schieben. Diese Technik erzeugt eine scharfe Kante an der Unterseite der Nadelspitze, die eine präzise Trennung des empfindlichen Bindegewebes ermöglicht, ohne übermäßigen Zug oder Druck auf benachbarte Strukturen auszuüben.
  5. Erhöhen Sie die Isofluran-Anästhesie auf 5% vor der Nervendurchtrennung. Reduzieren Sie nach Abschluss der Transsektion die Isofluran-Anästhesie wieder auf 2 % bis 3 %, um ein angemessenes, aber kontrolliertes Anästhesieniveau aufrechtzuerhalten.
  6. Stellen Sie die Mikroskopvergrößerung auf 16x ein.
  7. Nähert man sich den Adduktorenmuskeln medial und führt eine vorsichtige Trennung durch, so findet man in der Mitte des Präparierbereichs eine senkrecht kreuzende Vene, die Vena caudalis femoris, die den Ramus nervi obturatorii begleitet. Sichtbar wird diese Vene, wenn man die Adduktoren in Längsrichtung tiefer in Richtung des medialen motorischen Astes des Nervus tibialis präpariert, der den Musculus gastrocnemius innerviert. Führen Sie eine vorsichtige Dissektion entweder medial oder lateral durch, um die venöse Integrität zu erhalten, bevor Sie das Koaptationsfeld einrichten.
    HINWEIS: Die Vena caudalis femoris kreuzt sich senkrecht zur Faserrichtung der Adduktorenmuskulatur; Achten Sie darauf, dass Sie dieses Gefäß nicht übermäßig beanspruchen, um Schäden und unnötigen Blutverlust zu vermeiden.
  8. Wenden Sie eine Stimulation von 1 mA mit dem Nervenstimulator an, um die Muskelaktivität des motorischen Astes des Nervus tibialis zu beurteilen und eine Reaktion des Musculus gastrocnemius zu bestätigen.
  9. Präparieren Sie bei der Präparation des Empfängernervs genau entlang seiner Flugbahn und durchschneiden Sie ihn mit einer mikrochirurgischen Schere weniger als 3 mm von der Muskeloberfläche entfernt. Platzieren Sie die Koaptationsstelle in der Nähe des Muskeleintritts des motorischen Astes, um eine optimale axonale Regeneration zu ermöglichen. Erhöhen Sie den Isofluran kurz auf 5%, wenn Sie den Nerv durchschneiden.
    HINWEIS: Diese Technik stellt sicher, dass die Koaptationsstelle in der Nähe des Ansatzes des motorischen Astes in den Muskel verbleibt, was eine optimale axonale Regeneration und funktionelle Wiederherstellung bei TMR-Verfahren ermöglicht. Ein vergrößerter Abstand zwischen der Koaptationsstelle und dem Eintrittspunkt des motorischen Astes kann zu einer axonalen Dispersion und einer Beeinträchtigung der Signalleitung führen.
  10. Tunneln Sie den Nervus saphenus durch die Adduktorenmuskulatur und koppeln Sie ihn mit Hilfe von 11.0-Nylon-Nähten mit dem medialen motorischen Ast des Nervus tibialis (Abbildung 3). Machen Sie zwei Nähte und stellen Sie sicher, dass die Nähte die Schnittstelle nicht verstopfen, um eine effektive neuronale Koaptation zu ermöglichen. Bei unbehandelten Kontrollen nach dem Tunneln keine Koaptation durchführen; Stattdessen wird der distale Stumpf des Nervus saphenus transponiert und an der Faszie des Musculus gastrocnemius befestigt.
    HINWEIS: Zwei Nähte sollten ausreichen, um eine optimale Kontaktfläche zwischen den beiden Nerven herzustellen. Eine einzelne Naht ist nicht geeignet, da sie dazu führen kann, dass sich einer der Nerven dreht.
  11. Stellen Sie die Vergrößerung des Mikroskops auf 6x ein, bevor Sie mit dem Hautverschluss fortfahren. Verwenden Sie 8-0 Nähte zur Annäherung der epidermalen Ränder mit einer intradermalen Technik. Halten Sie die Wunde nur minimal unter Spannung. Reinigen Sie die Haut nach dem Verschluss mit 0,9 % NaCl mit einem sterilen Wattestäbchen, um Rückstände zu entfernen und ein optimales Heilungsmilieu zu erhalten.

4. Nachsorge

  1. Setzen Sie das Tier in einen sauberen, temperaturgeregelten Käfig, in dem ein Heizkissen teilweise unter dem Käfig positioniert ist, um eine optimale Wärme zu gewährleisten. Zugang zu Nahrung und Wasser bieten. Stellen Sie die Beleuchtung auf eine gedämpfte Einstellung ein und schirmen Sie den Käfig vor dem hellen Licht des Operationssaals ab.
    HINWEIS: Diese Maßnahmen minimieren den Stress und unterstützen eine reibungslose Genesung nach der Operation.
  2. Nach dem Aufwachen kann das Tier nach ca. 40 Minuten in seinen gemeinsamen Käfig zurückgebracht werden. Bestätigen Sie die volle Wachsamkeit und das normale Verhalten, bevor Sie sie wieder an Käfiggefährten heranführen. Dadurch wird das Risiko von Verletzungen oder Stress bei der Wiedereingliederung minimiert.
  3. Eine Dosis Carprofen (0,5 mg/kg) in der Bauchregion subkutan 24 h und 48 h nach der Operation verabreichen.
  4. Überwachen Sie den Gewichtsverlust von nicht mehr als 15%. Sorgen Sie für eine ausreichende Flüssigkeitszufuhr und Nahrungsaufnahme.

5. Abfallentsorgung

  1. Entsorgen Sie scharfe Gegenstände sofort in einem zugelassenen Behälter für scharfe Gegenstände. Sammeln Sie Anästhesieabfälle in Übereinstimmung mit den institutionellen Biosicherheitsrichtlinien. Behandeln Sie Tierreste gemäß den institutionellen und nationalen Vorschriften für die biologische Abfallentsorgung.

6. Probenentnahme und Euthanasie

  1. 6 Wochen nach der Operation werden die Ratten nach der Entnahme von Gewebeproben eingeschläfert, um eine optimale Unterscheidung zwischen Nerven und umgebendem Gewebe zu ermöglichen.
  2. Einleitung der Anästhesie und Verabreichung der Analgesie wie in den Schritten 2.2.1 bis 2.2.5 beschrieben.
  3. Öffnen Sie die vorherige Schnittlinie am medialen Oberschenkel mit einem Skalpell wieder. Verlängern Sie den Schnitt bei Bedarf um 2 cm. Führen Sie eine stumpfe Dissektion durch die subkutane Schicht durch.
  4. Ziehen Sie die Adduktorenmuskeln zurück oder teilen Sie sie, um den Nervus saphenus freizulegen. Bei rekonstruierten Nerven: Identifizieren Sie das regenerierte Segment und ein eventuelles Neurom. Exzitieren Sie die Koaptationsstelle zusammen mit 2 mm proximalem und distalem Nerv. Bei unbehandelten Kontrollen: Identifizieren Sie den distalen Stumpf des Nervus saphenus und exzitieren Sie ein 4 mm großes Segment.
  5. Übertragen Sie die Probe direkt in das Fixiermittel. Längsbettung in Paraffin oder Harz für die morphologische Analyse.
  6. Einschläferung des Tieres unter terminaler Narkose (5% Isofluran) durch Herzpunktion. Behandeln Sie alle Gewebeproben gemäß den Standard-Laborprotokollen, um die strukturelle und biochemische Integrität für die anschließende Analyse zu erhalten (Abbildung 4).

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Ergebnisse

Die Beurteilung der sekundären Überempfindlichkeit (logarithmisch-transformierte 50%-Entzugsschwellen) zeigte Gruppenunterschiede im Tibiadermatom (Abbildung 5A). Die Durchtrennung des Nervus saphenus ohne Behandlung (SNT) führte zu der höchsten Sensitivität in der 6-wöchigen Nachbeobachtungszeit. Im Gegensatz dazu zeigten Tiere, die mit TMR behandelt wurden, einen konsistenten Trend zu einer verminderten Überempfindlichkeit im tibialen Bereich. Die Divergen...

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Diskussion

Dieser Ansatz hat mehrere Stärken. Die schrittweise Beschreibung ermöglicht eine reproduzierbare Labore, der Eingriff kann mit mikrochirurgischen Fähigkeiten effizient durchgeführt werden und die Verwendung eines rein sensorischen Nervs erhöht die translationale Relevanz. Zusammengenommen machen diese Aspekte das Modell für vergleichende Studien praktikabel und nützlich für die Erprobung neuer Interventionen. Kritische Schritte wie die Aufrechterhaltung aseptischer Bedingungen, die präzi...

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Offenlegungen

Forschung, die von einem Doktoranden (CB) durchgeführt wird, der durch ein Axogen-Stipendium unterstützt wird (keine Produktbeziehung). Alle anderen Autoren haben keine Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

Die Autoren danken Sabine Versteeg für ihren Beitrag zur verhaltenstherapeutischen Schmerzbeurteilung. Anja van der Sar und Trudy Oosterveld-Romijn (Common Animal Laboratory, Gemeenschappelijk Dieren Laboratorium) danken für ihre technische Unterstützung bei der Vorbereitung von Operations- und Mikroskopieeinrichtungen und für ihre engagierte Tierpflege. Die Autoren danken auch Wim van Hecke für seine fachkundige Bewertung der gesammelten Nervenproben.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
CarprofenÖrtliche Tierarzneimittelapotheken/aDie örtliche Veterinärapotheke bereitet die Carprofen-Verdünnung vor
WattestäbchenNobamed974255—
ElektrorasiererAesculapGT421
ElektrokauterieFeine wissenschaftliche Werkzeuge18010-00—
Ethanol 70 %Interchema BV400406—
Ethilon 10.0Johnson & JohnsonBV130-3: Code 2820G
Ethilon 11.0Johnson & JohnsonBV50-3L-Code 2881G
Ethilon 4.0Johnson & Johnson1854G: Code 1854G-
Ethilon 6.0Johnson & JohnsonBV130-5: Code 2809G
Ethilon 8.0Johnson & JohnsonBV130-5: Code 2808G—
Ethilon 9.0Johnson & JohnsonBV130-3: Code 2819G
Untersuchungshandschuhe, NitrilSempermed GmbH1065920
Augenschutz3M&Trade; Gesundheitswesen71512-00001M
Glasperlen-SterilisatorVanPel-LaborausrüstungGBS300H
GraphPad-PrismaGraphPad Software, San Diego, Kalifornien, USA  Version 10
HeizpolsterFührungswissenschaftCS-HP-2005
Isoflo (Isofluran)Zoetis / Dechra VeterinärprodukteB506—
Lidocain 1 %Henry Schein809755
GitterbodenkäfigeStoelting Co.57816, 57824—
MikropinzettenFeine wissenschaftliche Werkzeuge11251-35—
MikronadelhalterFeine wissenschaftliche Werkzeuge12076-12—
Mikro-SchereFeine wissenschaftliche Werkzeuge15019-10—
MikropinzetteFeine wissenschaftliche Werkzeuge11254-20—
NaCl 0,9 %GetauschtH7 1000-FRE—
Nadel 25G & Times; 1"Becton, Dickinson & Unternehmen300400
NadelhalterFeine wissenschaftliche Werkzeuge12004-16—
Nervenstimulator  (VARI-STIM Nervenortungsgerät)REF 856200
RandoMice-Softwarevan Eineige et al.  LeidenVersion 1.1.7
Nagetier-RektalsondeWeltpräzisionsinstrumenteNC9506514
SkalpellFeine wissenschaftliche Werkzeuge10003-12—
SchereFeine wissenschaftliche Werkzeuge14001-12—
Sensorischer EvaluatorLinton-Instrumentierung514007– 5140150,6 g bis 15 g Monofilamente
Stereochirurgisches MikroskopLeicaA60 F—
Sterile MullpadsNobamed740113
Sterile okulare SchmiercremeAlcon ‎ B00BRLSC8S
Sterile Platte mit LochEvercare / OneMed1555-01—
Chirurgische Klinge Nr. 15Feine wissenschaftliche Werkzeuge10015-00—
Chirurgische GesichtsmaskeMedline Industries, Inc.MSK1002
Spritzen-Luer-Lock 2 mlBecton, Dickinson & Unternehmen300613
PinzetteFeine wissenschaftliche Werkzeuge11617-12—

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