Methodenartikel

Doppler-Sonographie zur Live-Bildgebung und Quantifizierung der Gefäßfunktion der Eierstöcke bei Mäusen

DOI:

10.3791/69169

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14. November 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Animal Science, Cornell University, 2Biotechnology Resource Center Imaging Facility, Cornell University

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Veränderungen des Blutflusses der Eierstöcke während der präovulatorischen Periode sind für den Eisprung unerlässlich. Die Doppler-Sonographie wurde bei Menschen und Großtieren eingesetzt, um die Hämodynamik und Perfusion der Eierstöcke zu beurteilen. Es wird ein Protokoll für die Anwendung der Doppler-Sonographie zur Beurteilung der ovariellen Hämodynamik während der präovulatorischen und periovulatorischen Phase bei Mäusen vorgestellt.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Um die Gefäßfunktion der Eierstöcke effektiv zu beurteilen und ihre Rolle in der Physiologie und Pathologie der Eierstöcke zu verstehen, sind nicht-invasive In-vivo-Ansätze unerlässlich, um Veränderungen in Echtzeit zu erfassen, ohne den normalen Blutfluss zu stören. Die Doppler-Sonographie ist ein etabliertes, nicht-invasives Instrument zur Beurteilung des Blutflusses der Eierstöcke bei größeren Arten, aber seine Anwendung war bisher begrenzt bei Mäusen, die eines der am weitesten verbreiteten Tiermodelle für die Forschung in der Eierstockbiologie, wie z. B. den Eisprung, sind. Der Eisprung ist ein streng regulierter Prozess, der von einer koordinierten Follikelreifung abhängt, die durch follikelstimulierendes Hormon stimuliert wird, gefolgt von einem präovulatorischen Anstieg des luteinisierenden Hormons (LH), der zum Bruch der Follikelwand und zur Freisetzung von Eizellen für die Befruchtung führt. Der LH-Anstieg löst auch eine Reihe von strukturellen und funktionellen Veränderungen im ovariellen Gefäßsystem aus (Gefäßumbau), wie z. B. Angiogenese und Verengung der Kapillaren an der Follikelrupturstelle kurz vor dem Eisprung. Darüber hinaus wurde ein rascher Anstieg des Blutflusses der Eierstöcke nach dem LH-Anstieg bei mehreren Spezies berichtet, jedoch nicht bei Mäusen. Bei diesem Protokoll wird die Doppler-Sonographie verwendet, um das Gefäßsystem der Eierstöcke der Maus sichtbar zu machen und hämodynamische Parameter zu quantifizieren. Das hier vorgestellte Protokoll berichtet über detaillierte Methoden für das Hormon-Priming, die Anästhesie, die Positionierung der Maus, die Identifizierung des Eierstocks und seines Gefäßsystems mit Hilfe von Power- und Farbdoppler sowie die Messung der Blutflussgeschwindigkeit und der Widerstandsparameter. Diese Methode ermöglicht eine longitudinale Beurteilung der Gefäßfunktion der Eierstöcke bei lebenden Mäusen in Echtzeit und stellt ein leistungsfähiges Werkzeug für die Untersuchung der Gefäßfunktion der Eierstöcke sowohl in physiologischen als auch in pathologischen Kontexten dar.

Einleitung

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Der Eierstock ist ein stark vaskularisiertes Organ, und streng regulierte zyklische, strukturelle und funktionelle Veränderungen in seinem Gefäßsystem (Gefäßumbau) sind für die normale Physiologie der Eierstöcke unerlässlich, einschließlich der Follikelentwicklung, des Eisprungs und der Gelbkörperbildung 1,2,3,4. Der vaskuläre Umbau umfasst eine Reihe koordinierter Prozesse, wie z. B. Veränderungen der Gefäßpermeabilität, Angiogenese, Vasodilatation, Vasokonstriktion und Veränderungen des Blutflusses (Hämodynamik). Diese Prozesse ermöglichen es dem Eierstock, die Blutversorgung als Reaktion auf hormonelle Signale während des Östruszyklus schnell anzupassen 1,2,3,5,6,7,8,9. Störungen des Gefäßumbaus und des Blutflusses der Eierstöcke beeinträchtigen den Eisprung und sind an Fruchtbarkeitsstörungen wie dem polyzystischen Ovarialsyndrom beteiligt 2,3,10,11. In ähnlicher Weise wurde gezeigt, dass Adipositas die Angiogenese stört und die Expression von vaskulären Mediatoren wie Endothelin-2 reduziert12,13. Darüber hinaus führt das ovarielle Hyperstimulationssyndrom, eine Komplikation, die meist mit der Stimulation der Eierstöcke durch Gonadotropinbehandlung während der In-vitro-Fertilisation verbunden ist, häufig zu einem erhöhten stromalen Blutfluss im Eierstock, was die nachteiligen Folgen einer fehlregulierten Gefäßfunktion unterstreicht14. Zusammengenommen unterstreichen diese Erkrankungen die zentrale Rolle des Gefäßumbaus der Eierstöcke bei der Aufrechterhaltung der weiblichen Fruchtbarkeit und unterstreichen die Bedeutung der Hämodynamik für die Unterstützung der Eierstockfunktion.

Eine genaue Beurteilung der Gefäßfunktion der Eierstöcke erfordert eine Echtzeitmessung der Hämodynamik, ohne das physiologische Umfeld zu stören. Bei Menschen und Großtiermodellen wie Rindern, Schafen und Pferden ist die Dopplersonographie ein weit verbreitetes, nicht-invasives Instrument zur Beurteilung des ovariellen Blutflusses und der Gefäßarchitektur 15,16,17,18. Diese Technik ermöglicht eine dynamische Analyse der Vaskularisation der Eierstöcke und erfasst hormonell bedingte Veränderungen des Blutflusses, was wertvolle Einblicke in die Funktion und Dysfunktion der Eierstöcke bietet 15,16,17,18.

Trotz der umfangreichen Verwendung von Labormäusen als Modell für die Forschung in der Eierstockbiologie aufgrund ihres kurzen Fortpflanzungszyklus und ihrer genetischen Rückverfolgbarkeit bleiben nicht-invasive In-vivo-Methoden zur Untersuchung des ovariellen Blutflusses in diesem Modell begrenzt19,20. Bestehende Ansätze beruhen auf hochinvasiven Verfahren, die eine Externalisierung des Eierstocks erfordern (Intravitalmikroskopie), oder auf Techniken wie dem CLARITY-Ansatz oder der Whole-Mount-Bildgebung, denen es an zeitlicher Auflösung mangelt und die den physiologischen Kontext stören 1,2,3,4. Als das am häufigsten verwendete Säugetiermodell für genetische Manipulations- und Fortpflanzungsstudien bietet die Maus die Möglichkeit, molekulare Mechanismen der ovariellen Hämodynamik zu erforschen und gezielte Interventionen zu evaluieren. Dies unterstreicht den Bedarf an nicht-invasiven, longitudinalen und quantitativen Bildgebungsansätzen zur Überwachung dynamischer Gefäßveränderungen der Eierstöcke in vivo.

Der Ovulationsprozess, ein zentrales Ereignis in der weiblichen Fertilität, ist ein Beispiel für die Bedeutung des Umbaus der Gefäße der Eierstöcke für die weibliche Fertilität. Sie beginnt mit der Follikelreifung, die durch follikelstimulierendes Hormon (FSH) induziert wird, und gipfelt in dem LH-Anstieg, der die Follikelruptur und die Eizellfreisetzung auslöst1. Nach der Stimulation mit equinem Choriongonadotropin (eCG), das die Wirkung von FSH nachahmt, erweitert sich das Gefäßnetz der Eierstöcke2. Dieses Gefäßwachstum schreitet von der Ovarialmarka nach außen in Richtung Kortex fort, um die sich entwickelnden Follikelzu stützen 2. Kurz vor dem Eisprung erstrecken sich die Blutgefäße in die Granulosazellschicht, und eine lokalisierte Vasokonstriktion wird an der follikulären Spitze beobachtet - der Stelle der eventuellen Ruptur und der Eizellfreisetzung3. Diese koordinierten vaskulären Veränderungen sind entscheidend für einen erfolgreichen Eisprung 1,2,3. Dopplerstudien an Großtiermodellen und am Menschen haben Veränderungen in der Hämodynamik während der präovulatorischen Periode gezeigt, einschließlich eines raschen Anstiegs der ovariellen Perfusion und einer lokalisierten Umverteilung des Blutflusses innerhalb des präovulatorischen Follikels, gekennzeichnet durch einen erhöhten Fluss an der Basis (am nächsten zum Ovarialstroma - gegenüber der Spitze) und einen verminderten Fluss an der Spitze16. Die Erhöhung der Geschwindigkeit des ovariellen Blutflusses unmittelbar nach dem LH-Anstieg war bei Frauen mit einem erfolgreichen Eisprung verbunden15. Es gibt jedoch noch keine Studien, die diese hämodynamischen Veränderungen im intakten murinen Eierstock longitudinal verfolgt haben, was unser Verständnis des vaskulären Umbaus in diesem weit verbreiteten Modell einschränkt.

Um diese Lücke zu schließen, stellen wir ein Protokoll für die Dopplersonographie vor, das eine nicht-invasive Visualisierung des murinen Eierstocks und seiner Gefäße ermöglicht, zusammen mit der Quantifizierung der ovariellen Hämodynamik, einschließlich Geschwindigkeits- und Widerstandsindizes. Obwohl die in dieser Studie verwendete MS-700-Sonde eine begrenzte Auflösung (axial/lateral: 30/58 μm) aufweist, was eine detaillierte Analyse der Kapillaren verhindert, ermöglicht sie dennoch eine klare Visualisierung und Quantifizierung der wichtigsten ovariellen Blutgefäße. Der Einsatz von Kontrastmitteln in zukünftigen Anwendungen kann die Gefäßvisualisierung weiter verbessern. Insgesamt ermöglicht dieser Ansatz wiederholte Längsschnittmessungen am selben Tier über definierte Zeitpunkte, wie z. B. während der präovulatorischen Periode, unter Beibehaltung der physiologischen Integrität, ein wesentlicher Vorteil gegenüber bestehenden invasiven Techniken.

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Protokoll

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Alle verwendeten Mäuse wurden in strikter Übereinstimmung mit dem National Institute of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals gehalten, mit ethischer Genehmigung des Institutional Animal Care and Use Committee an der Cornell University. Bei allen Tieren, die in diesem Protokoll verwendet wurden, handelte es sich um unreife (21-23 Tage alte) C57BL6-Mäuse.

1. Hormonelle Stimulation bei Superovulation

  1. Injizieren Sie 21-23 Tage alte Mäuse mit einem Gewicht von 10-12 g intraperitoneal mit 5 I.E. Trächtiger Stutenserumgonadotropin (PMSG), gefolgt von 5 I.E. humanem Choriongonadotropin (hCG) 48 h später. Bereiten Sie jede Injektion vor, indem Sie 50 μl Hormon (rekonstituiert aus einer 5000 I.E. Vorratsdurchstechflasche) in 950 μl steriler, phosphatgepufferter Kochsalzlösung verdünnen und 0,1 ml pro Maus verabreichen.

2. Einschaltsequenz des Ultraschallgeräts und Einrichtung des Schallkopfs

  1. Schalten Sie die Hauptstromversorgung auf der Rückseite des Bildgebungssystems ein. Schalten Sie nach dem Systemstart den Standby-Schalter des Computers auf der linken Seite des Wagens um, um den Monitor und den Computer zu aktivieren.
  2. Verbinden Sie den gewünschten Schallkopf (hier MS-700 - 30-70 MHz) mit dem aktiven Schallkopfanschluss an der Bildgebungseinheit (Anschluss ganz rechts). Richten Sie den Sicherungsstift am Wandlerstecker an der Kerbe im Anschluss aus, drücken Sie den Steckverbinder vollständig hinein und drehen Sie den Verriegelungshebel in die vertikale Position, um ihn zu sichern.
  3. Starten Sie die Analysesoftware, indem Sie auf das Software-Symbol klicken. Sobald das Programm geöffnet wird und der Schallkopf (automatisch) erkannt wurde, wählen Sie das Anwendungspaket für den Eierstock aus. Klicken Sie auf Neu , um eine neue Studie zu erstellen, und wählen Sie den entsprechenden Namen aus dem Dropdown-Menü aus. Geben Sie im Fenster "Studieninformationen " die erforderlichen Felder ein: Name der Studie; Name der Serie; Anwendungspaket: Eierstock; Maßpaket: Vaskulär.

3. Anästhesie, Mausvorbereitung und Aufbau des Ultraschalltisches

  1. Schalten Sie die physiologische Überwachungseinheit (Temperatur und Herzfrequenz) ein. Stellen Sie sicher, dass die Plattform beheizt ist (37 °C).
  2. Vergewissern Sie sich, dass der Isoflurangehalt über der Mindestfülllinie am Verdampferbehälter liegt. Falls erforderlich, fügen Sie Isofluran mit geeigneter persönlicher Schutzausrüstung hinzu. Öffnen Sie das Ventil des Sauerstofftanks langsam und vollständig. Stellen Sie den Sauerstoffdurchfluss auf 1 Liter pro Minute ein.
  3. Stellen Sie den Absperrhahn am Y-Rohr so ein, dass Sauerstoff und Isofluran in die Induktionskammer strömen können. Stellen Sie sicher, dass der Absperrhahn, der zum Nasenkegel auf der Mausplattform führt, während dieses Schritts geschlossen ist. Stellen Sie den Verdampferregler so ein, dass er 3-4% Isofluran (vol/vol) für die Induktion liefert.
  4. Setzen Sie die Maus in die Induktionskammer ein und schließen Sie den Deckel fest.
    HINWEIS: Die Induktionskammer ist funktional luftdicht. Lassen Sie niemals ein Tier in einer geschlossenen Kammer ohne aktiven Gasfluss liegen.
  5. Bereiten Sie die Bildgebungsplattform vor, indem Sie eine kleine Menge Elektrodencreme auf jede der Elektroden auftragen, um den richtigen Kontakt für die Herzfrequenzüberwachung zu gewährleisten.
  6. Sobald das Tier vollständig sediert ist, leiten Sie den Gasfluss um, indem Sie den Absperrhahn zum Nasenkonus auf der Bildgebungsplattform öffnen und den Absperrhahn zur Induktionskammer schließen.
  7. Schieben Sie die Maus vorsichtig auf die beheizte Bildgebungsplattform. Platzieren Sie die Maus in Bauchlage (Rückenseite nach oben) (Abbildung 1A). Platzieren Sie den Nasenkegel sicher über der Nase des Tieres und stellen Sie sicher, dass sowohl Nase als auch Mund bedeckt sind, um die Anästhesie aufrechtzuerhalten. Kleben Sie jeden Fuß in der Elektrodencreme auf das entsprechende Elektrodenpad für die physiologische Überwachung. Tragen Sie eine Augensalbe auf, um ein Austrocknen der Hornhaut während der Anästhesie zu verhindern.
  8. Reduzieren Sie die Isoflurankonzentration auf 1,5-2,0%, um die Anästhesie aufrechtzuerhalten, indem Sie den Knopf nach links drehen. Bestätigen Sie eine ausreichende Anästhesietiefe mit der Zehenkneifreflexmethode (es sollte kein Rückzug beobachtet werden). Überwachen Sie während der Bildgebung alle 5 Minuten sorgfältig die Vitalparameter des Tieres: (i) Atemfrequenz; (ii) Herzfrequenz; (iii) alle Bewegungen, die auf Unwohlsein hinweisen können; und (iv) sicherzustellen, dass die Bildgebungsplattform durchgehend auf die richtige Temperatur erhitzt wird.
  9. Bereiten Sie den unteren rechten Quadranten des Rückens vor, indem Sie den Bereich mit einem Elektrorasierer rasieren. Rasieren Sie von der rechten hinteren Extremität bis zur Mittellinie des Rückens und bleiben Sie dabei nur seitlich zur Wirbelsäule. Tragen Sie eine dünne Schicht Körperhaarentferner-Creme für 30 s bis 1 min auf die zuvor rasierte Stelle auf, um alle verbleibenden Haare zu entfernen. Wischen Sie es gründlich mit einer feuchten Gaze ab. Tragen Sie eine großzügige, gleichmäßige Schicht Ultraschallgel auf den rasierten Bereich auf, um eine optimale akustische Kopplung zu gewährleisten.
  10. Positionieren Sie die Messkopfsonde im Quermodus relativ zur Maus im mechanischen Ständer, wobei die Ausrichtungskerbe nach links vom Bediener zeigt. Befestigen Sie die Sonde mit der Klemme.

4. Identifizierung des Eierstocks und der ovariellen Blutgefäße mittels Dopplersonographie

  1. Drücken Sie auf dem Bedienfeld die B-Mode-Taste , um das Standard-Graustufen-Bildgebungsfenster zu aktivieren, das die Visualisierung anatomischer Strukturen ermöglicht.
  2. Senken Sie den Schallkopf vorsichtig auf die rasierte Stelle, die mit Ultraschallgel beschichtet ist.
    1. Stellen Sie sicher, dass die Bildgebungsplattform und die Maus flach (parallel zur Tischoberfläche) positioniert sind und dass der Schallkopf senkrecht (90°-Winkel - vertikal) zur Maus und zur Plattform abgesenkt ist (Abbildung 1A).
    2. Um den Eierstock zu lokalisieren, ziehen Sie die Haut nach links und positionieren Sie den Schallkopf dann in der Nähe des oberen Bereichs des rasierten Quadranten, näher an der Mittellinie des Rückens. Richten Sie die linke Kante der Sonde neben der Wirbelsäule aus, wobei die rechte Kante leicht über die rechte Seitenflanke hinausragt.
  3. Um den Eierstock zu identifizieren, wird zunächst die Niere detektiert, eine große, hellgraue eiförmige Struktur (5 mm × 6 mm) mit sichtbarer Rinde und Medulla. Schieben Sie dann die Bildgebungsplattform leicht nach vorne (in Richtung des Kopfes der Maus), wodurch der Eierstock und das periovarielle Fettgewebe (POAT) sichtbar werden.
    HINWEIS: Der Fruchtknoten ist eine kleine, kreisförmige, echoarme (dunkelgraue) Struktur, etwa 1 x 2 mm (im präovulatorischen Stadium), die sich lateral des Rückenmarks befindet. Der POAT erscheint echoarm (hellweiß).
  4. Um Videos des Eierstocks im B-Modus aufzunehmen und zu speichern, warten Sie, bis sich die Anzahl der Bilder erhöht hat (bis zu 100 Bilder), und drücken Sie die Cine Store-Taste auf der Tastatur.
  5. Um die Identifizierung der Eierstöcke zu bestätigen und Blutgefäße mit hoher Empfindlichkeit gegenüber einer Strömung mit niedriger Geschwindigkeit zu visualisieren, wechseln Sie vom B-Modus in den Power-Doppler-Modus , indem Sie die entsprechende Taste auf dem Bedienfeld drücken.
  6. Passen Sie die folgenden Doppler-Einstellungen für eine optimale Visualisierung der Eierstockgefäße an, indem Sie die Knöpfe auf der Tastatur drehen: Doppler-Verstärkung: 32-55 dB; Empfindlichkeit: 5; Dynamikumfang: 15 DR; Geschwindigkeit 1 kHz.
    HINWEIS: Die Werte können auf der linken Seitenleiste angezeigt werden und ändern sich, wenn die Knöpfe gedreht werden
  7. Identifizieren Sie im Power-Doppler-Modus oder im Farbdoppler-Modus (drücken Sie die entsprechende Taste auf der Tastatur) die folgenden Gefäße, indem Sie die Plattform sanft hin und her bewegen, um verschiedene Aspekte des Gefäßsystems zu visualisieren: (i) Die Ovarialarterie (OA), die sich von der Bauchaorta verzweigt und aus der Richtung des POAT kommt, um in den Ovarialhilum einzutreten; (ii) Die Markgefäße (MV) innerhalb des zentralen Markmarks; und (iii) die kortikalen Gefäße (CV), die die sich entwickelnden Follikel in der äußeren Hirnrinde umgeben (Abbildung 1B).
    HINWEIS: Kortikale Gefäße sind aufgrund ihres geringen Durchmessers und ihrer geringen Strömungsgeschwindigkeit möglicherweise nicht durchgehend sichtbar. Die Gefäße an der Basis des Follikels sind leichter zu erkennen, während die an der Spitze oft nicht sichtbar sind, insbesondere kurz vor dem Eisprung.
  8. Drücken Sie jederzeit auf Cine Store , um Videos des Eierstocks und seiner Gefäße im Power- oder Farbdopplermodus aufzunehmen und das aktuell auf dem Bildschirm angezeigte Video zu speichern.
  9. Um zwischen arteriellem und venösem Fluss zu unterscheiden, drücken Sie die Taste für den Farbdopplermodus auf der Tastatur. In diesem Modus ist die Strömungsrichtung farbcodiert: Rot zeigt die Strömung in Richtung des Wandlers an, während Blau die Strömung von ihm weg anzeigt. Das Gefäß mit der höheren durchschnittlichen Geschwindigkeit ist die Ovarialarterie.
  10. Veränderungen der Blutperfusion können im Farb- oder Power-Doppler-Modus wahrgenommen werden, indem die Größe der Blutgefäße und die Farbintensität visualisiert werden (gelb im Power-Doppler, rot oder blau im Farbdoppler).

5. Beurteilung der Hämodynamik mit Farb- und Leistungsdopplersonographie

  1. Drücken Sie im Farbdoppler- oder Power-Doppler-Modus die Doppler-Taste für gepulste Wellen (PW) auf der Tastatur des Ultraschallsystems. Dadurch wird das Sample-Lautstärke-Gate (d. h. die beiden horizontalen Linien) angezeigt. Drücken Sie die PW-Taste ein zweites Mal, um die Doppler-Spektralwellenform im unteren Bereich zu aktivieren.
  2. Positionieren Sie das Probentor (einstellbares Messwerkzeug - ermöglicht es dem Benutzer, den Bereich zu definieren, in dem die Geschwindigkeiten gemessen werden) in der Mitte des Gefäßlumens, um die Ausrichtung mit der Blutflussrichtung sicherzustellen. Stellen Sie den Insonationswinkel so ein, dass er so parallel wie möglich zum Behälter ist, und halten Sie ihn bei ≤60°, um genaue Geschwindigkeitsberechnungen zu gewährleisten. Stellen Sie den Insonationswinkel ein, indem Sie den entsprechenden Winkelknopf drehen.
  3. Platzieren Sie den Probenschieber für jeden Gefäßtyp an den folgenden Positionen. Ovarialarterie: innerhalb des Gefäßes gerade proximal zu seinem Eintrittspunkt in den Eierstock. Markgefäß: an der zentralen Verzweigungsstelle, wo sich das MV in kortikale Gefäße verzweigt. Diese Verzweigungsstelle erscheint als Blutlache direkt nach dem Eintritt in den Eierstock. Kortikales Gefäß: innerhalb eines Gefäßes an der Basis eines wachsenden Follikels, wenn es identifizierbar ist.
  4. Sobald das Probentor an der gewünschten Stelle positioniert ist und eine klare Pulswellenform sichtbar ist, drücken Sie Cine Store , um sowohl das Ultraschallbild als auch die entsprechende spektrale Dopplerwellenform aufzunehmen und zu speichern.
  5. Sobald die Bildgebung abgeschlossen ist, entfernen Sie die Maus vorsichtig von der Bildgebungsplattform. Wischen Sie das Ultraschallgel von der Rückseite ab und legen Sie die Maus auf ein Heizkissen, bis sie vollständig aufgewacht ist.

6. Daten exportieren und speichern

  1. Nachdem Sie alle Aufnahmen abgeschlossen und die gewünschten Standbilder und Cine-Loops mit der Cine Store-Funktion gespeichert haben, drücken Sie die Taste "Studienverwaltung " auf der oberen linken Seite der Tastatur des Ultraschallsystems. Dies öffnet das Study Browser-Fenster , in dem eine Liste aller gespeicherten Bilder und Cine-Loops aus der aktuellen Sitzung angezeigt wird.
  2. Wählen Sie im Fenster Study Browser die Dateien aus, die gespeichert werden sollen.
    1. Um eine ganze Serie zu speichern, wählen Sie den entsprechenden Seriennamen aus -- dadurch werden automatisch alle zugehörigen Bilder und Cine-Loops hervorgehoben. Klicken Sie auf die Schaltfläche Kopieren nach , um fortzufahren.
    2. Wenn Sie dazu aufgefordert werden, klicken Sie auf den Zielordner oder das externe Laufwerk, in dem die exportierten Dateien gespeichert werden sollen. Vergewissern Sie sich, dass das Dateiformat und der Zielpfad korrekt sind, bevor Sie den Export abschließen.

7. Schalten Sie die Sequenz aus und bereinigen Sie

HINWEIS: Diese Schritte sollten sofort nach Abschluss des Imaging abgeschlossen sein und alle Daten gespeichert und exportiert wurden.

  1. Nachdem Sie alle erforderlichen Daten exportiert haben, klicken Sie auf das Symbol Herunterfahren im Fenster Study Browser der Analysesoftware. Dadurch werden sowohl der Erfassungscomputer als auch das Bedienfeld sicher heruntergefahren.
  2. Lassen Sie die Lüfter des Systems 5-10 Minuten laufen. Sobald die Kühlung abgeschlossen ist, schalten Sie die Hauptstromversorgung mit dem Kippschalter auf der Rückseite des Bildwagens aus.
  3. Schalten Sie alle Zusatzgeräte aus: Sauerstoffversorgung, Isofluran-Verdampfer und physiologische Überwachungseinheit.
  4. Reinigen Sie den Ultraschallschallkopf: Wischen Sie zuerst das restliche Ultraschallgel mit fusselfreien Tüchern ab, desinfizieren Sie dann die Oberfläche mit feuchten fusselfreien Tüchern oder Desinfektionstüchern, die für empfindliche elektronische Geräte empfohlen werden.
  5. Reinigen Sie die Mausplattform und die Tastatur mit Desinfektionstüchern. Verwenden Sie keinen Ethylalkohol auf den Elektroden der Mausplattform, da er empfindliche Komponenten beschädigen kann.
  6. Wischen Sie die Induktionskammer mit feuchten Papiertüchern ab. Entsorgen Sie die Papierhandtücher im Behälter für biogefährliche Abfälle.
  7. Entsorgen Sie alle Einwegmaterialien (z. B. Handschuhe, chirurgisches Klebeband, Gaze, Applikatoren mit Wattespitze) in dem dafür vorgesehenen Behälter für biologische Gefahren.

8. Messung hämodynamischer Parameter mit Hilfe von Dopplerpulswellenformen

  1. Klicken Sie in der Analyseanwendung auf Kopieren von, wählen Sie den entsprechenden Namen aus dem Dropdown-Menü aus, navigieren Sie zum Speicherort der Studie, wählen Sie sie aus und klicken Sie auf OK , um sie zu importieren.
  2. Öffnen Sie das gewünschte PW-Doppler-Bild und klicken Sie auf das Messsymbol in der unteren linken Ecke, um das Messfeld zu öffnen.
  3. Klicken Sie auf das Geschwindigkeitsmesswerkzeug in der oberen linken Ecke des Messfelds, um die drei höchsten systolischen Spitzengeschwindigkeiten (PSV) und enddiastolischen Geschwindigkeiten (EDV) aus der spektralen Dopplerwellenform zu quantifizieren, indem Sie auf den oberen Rand der PSV- und EDV-Wellen klicken (das Werkzeug misst automatisch die Größe der Welle vom Klickpunkt bis zur x-Achse. Schließen Sie nur Wellenformen ein, die mindestens drei unterschiedliche Herzzyklen mit klaren und konsistenten PSV- und EDV-Peaks anzeigen.
  4. Um die durchschnittliche Geschwindigkeit zu berechnen, berechnen Sie zunächst den Durchschnitt der drei ausgewählten PSV-Werte und den Durchschnitt der drei EDV-Werte. Berechnen Sie dann die mittlere Geschwindigkeit mit der Formel: Mittlere Geschwindigkeit = (Durchschnittliche PSV + Durchschnittliche EDV)/2.
  5. Für Geschwindigkeiten unterhalb der Nachweisschwelle von 10 mm/s ist ein Wert von 5 mm/s (mittlere Geschwindigkeit unter dem Schwellenwert) zuzuweisen oder die Messung aufgrund des Forschungszwecks zu verwerfen.
  6. Um den Widerstandsindex (RI) zu berechnen, verwenden Sie die Standardformel: RI = (PSV - EDV)/PSV. Dieser Index stellt ein Maß für den Gefäßwiderstand dar und sollte aus Gründen der Genauigkeit anhand der gemittelten PSV- und EDV-Werte berechnet werden.
  7. Um den Pulsatilitätsindex (PI) zu berechnen, verwenden Sie die Standardformel: PI = (PSV - EDV)/Durchschnittliche Geschwindigkeit

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Ergebnisse

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Das Ziel dieses Protokolls ist es, die Dopplersonographie anzuwenden, um den murinen Eierstock und sein Gefäßsystem sichtbar zu machen, Veränderungen der ovariellen Perfusion zu beurteilen und die ovarielle Hämodynamik zu quantifizieren.

Abbildung 2 zeigt repräsentative Bilder desselben Eierstocks zu mehreren Zeitpunkten während der periovulatorischen Periode (12 Stunden vor und 12 Stunden nach dem Eisprung) nach der hCG-Injektion...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

In dieser Studie wird eine nicht-invasive Methode zur Visualisierung und Quantifizierung der ovariellen Hämodynamik in vivo mittels Doppler-Sonographie vorgestellt. Im Gegensatz zu bestehenden Methoden ermöglicht dieser Ansatz eine Echtzeit-Beurteilung des Blutflusses, ohne die Gefäßfunktion zu stören. Die Dopplersonographie ist ein weit verbreitetes und wirksames Instrument zur Beurteilung der Morphologie der Eierstöcke und der Gefäßfunktion beim Menschen

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Offenlegungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

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Diese Studie wurde durch NICHD 1R01HD109392 unterstützt. Die Bildgebungsdaten wurden von der Imaging Facility des Cornell Biotechnology Resource Center (BRC) mit NIH S10OD016191 für den VisualSonics Vevo-2100-Ultraschall erfasst.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
3M OperationsbandVWR International LLCMMM1534-3
Aquasonic Clear Ultraschall Transmission Gel ParkerPKR-03-08
HaarschneiderSkull Shaver LLCBBT 2020
Humanes ChoriongonadotropinSigma Aldrich9002-61-3
Nair Body Cream HaarentfernerNairHaarentfernung
Optixcare Augenglied Plus AventixOPX-4252
Parker Signacreme ElektrodencremeParkerPKR-17-05-CS
Schwangere Stute-Serum GonadotropinKreative EnzymeNATE-0969
VisualSonics Vevo 2100 BildgebungssystemVisualSonics Inc.

Referenzen

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