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Schweine-Herzstillstandmodell mit implantierbarem Defibrillator

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DOI:

10.3791/69305

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9. Januar 2026

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1Nord University, 2UiT The Arctic University of Norway, 3Nordland Hospital Trust, 4NTNU The Norwegian University of Science and Technology, 5Department of Pain Medicine and Research, Oslo University Hospital and University of Oslo, 6Helgeland Hospital Trust

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll demonstriert den Einsatz eines implantierbaren Kardioverter-Defibrillators (ICD), um ventrikuläre Arrhythmien zuverlässig zu induzieren, eine interne Kryptoversion durchzuführen und intrakardiale EKG-Aufnahmen in einem Schweinemodell zu erhalten.

Zusammenfassung

Diese Studie präsentiert ein reproduzierbares Modell für den Schweine-Herzstillstand, das einen implantierbaren Kardioverter-Defibrillator (ICD) für eine zuverlässige Einleitung und Kardioversion von Ventrikelflimmern (VF) sowie für intrakardiale EKG-Überwachung während der Wiederbelebung verwendet. Großtiermodelle sind für die translationale Forschung zum Herzstillstand von entscheidender Bedeutung; konventionelle VF-Induktions- und Kardioversionstechniken – hauptsächlich mit externen Elektroden und Defibrillation – werden jedoch oft durch Bewegungsartefakte, inkonsistente Umwandlungsraten und hohen Tierressourcenverbrauch behindert. Dieses Protokoll beschreibt wiederholte Zyklen der VF-Einleitung und Cardioversion innerhalb desselben Tieres, wobei eine präzise Kontrolle bei gleichzeitiger Minimierung physiologischer Stress und Tierzahlen gemäß den 3R-Prinzipien (Ersatz, Reduktion und Verfeinerung) gewährleistet wird. Die ICD-basierte Methode ermöglicht eine genaue Rhythmusüberwachung mittels intrakardialem EKG während der gesamten Wiederbelebung, mit verbesserter Artefaktresistenz im Vergleich zum Oberflächen-EKG. Elf Schweine unterzogen sich wiederholt der VF-Einleitung und der Kardioversion, mit hohen Erfolgsraten und einer Wiederherstellung des spontanen Kreislaufs. Das Modell ermöglicht eine standardisierte und zuverlässige Datenerhebung für Herzstillstandstudien, sorgt für experimentelle Konsistenz und erleichtert eine reproduzierbare Untersuchung der Pathophysiologie und Wiederbelebungsstrategien, während die Nutzung von Tieren minimiert wird.

Einleitung

Schweine und Menschen weisen bedeutende anatomische und physiologische Ähnlichkeiten auf, was Schweinemodelle für die Wiederbelebungsforschung unerlässlich macht.1. Techniken zur Induzierung von Ventrikelflimmern (VF) und Herzstillstand umfassen: Gleichstromanwendung durch Spinalnadeln, die mit einer 9-V-Batterie in das Myokard eingeführt werden, oder Sinusgenerator2; transkutaner oder subkutaner Wechselstrom (AC)3,4; intramyokardiale Anwendung mit einer Pacer-Elektrode, die entweder Gleichstrom (DC) (9-V-Batterie), Wechselstrom (AC; Oszilloskop/Funktionsgenerator) oder einen externen Schrittmacher 5,6,7,8 verwendet. Obwohl alle diese Methoden VF effektiv induzieren, erfolgt die Umwandlung in den Sinusrhythmus (SR) typischerweise durch externe transkutane Anwendung eines DC-Schocks, und die Rückkehr der spontanen Zirkulation (ROSC) ist oft suboptimal. Darüber hinaus verursachen äußere Schocks erheblichen physiologischen und Gewebestress sowie potenzielle Verletzungen 9,10, was die Anzahl der wiederholten Eingriffe pro Tier begrenzt. Folglich erfordern VF-Studien oft eine große Anzahl von Tieren, um statistisch signifikante Unterschiede zu erkennen, was mit ethischen Zwängen zur Reduzierung der Tiernutzung im Widerspruch steht.

Frühere Forschungen am Menschen haben gezeigt, dass VF mit einem implantierbaren Kardioverter-Defibrillator-System (ICD) induziert werden kann11. Soweit wir wissen, wurden wiederholte VF-Induktionen und -Umwandlungen mit einem ICD-System in einem Schweinemodell nicht untersucht. Ein Elektrokardiogramm (EKG) wird verwendet, um die Umwandlung von ventrikulärem Fibrillieren in Sinusrhythmus nachzuweisen. Während der Herz-Lungen-Wiederbelebung (CPR) kann ein hochwertiges Standard-Oberflächen-EKG aufgrund von Bewegungsartefakten und Artefakten im Zusammenhang mit der Elektrode-Haut-Schnittstelle sowie den elektrischen Eigenschaften der Elektroden 12,13,14 unzuverlässig oder schwierig zu erhalten sein.

Im Einklang mit den 3R-Prinzipien der Tierforschung (Ersatz, Reduktion und Verfeinerung)8 und unserer laufenden Forschung zur Flusserkennung während Herzstillstands 15,16,17 wollten wir ein vorhersehbares und reproduzierbares Schweine-Herzstillstandmodell für wiederholte VF-Induktion und Umwandlung in SR innerhalb eines einzelnen Tieres entwickeln. Zusätzlich wollten wir das ICD-Gerät nutzen, um während der Herz-Lungen-Wiederbelebung intrakardiale EKG-Messungen zu erhalten. Durch die Verringerung der Variabilität und die Verbesserung des CPR-Erfolgs adressiert diese Methode wichtige Einschränkungen bestehender Modelle, minimiert die Nutzung von Tieren und ermöglicht eine zuverlässigere Forschung zum Herzstillstand. Dieser verfeinerte Ansatz gewährleistet Konsistenz und bietet erhebliche Vorteile gegenüber traditionellen Techniken, sodass Forscher zuverlässige Ergebnisse erzielen und dabei ethische Standards im experimentellen Design einhalten können. Das vorgestellte Modell ist technisch fortschrittlich und erfordert Zugang zu einem ICD und einer Programmiereinheit sowie zu einer Fluoroskopie oder Ultraschall zur Steuerung des Schrittmacher-Einführungseinsatzes. Aufgrund der Größe des ICD, der Schrittmacher-Anschlüsse und der Gefäßeinführungen ist das Modell für Schweine mit mindestens 25 kg Anwendbarkeit.

Protokoll

Die in diesem Protokoll beschriebenen Experimente wurden von der norwegischen Tierforschungsbehörde (FOTS-ID 25415) genehmigt und gemäß der EU-Richtlinie 2010/63/EU zum Schutz von Tieren durchgeführt, die zu wissenschaftlichen Zwecken verwendet werden. Elf Norwegische Landrace-Schweine (Sus scrofa domesticus), bestehend aus 10 Männchen und einem Weibchen, mit einem Durchschnittsalter von 56 ± 1,5 Tagen und einem Durchschnittsgewicht von 30 ± 3 kg, wurden verwendet. Das experimentelle Setup ist in Abbildung 1 dargestellt.

1. Tierentnahme, Anästhesie und Überwachung

  1. Tiergewinnung
    1. Koordinieren Sie sich mit einem örtlichen Landwirt, um Schweine von geeigneter Größe und Gewicht für das geplante Experiment zu erhalten.
    2. Um das Tierwohl zu fördern, werden die Tiere unmittelbar vor dem Eingriff geholt. Gewähren Sie ihnen bis zur Entnahme den Zugang zu Nahrung und Wasser ad libitum.
  2. Sedierung auf dem Bauernhof
    1. Verabreichen Sie eine Mischung der folgenden intramuskulären Medikamente für ein 30 kg schweres Schwein: Ketamin 2500 mg (25 mL Belatamin VET 100 mg/mL), Midazolam 10 mg (2 mL Midazolam 5 mg/mL), Atropin 1 mg (1 mL Atropin).
    2. Überprüfen Sie eine ausreichende Sedierung, indem Sie überprüfen, ob das Schwein schläft, liegt und vor dem Transport nicht auf Stimulation reagiert.
  3. Transportiere das sedierte Schwein in einem sicheren, belüfteten Gitter. Sorgen Sie für Schutz vor Unterkühlung mit Wärmedecken. Minimieren Sie die Transportzeit.
  4. Laborvorbereitung
    1. Wieg das Schwein. Führen Sie zwei 20G-periphere intravenöse (IV) Katheter mit der standardmäßigen aseptischen Technik in die Ohren ein. Falls nötig, legen Sie einen warmen, mit Wasser gefüllten Handschuh auf die verengten Venen, um die Vasodilatation zu fördern. Rollen Sie elastische oder Mullbinde in den äußeren Teil des Schweinsohrs und sichern Sie sie mit Klebeband, um die IV-Katheter zu stabilisieren.
    2. Waschen und rasieren Sie Hals und Kiefer. Verabreichen Sie Ketamin (50 mg IV) oder Thiopental (50-100 mg IV) bei Bedarf, um die Sedierung aufrechtzuerhalten. Vermeiden Sie hohe Dosen von Thiopental, um spontanes Atmen zu gewährleisten.
  5. Erste Überwachung und Positionierung
    1. Stellen Sie das Schwein in der Bauchlage auf den Operationstisch. Befestigen Sie ein neonatales Pulsoximeter am Schwanz und Elektrokardiogrammelektroden (EKG) am Oberkörper. Überprüfen Sie die eindeutigen Messwerte.
    2. Beginnen Sie mit IV-Infusionen wie folgt:
      Katheter 1: Thiopental (Pentocur Abcur) verdünnt in 5 % Glukose oder 0,9 % NaCl auf eine Endkonzentration von 25 mg/mL. Infusionsrate 0,16 mL/kg/h (entspricht 4 mg/kg/h)
      Katheter 2: Eine Mischung aus Midazolam und Morphin, verdünnt in 5 % Glukose oder 0,9 % NaCl auf eine Endkonzentration von 0,15 mg/mL und 2 mg/mL (entspricht 0,15 mg/kg/h bzw. 2 mg/kg/h). Infusionsrate 1 mL/kg/h. Auf demselben Katheter wird Ringeracetat (Ringer-Acetat) mit 4–10 mL/kg/h verabreicht.
      VORSICHT: Mischen Sie Pentobarbital nicht mit anderen Medikamenten, um die Kristallbildung in IV-Katheter zu vermeiden.
  6. Sauerstoffsättigung und Tiefenanästhesie-Einleitung
    1. Geben Sie Sauerstoff (6 L/min) über eine pig-spezifische Gesichtsmaske, die an einen sich ausdehnenden Lüftungsbeutel angeschlossen ist.
    2. Tiefe Anästhesie mit Pentobarbital (200–300 mg intravenös) einleiten und das Stoppen der spontanen Atmung bestätigen. Maskenbelüftung einleiten.
  7. Intubation
    1. Benutze einen Mundknebel, um das Maul des Schweins zu öffnen. Bei Ferkelprone eine Miller Straight Laryngoscope Blade #5 einführen, um die Epiglottis zu lokalisieren und den Laryngeal-Introitus zu öffnen. Überwachen Sie die Sättigung (SpO2) mit dem angeschlossenen Pulsoximeter und belüften Sie bei Bedarf, falls die Sättigung unter 80 % fällt.
    2. Bei der endotrachealen Intubation wird das Bougie eingeführt, bis ein Hustenreflex auf die Carina hinweist. Führen Sie ein 7,0 mm breites endotracheales Rohr über das Bougie und drehen Sie das Rohr um 90° gegen den Uhrzeigersinn, um den Durchgang an den Stimmbändern zu erleichtern. Entfernen Sie die Bougie und pumpen Sie die Manschette auf.
    3. Belüfte den Pig mit einem selbstexpandierenden Beutel, der mit dem Kapnographen verbunden ist. Bestätigen Sie die Platzierung des Röhrchens, indem Sie den Rückgang vonCO2 beobachten und Lungengeräusche auskultieren. Sichern Sie den Schlauch mit Klebeband.
    4. Wenn die Platzierung fehlschlägt – angezeigt durch fehlende Belüftungsgeräusche und kein ausatmendes Endgezeiten-CO( ETCO2) – entfernen Sie das Rohr und wiederholen Sie den Vorgang.
    5. Schließen Sie den Schlauch an ein Beatmungsgerät an. Stellen Sie die volumengesteuerte Belüftung wie folgt ein:
      Gezeitenvolumen: 8–10 mL/kg
      Atemfrequenz: ~17/min
      Eingeatmete Sauerstofffraktion (FiO2): 21 %
      Positiver exspiratorischer Druck (PEEP): 5 cmH2O
    6. Überwachen Sie SpO2 und beenden Sie ETCO2. Stellen Sie die Beatmungsfrequenz an, um den Blut-pH-Wert von ~7,45 zu halten. Vermeiden Sie Hyperventilation, um Alkalose zu verhindern. Die meisten Schweine haben einen physiologisch höheren Basisüberschuss (BE) von +5 bis +10 und streben daher einen höheren ETCO2 als beim Menschen an, um die pH-Stabilität zu erhalten.

2. Instrumentierung

  1. Arterielle Katheterplatzierung
    1. Stellen Sie das Schwein in eine Rückenposition und fixieren Sie die Gliedmaßen mit einem Mullbinden.
    2. Desinfizieren Sie Hals, Kiefer, Schritt und Bauch mit Chlorhexidin 5 mg/mL in Ethanol und decken Sie sie mit sterilen Vorhängen ab.
    3. Dehnen Sie ein Hinterbein, um die Iliakalarterie zu verlängern. Verwenden Sie Ultraschall, um die Iliakarterie zu lokalisieren, und legen Sie einen 5-Französisch-Pulsindex-Continuous Cardiac Output (PiCCO) arteriellen Katheter mit der Seldinger-Technik ein.
    4. Schließen Sie den Katheter an einen vorgefüllten Druckmesser an und setzen Sie den Flush-Set. Nullstellen Sie den Transducer und bestätigen Sie eine gute arterielle Druckverfolgung. Lass das Hinterbein los.
  2. Blasenkatheterisation
    1. Identifizieren Sie die Blase an der untersten Brustwarzenlinie mittels Ultraschall. Führen Sie eine Mini-Laparotomie mit Diathermie durch, um die Blase freizulegen.
      VORSICHT: Diathermiegeräte erzeugen hohe Temperaturen, was das Risiko von thermischen Schäden darstellt. Vermeiden Sie den Kontakt mit der Elektrode, um Personenschäden zu vermeiden und eine präzise Kontrolle sicherzustellen, sowie vermeiden Sie Kontakt mit dem umliegenden Gewebe, um unbeabsichtigte Schäden zu vermeiden. Diathermie erzeugt potenziell krebserregenden chirurgischen Rauch. Minimieren Sie die Nutzung und sorgen Sie für eine effektive lokale Rauchabfuhr und Belüftung der Räume.
    2. Tragen Sie eine Naht mit einer Taschenschnur (0,5 cm Durchmesser) auf die Blase an. Machen Sie einen 0,5 cm großen Schnitt mittels Diathermie in der Naht und führen Sie einen 12-Charrière-Katheter ein.
    3. Pumpen Sie den Katheterballon mit sterilem Wasser auf und ziehen Sie die Naht fest. Befestigen Sie den Katheter an einen Sammelbeutel.
    4. Führe die Blase wieder in die Bauchhöhle ein und schließe die Laparotomie mit Klammern.
  3. Zentralvenöse Katheterplatzierung (CVC)
    1. Neigen Sie das Schwein in Trendelenburg-Position und erhöhen Sie den Beatmungs-PEEP auf 10 cmH2O, um die Halsvenen zu dehnen.
    2. Verwenden Sie Ultraschall, um die linke äußere Vene der Jugularvene zu lokalisieren, und führen Sie mit der Seldinger-Technik einen drei-Lumen-CVC ein.
    3. Überprüfen Sie den venösen Rückfluss aller Lumen. Übertragen Sie Sedierung und Flüssigkeitsinfusionen auf den CVC.
    4. Schließen Sie einen Drucktransducer an den dritten Lumen an und bestätigen Sie die zentralvenöse Druck (CVP)-Verfolgung.
  4. Vascularer Einbringer und implantierbarer Kardioverter-Defibrillator (ICD) Elektrodenplatzierung
    1. Lokalisieren Sie mit Ultraschall die rechte äußere Vene der Halsschlagader.
    2. Führe einen 7 Fr Gefäß-Einbringer mit der Seldinger-Technik ein. Venöser Rückfluss bestätigen und mit Kochsalzlösung spülen. (Die Größe des Einführers kann je nach Art der ICD-Leitung variieren – konsultieren Sie den zuständigen Produzenten).
    3. Verringere PEEP auf 5 cmH2O und nivelliere den Operationstisch. Bestätigen Sie die Platzierung der Einführungsspitze mittels transösophagealer Echokardiographie oder Fluoroskopie.
    4. Führen Sie eine ICD-Elektrode mit einer Spule durch den Gefäßeinführungsapparat. Schieben Sie die Elektrode in die Spitze des rechten Ventrikels.
    5. Beobachten Sie eine angemessene Elektrodenposition mittels transthorakaler oder transösophagealer Echokardiographie oder Fluoroskopie, soweit verfügbar.
    6. Verbinden Sie das ICD-Kabel mit einem Pacing-System-Analysator (PSA) über den dedizierten Steckverbinder. Bestätigen Sie die Platzierung im rechten Ventrikel durch Messung intrakardialer R-Wellen von >6 mV.
    7. Die Helix wird freigelegt, um die Spitze des ICD mit dem Endokard des rechten Ventrikels (Apex oder Distal Septum) zu befestigen.
    8. Bestätigen Sie die angemessene Position der Leitung durch Messungen der Pacing-Schwelle (<2,5 V; 0,4 ms) und der Impedanz (500–1500 Ω für Pacing, 50–100 Ω für die Stoßspule). Falls nötig, verlagern Sie die Führung.
    9. Machen Sie einen 4 cm langen horizontalen Hautschnitt unterhalb des linken Schlüsselbeins mittels Diathermie. Mit einer Pinzette und den Fingern schaffen Sie eine kleine subkutane Tasche, groß genug, um das ICD aufzunehmen.
    10. Verbinden Sie das Kabel mit dem ICD und stecken Sie das Gerät in die Tasche. Es ist wichtig, dass die ICD-Leitung eine gute Position im rechten Ventrikel hat und die einziehbare Schraube fest am Myokard befestigt ist. Wenn die gemessene R-Welle abfällt oder der Pacing-Schwelle erheblich steigt, wird die Leitung neu positioniert. Außerdem, wenn die Impedanz (Pacing und/oder Stoß) außerhalb des Bereichs liegt, überprüfen Sie, ob das Steckerende der Leitung vollständig in den Header des ICD eingeschoben wurde und die Stellschraube sicher befestigt ist.

3. Programmierung von Herzschrittmachern/Defibrillatoren

  1. Wechseln Sie vom Pacing System Analyzer (PSA)-Modus zum Programmierermodus auf der PSA. Verbinden Sie das ICD mit dem Programmierer über die mitgelieferte Antenne und bestätigen Sie die drahtlose Telemetrie.
  2. Die ICD-Programmiersoftware öffnet sich automatisch. Wiederholen Sie Messungen der intrakardialen R-Welle, Schwellenwert und Impedanzen und positionieren Sie bei Bedarf die ICD-Leitung neu.
  3. Stellen Sie den Pacing-Modus auf die gewünschten Einstellungen ein (z. B. VVI 60 bpm, Ausgabe 3,5 V; Pulsbreite 0,4 ms; Autosensing aktiviert).
  4. Programmieren Sie die Parameter der Tachyarrhythmietherapie auf gewünschte Werte, einschließlich Anzahl der Zonen, Anzahl der für die Therapie benötigten R-Wellen und Therapieart, z. B. 2 Zonen mit ventrikulärer Tachykardie (VT) 190-240 und ventrikulärem Fibrillieren (VF) > 240. In der VT-Zone 32 Intervalle, zwei Versuche des Antitachykardie-Pacings vor einer 30-J-Kardioversion, und in der VF-Zone 12 Intervalle vor einem DC-Schock.
    HINWEIS: Die Erkennungszeit für Arrhythmien hängt von den programmierten Parametern ab, einschließlich Herzfrequenz (Zykluslänge) und der Anzahl aufeinanderfolgender R-Wellen, die für die Diagnose erforderlich sind. Wenn beispielsweise die Herzfrequenz 240 bpm beträgt und 12 aufeinanderfolgende R-Wellen zur Diagnose der VF erforderlich sind, ist die Erkennungszeit deutlich kürzer als bei 180 bpm und 32 R-Wellen. Dies gilt für Umgebungen, in denen die Therapie automatisch durchgeführt wird, wie in der klinischen Praxis. Im Gegensatz dazu kann im Testmodus des Programmierers die Therapie nach einem vordefinierten Zeitintervall (bis zu 20 Sekunden) oder manuell durchgeführt werden, wobei keine Therapie durchgeführt wird, bis der Bediener sie aktiviert. In diesen letzteren Modi erfolgt die Arrhythmieerkennung manuell statt automatisch.
  5. Auf der rechten Seite des Programmiererbildschirms wählen Sie das Test-Symbol und öffnen Sie dann den Fibber- und NIPS-Ordner . Drücken Sie das Ventrikelflimmer-Symbol , um die Induktion von VF mit verschiedenen Methoden zu ermöglichen, wobei die zuverlässigste für VF Gleichstromfleißer11 ist – eine konstante Gleichspannung von 7,5 V für 2 Sekunden. Weitere Optionen für VF sind Shock on T-Wave oder 50-Hz-Pacing.
  6. Wenn VF eingeleitet wird, gibt es drei Möglichkeiten zur Durchführung der Therapie (untere linke Ecke des Bildschirms). Verwenden Sie Automatik, bei der das Gerät automatisch einen Schock gemäß den programmierten Tachytherapieparametern im ICD abgibt. Weitere Optionen sind Timed, bei dem das ICD einen Schock nach einem programmierbaren Zeitraum zwischen 3 und 20 Sekunden ausführt, oder Manual, bei dem die Therapie nur erfolgt, wenn der Bediener das Delivery Therapy-Symbol drückt.
  7. Ventrikuläre Tachykardie kann durch Klicken auf das ventrikuläre NIPS-Symbol induziert werden. Wählen Sie das Burst-Symbol und die gewünschte Zykluslänge für die Induktion aus, z. B. 300 ms, was einer Herzfrequenz von 200 entspricht. Drücken Sie Halten, um Burst anzuwenden , bis zu 20 Sekunden (maximal), um VT zu induzieren. Ist das Verfahren erfolglos, kann das Verfahren mit einer kürzeren Zykluslänge, z. B. 280 ms oder 260 ms, wiederholt werden.
  8. Wenn VT oder VF eingeleitet wird, erfolgt die Therapie gemäß den programmierten Einstellungen im Tachy-Ordner. Um auf die Einstellungen zuzugreifen, klicken Sie auf das Parameter-Symbol des Geräts. Stellen Sie die Wiederherstellung von SR sicher.

4. Einrichtung einer nicht-invasiven kontinuierlichen Karotis-Doppler-Überwachung

  1. Zur Überwachung des Karotisflusses verwenden Sie eine Kombination aus intraarterieller Druckverfolgung von der linken Halsschlagader und, falls vorhanden, ergänzt durch eine nicht-invasive, ultraschallgeführte Flussgeschwindigkeitsmessung in der rechten Halsschlagader mit einem freihändigen und kontinuierlichen Doppler, zum Beispiel dem RescueDoppler15.
  2. Verbinden Sie die Dopplersonde senkrecht zur linken Halsschlagader. Sorgen Sie für einen richtigen Hautkontakt mit großzügigen Mengen Ultraschallgel.
  3. Überprüfen Sie den Ultraschallmonitor, um eine gute Halsschlagaderspur sicherzustellen. Fixieren Sie die Sonde gründlich mit Klebeband.

5. Durchführung von Untersuchungen zum Herzstillstand

  1. Um den Herzrhythmus zu überwachen, verwenden Sie das intrakardiale EKG vom Herzschrittmacher und die oberflächlichen EKG-Spuren vom Patientenmonitor.
  2. Zur Überwachung des ROSC verwenden Sie den invasiven arteriellen Druck in der linken Halsschlagader, der aus dem Patientenmonitor gewonnen wird, sowie die nicht-invasive, ultraschallgesteuerte Flussgeschwindigkeitsmessung in der rechten Halsschlagader aus dem RescueDoppler.
  3. Induziere VF oder VT gemäß dem Studienprotokoll mit einer der verfügbaren Methoden im Programmierer. Für Abbott-Bauelemente ist die zuverlässigste Methode zur VF-Induktion der DC-Fibber: eine konstante Gleichspannung von 7,5 V, die für 2 s angelegt wird. Alternative Methoden zur VF-Induktion umfassen Schock auf die T-Welle oder 50-Hz-Pacing. VT durch schnelles Overdrive-Pacing induzieren, typischerweise mit einer Zykluslänge von 300–250 ms (entsprechend einer Herzfrequenz von 200–240 Schlägen pro Minute).
  4. Beobachte das Ende des Karotisflusses auf der Karotis-Doppler-Spur. Halten Sie die No-Flow-Phase gemäß dem Studienprotokoll ein.
  5. Führen Sie manuelle CPR, mechanische Druckmassagen oder andere Maßnahmen gemäß dem Studienprotokoll durch.
  6. Auf Wunsch wird das Schwein durch einen manuellen DC-Schock durch den implantierbaren Defibrillator in den Sinusrhythmus umgewandelt. Programmieren Sie das Energieniveau und passen Sie es an die Größe des Tieres an. Bei ausgewachsenen Schweinen liegt die maximale Energieeinstellung typischerweise bei 36–41 J, abhängig vom Hersteller. Bei kleineren Tieren können 10–20 J ausreichen.
    HINWEIS: Beim Menschen liefert ein ICD bei der Behandlung eines VF üblicherweise eine Energie von 30–40 J. Bei 30-kg-Schweinen kann weniger Energie ausreichen, was die Lebensdauer des ICD verlängert, das dann in anderen Tieren wiederverwendet werden kann. Gelieferte Energie ist programmierbar, aber weniger als 15 J wird nicht empfohlen, da ein mangelnder Erfolg und der Bedarf an wiederholten Schocks mit höherer Energie zu einer längeren Asystolephase und einer geringeren Reproduzierbarkeit zwischen Tieren führen.
  7. Um eine hohe Umwandlungsrate zu gewährleisten, beenden Sie VF innerhalb von 120 Sekunden. Befindet sich das Tier in VT, erreicht man die Umwandlung entweder durch Antitachykardie-Pacing (ATP) – also Niederspannungsimpulse mit einer schnelleren Geschwindigkeit als die Tachykardie – oder durch einen synchronisierten DC-Schock (Cardioversion).
    HINWEIS: Kommerziell erhältliche ICDs können nicht so programmiert werden, dass sie die Therapie unbegrenzt aussetzen. Aus Sicherheitsgründen liefern sie automatisch einen festgelegten Schock, sobald die maximale Erkennungszeit abgelaufen ist, sofern der Rhythmus VF bleibt.
    VORSICHT: Vermeiden Sie direkten Kontakt mit dem Tier beim Austeilen eines DC-Schocks. Obwohl der Schock durch implantierte Elektroden verabreicht wird und das Risiko elektrischer Schäden minimal ist, müssen dennoch die üblichen Sicherheitsvorkehrungen eingehalten werden.
  8. Lass das Tier ruhen, stelle die Normalisierung physiologischer Parameter sicher, einschließlich Blutdruck, ETCO2 und pH-Wert. Die normale Ruhezeit beträgt etwa 5–10 Minuten oder bis die Vitalparameter so nah wie möglich an die Ausgangswerte zurückgekehrt sind.
  9. Wiederholen Sie die Schritte 5.3 bis 5.6 so oft wie nötig gemäß dem Studienprotokoll.

6. Euthanasie und Entsorgung von Abfällen

  1. Nach Abschluss der Studie wird das Schwein durch Verabreichung von entweder 50 mmol Kaliumchlorid (50 ml Kaliumchlorid 1 mmol/mL) oder 0,1 mg/kg Pentobarbital (Exagon Vet 400 mg/mL) eingeschläfert.
    VORSICHT: Euthanasiemedikamente sind starke und tödliche Mittel. Behandle sie mit großer Sorgfalt und befolge lokale Sicherheitsvorschriften.
  2. Entfernen Sie alle Fremdkörper, einschließlich Herzschrittmacher, Elektroden, Katheter, Schläuche und Leitungen vom Tierkadaver. Entsorgen Sie alle scharfen Instrumente (z. B. Spritzen) in einem zugelassenen scharfen Behälter.
    VORSICHT: Vor dem Entfernen des ICD stellen Sie sicher, dass die Disable-Therapie so programmiert ist, dass unbeabsichtigte Schocks während der Handhabung, Lagerung und Wiederverwendung verhindert werden. Behandeln Sie den Tierkadaver und alle Einweggeräte als biologisch gefährliches Material. Entsorgen Sie sie gemäß den örtlichen Vorschriften zur Biosicherheit und Abfallwirtschaft.

Ergebnisse

Die absichtlich zeitlich getimte Einleitung von VF und anschließende Cardioversion zu SR mit ROSC galt als positives Ergebnis der Methode. Das Versäumnis, weder VF zu induzieren noch Kardiomiert, wurde als negatives Ergebnis angesehen. Mit dem VF-Fibber-Modus wurde bei allen Tieren konsistent VF oder VT induziert, wie gewünscht (Tabelle 1). Außerdem wurde der Defibrillatormodus konsequent alle Schweine kardiomiert. Sowohl die Induktion von VF als auch Kardioversion wurden ferngesteuert von der Programmiereinheit aus; daher wurde kein externer Sinusgenerator oder Defibrillator benötigt. Alle Tiere wurden mehrfach während jedes Experiments mehrfach in den Sinusrhythmus mit ROSC kardiomiert (Tabelle 1)15,17. Das Ruheintervall zwischen jeder VF-Sequenz betrug mindestens 5 Minuten. Die Erfolgsrate für das Erreichen des ROSC nach induzierter VF lag bei allen Tiersequenzen bei 92 % (Tabelle 1). VF, die zwei DC-Schocks für die Umwandlung in ROSC erfordern, trat bei einem Tier zweimal auf. Bei zwei Tieren, die einen absichtlich großen Myokardinfarkt hatten, der durch die Injektion von Mikroperlen in die Koronararterien vor der Einleitung von VF15 ausgelöst wurde, führte die VF-Induktion zu PEA. Bei einem Tier führte der DC-Schock zu einem sofortigen Übergang zur Asystolie. Anschließend wurde bei allen drei Tieren eine Standard-CPR eingeführt, aber keines erreichte ROSC. In dieser Serie von 11 Schweineexperimenten mit ICD-basierter Induktion und Kardioversion der Ventrikelflimmern durchlief jedes Tier erfolgreich wiederholte Zyklen von VF und Wiederbelebung. Das ICD-Protokoll führte durchweg zu hohen Erfolgsraten der Kardioversion, minimalem physiologischem Stress und einer schnellen Wiederherstellung der spontanen Durchblutung. Die intrakardiale EKG-Überwachung ermöglichte eine artefakfreie Rhythmusdokumentation während der gesamten Wiederbelebung, was eine präzise Erkennung von Arrhythmien und Interventionen ermöglichte. Diese Ergebnisse zeigen die Zuverlässigkeit, Reproduzierbarkeit und das Potenzial der Technik für detaillierte Ergebnisanalysen, wie die Messung von Konversionsraten, Erholungsintervallen und EKG-Signalqualität, und unterstützen so eine robuste experimentelle Untersuchung von Wiederbelebungsstrategien

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Abbildung 1: Versuchsaufbau. (A) Die Versuchstiere wurden mit einem Endotrachealrohr in Bauchlage intubiert und an ein Beatmungsgerät angeschlossen. In der Rückenposition wurde unter Ultraschallleitung folgender Gefäßzugang hergestellt: (B) Eine PiCCO-Arterienleitung wurde in die Femoralarterie eingeführt, (C) ein zentraler Venenkatheter wurde in die rechte äußere Jugularvene gelegt, und (D) ein Gefäßmantel-Einbringer wurde in die rechte innere Jugularvene eingesetzt. Zusätzlich wurde ein suprapubischer Katheter in die Blase eingeführt (hier nicht gezeigt), und (E) wurde eine RescueDoppler-Karotisflussprobe über die linke Halsschlagader gelegt. (F) Durch die Gefäßhülle wurde eine Herzschrittmacher-Elektrode in den rechten Ventrikel eingeführt und ihre Position mittels Echokardiographie oder Fluoroskopie bestätigt. (G) Eine implantierbare Kardioverter-Defibrillator-Einheit (ICD) wurde in eine subkutane Tasche unter dem linken Schlüsselbein eingesetzt und mit der Elektrode des Herzschrittmachers verbunden. (H) Die Tiere wurden an einen multimodalen Monitor angeschlossen, der EKG, Schwanzplethysmographie (SpO₂), arteriellen Blutdruck, zentralvenösen Druck und Endtidal-CO₂ aufzeichnete. (I) Der RescueDoppler-Sensor war mit einem RescueDoppler-Recorder verbunden, der kontinuierliche Karotisströmungsverfolgungen lieferte. (J) Das ICD-Gerät wurde per Telemetrie mit einem ICD-Programmierer verbunden. Figur erstellt mit BioRender. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Herzschrittmacher-induzierte ArrhythmieDurchgeführte CPR-VerfahrenArrhythmie-Umwandlungsrate (%)
Schwein*Ventrikelflimmern (n)Ventrikuläre Tachykardie (n)Manuelle Kompression (n)Mechanische Kompression (n)
11246291.6
214705100
39709100
48455100
518012594.4
6808087.5
715896100
81809994.4
914295100
102701311100
1119012484.2

Tabelle 1: Zusammenfassung der ICD-induzierten VF/VT und der anschließenden Cardioversion. *Elf Schweine wurden experimentiert. Im Durchschnitt wurden pro Tier 18 Arrhythmien, darunter Ventrikelflimmern (VF) und ventrikuläre Tachykardie (VT), mit einem implantierbaren Darmdefibrillator (ICD) induziert. Die durchschnittliche VT/VF-Dauer betrug 0,75 Minuten. Die CPR wurde in ausgewählten VF-Episoden gemäß den früheren Studienprotokollen 15,16,17 durchgeführt. Die Tiere wurden dann durch einen Gleichstromschock (DC) über das ICD in den Sinusrhythmus (SR) umgewandelt. Jedes Tier wurde für 5 Minuten stabilisiert, bevor die nächste Arrhythmie ausgelöst wurde.

Diskussion

Soweit wir wissen, wurde das vorgestellte Modell, das einen implantierbaren Defibrillator verwendet, um sowohl kardivertiertes Ventrikelflimmern (VF) bei Schweinen zu induzieren als auch kardivertiertes Ventrikelflimmern (VF) bei Schweinen zu induzieren, bisher nicht in der Literatur beschrieben. VF wird üblicherweise entweder durch sinusförmige Wellenformgeneratoren oder durch Gleichstrom von einer externen Batterie über Epikardelektroden induziert. Die Cardioversion wird typischerweise mit externen Defibrillatoren durchgeführt. Obwohl diese Methoden zuverlässig VF auslösen können, wurde das Versäumnis, Tiere mit externer Defibrillation zu kardivertieren, in bis zu 45 % der Fälle berichtet2.

Die EKG-Überwachung während der Herz-Lungen-Wiederbelebung ist aufgrund von kompressionsbedingten Artefakten schwierig, die den zugrundeliegenden Rhythmus18 verdecken können. Ein implantierbarer Defibrillator mit intrakardialem EKG ermöglicht jedoch eine kontinuierliche Rhythmusüberwachung während der Brustkompressionen, was eine genauere Echtzeit-Rhythmusbewertung und eine zuverlässige Nachkompressionsanalyse ermöglicht.

Im Gegensatz dazu hat dieses Modell zuverlässig alle Tiere kardiomiert und mehrere erfolgreiche Umwandlungen pro Experiment durchgeführt. Dies ermöglichte den wiederholten Einsatz einzelner Tiere über experimentelle Protokolle hinweg, wodurch die Zahl der geopferten Tiere reduziert und die Ressourceneffizienz insgesamt verbessert wurde. Außerdem machte das Modell die Notwendigkeit externer Defibrillationspatches überflüssig, wodurch Platz am Thorax frei wurde und der Zugang während der Instrumentierung verbessert wurde.

Das Modell ist einzigartig in seiner Fähigkeit, die physiologischen Auswirkungen kurzer, vollständiger Kreislaufstillstände bei intakten Tieren zu untersuchen, wobei ein Herzrestartpunkt durch einen sanften, einzelnen inneren Schock erreicht wird. Dieses Merkmal ermöglicht kontrollierte Untersuchungen der ischämischen Toleranz in lebenswichtigen Organen wie den Nieren und dem Magen-Darm-Trakt, die Umverteilung des Blutflusses nach globaler Ischämie sowie das Zusammenspiel zwischen endogener sympathischer Aktivierung, ischämischen Stressreaktionen und der Verabreichung adrenerger Medikamente. Das Modell bietet daher eine wertvolle experimentelle Plattform, um organspezifische und systemische Reaktionen auf Herzstillstand zu untersuchen, die unter hochstandardisierten Bedingungen eine Ganzkörperischämie verursachen. Über die Platzierung der Elektroden hinaus ist die Aufrechterhaltung physiologischer Stabilität entscheidend für die Reproduzierbarkeit. Die kontinuierliche Überwachung von Temperatur, Belüftung und Anästhesietiefe gewährleistet Normothermie, ausreichende Sauerstoffversorgung und stabile Hämodynamik während des gesamten Experiments.

Die präsentierten repräsentativen Ergebnisse zeigen die Zuverlässigkeit und Reproduzierbarkeit der ICD-gesteuerten VF-Induktion und Cardioversion in einem kontrollierten experimentellen Setting. Die Fähigkeit, VF aus der Ferne zu induzieren und zu beenden, ermöglichte eine schnelle und präzise Zeitmessung mit minimaler externer Störung, was für die Untersuchung der Physiologie und Wiederbelebungsdynamik von Herzstillständen wertvoll ist. Die Ergebnisanalyse konzentrierte sich auf die Konsistenz der VF-Induktion, die Anzahl erfolgreicher Kardioversionen und die Stabilität des ROSC.

In dieser Studie hielten wir uns an das 3R-Prinzip, indem wir statistisch robuste Daten generierten und gleichzeitig die Anzahl der verwendeten Tiere minimierten. Aufgrund der hohen Wiederbelebungsrate konnten Ventrikelflimmern und Cardioversion bei jedem Probanden mehrfach induziert werden. Durch den Einsatz von Wiederholungsstatistiken innerhalb der Probanden und Mixed-Effects-Modellen, die sowohl feste als auch zufällige Effekte berücksichtigen, konnte die Studie nur mit elf Tieren durchgeführt werden.

Einschränkungen
Die Haupteinschränkung des Modells liegt im Bedarf an spezieller Ausrüstung und Bedienerexpertise. Ein Herzschrittmachergenerator, ein transvenöser Pacing-Kabel, eine Programmierungseinheit und ein geschulter Bediener sind alle unerlässlich. Die genaue Platzierung der Pacing-Leitung ist entscheidend und erfordert bildgebende Anleitung, typischerweise durch transthorakale Echokardiographie oder Fluoroskopie.

Daher kann die Umsetzung dieses Modells in ressourcenbegrenzten Umgebungen herausfordernd sein. Sobald es jedoch etabliert ist, bietet es eine äußerst effektive und reproduzierbare Methode, um VF zu induzieren und zu beenden, wodurch das Auftreten von nicht-konvertibler Flimmern minimiert und die experimentelle Kontrolle verbessert wird. Dieses Modell ist für Forschungsgruppen, die in vivo Wiederbelebungsstudien in Großtiermodellen durchführen, weitgehend relevant.

Dieses Schweinemodell wurde entwickelt, um die Machbarkeit einer automatisierten Karotis-Doppler-Überwachung während der Herzwiederbelebung zu bewerten und nicht um klinische Wiederbelebungsstrategien zu testen. Die Studie konzentrierte sich auf akute physiologische Reaktionen und wurde als terminales Protokoll durchgeführt, das Langzeitnachbeobachtung oder histologische Begutachtung ausschloss. Außerdem haben wir in dieser Studie nur 11 Tiere verwendet. Obwohl bei jedem Tier mehrere wiederholte Experimente durchgeführt wurden, war die interindividuelle Variabilität möglicherweise nicht vollständig erfasst. Außerdem schloss die Studie keine Kontrollgruppe mit traditionellen Methoden ein. Obwohl solche Methoden als mit hoher Ausfallrate bezeichnet wurden, begrenzt das Fehlen eines direkten Vergleichs innerhalb desselben experimentellen Rahmens die Möglichkeit, die relativen Vorteile der vorgeschlagenen Technik nachzuweisen. Schließlich erfordert das Modell Zugang zu spezieller Ausrüstung wie einem ICD, einem Programmierer und Doppler-Ultraschall, was seine Anwendbarkeit in ressourcenbegrenzten Umgebungen einschränken kann. Darüber hinaus ist das chirurgische Protokoll technisch anspruchsvoll und umfasst mehrere vaskuläre Zugangspunkte, die Entstehung eines Blasenstomas und die ICD-Implantation, was für unerfahrene Operatoren eine steile Lernkurve darstellen kann.

In diesem experimentellen Aufbau konnten intrakardiale EKG-Aufnahmen nicht aus der Programmeinheit exportiert werden; daher basierte die Dateninterpretation ausschließlich auf visueller Überwachung. Zukünftige Studien sollten eine Methode enthalten, die den direkten Export von EKG-Spuren ermöglicht, um quantitative Analysen zu erleichtern.

Offenlegungen

Charlotte Björk Ingul ist Beraterin für Cimon Medical, das Unternehmen besitzt, das die mit RescueDoppler verbundene Technologie besitzt. Die übrigen Autoren geben keine Interessenkonflikte an.

Danksagungen

Wir haben Perplexity und Microsoft Copilot genutzt, um beim englischsprachigen Korrekturlesen zu helfen. Alle Inhalte wurden von den Autoren geprüft und genehmigt. Dieses Projekt wurde von der Universität Nord, der Norwegischen Universität für Wissenschaft und Technologie sowie vom Norwegischen Forschungsrat gefördert.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Abbott Durata 7120 ICD Single-Coil-KabelAbbott, Abbot Park, IL7120
Abbott Gallant VR ICDAbbott, Abbot Park, ILCDVRA500Q
Abbott Merlin ProgrammiererAbbott, Abbot Park, IL3650
Zentralvenöser Katheter Certofix trioB. Braun Medical, Melsungen, Deutschland4167408-07
Endotrachealrohr-Portex #7.0Smiths Krankenhaus, Rockland, MA100/150/070
Exagon VET (Pentobarbital 400 mg/mL)VetViva Richter, Wels, ÖsterreichN/A
Heparin 5000 IU/mLPanpharma, Luitré, FrankreichETI3M807-1
Ketamin 50 mg/mLAbcur AB, Helsingborg, SchwedenLB-12355-01
Midazolam 5 mg/mLB. Braun Medical, Melsungen, Deutschland753-12612876-0621
MorphinAbcur AB, Helsingborg, SchwedenLB-122184-01
Normale KochsalzspüllösungFresenius Kabi, Uppsala, SchwedenB202382-05
PentoCur (Thiopental)Abcur AB, Helsingborg, SchwedenLB-122564-01
Periphale IV-Katheter 20G VasofixB. Braun Medical, Melsungen, Deutschland4268113B
PiCCO  Überwachungskit (Druckwandler, Spülsystem und Thermistor)Pulsion, Feldkirchen, DeutschlandPV8215
PiCCO-Katheter 5 Fr 20 cmPulsion, Feldkirchen, DeutschlandPV2015L20-A
Druckmesser und Flush-Kit TruWaveEdwards Lifescience, Irvine, CAPX272
RescueDopplerCimon Medical, Trondheim, NorwegenN/AProprietär, nicht kommerziell erhältlich
RingeracetatFresenius Kabi, Uppsala, SchwedenB203150-02
Harnkather 12 ChVerschiedeneN/A
Gefäßhüllen-Einbringer Prelude 7.0 FrMerit Medical, South Jordan, UTPSI-7F-11-035-18G
Vue UltraschallgelOptimum medizinisch, Leeds, United Kingdim1157

Referenzen

  1. Cherry, B. H. Modeling cardiac arrest and resuscitation in the domestic pig. World J Crit Care Med. 4 (1), 1(2015).
  2. Burgert, J. M., Johnson, A. D., Garcia-Blanco, J. C., Craig, W. J., O'Sullivan, J. C. An Effective and Reproducible Model of Ventricular Fibrillation in Crossbred Yorkshire Swine (Sus scrofa) for Use in Physiologic Research. Comp Med. 65 (5), 444-447 (2015).
  3. Schwarz, B., et al. Neither vasopressin nor amiodarone improve CPR outcome in an animal model of hypothermic cardiac arrest. Acta Anaesthesiol Scand. 47 (9), 1114-1118 (2003).
  4. White, N. J., et al. Coagulopathy during cardiac arrest and resuscitation in a swine model of electrically induced ventricular fibrillation. Resuscitation. 82 (7), 925-931 (2011).
  5. Euler, D. E., Whitman, T. A., Roberts, P. R., Kallok, M. J. Low Voltage Direct Current Delivered Through Unipolar Transvenous Leads: An Alternate Method for the Induction of Ventricular Fibrillation. Pacing Clin Electrophysiol. 22 (6), 908-914 (1999).
  6. Ruemmler, R., Ziebart, A., Garcia-Bardon, A., Kamuf, J., Hartmann, E. K. Standardized Model of Ventricular Fibrillation and Advanced Cardiac Life Support in Swine. J Vis Exp. (155), e60707(2020).
  7. Xanthos, T., et al. Cardiopulmonary arrest and resuscitation in Landrace/Large White swine: a research model. Lab Anim. 41 (3), 353-362 (2007).
  8. Greenwood, J. C., et al. Carbon monoxide as a cellular protective agent in a swine model of cardiac arrest protocol. PLoS One. Wang, M. 19 (5), e0302653(2024).
  9. Vogel, U., Wanner, T., Bültmann, B. Extensive pectoral muscle necrosis after defibrillation: nonthermal skeletal muscle damage caused by electroporation. Intens Care Med. 24 (7), 743-745 (1998).
  10. Guensch, D. P., et al. Evidence for Acute Myocardial and Skeletal Muscle Injury after Serial Transthoracic Shocks in Healthy Swine. PLoS One. Akar, F. G. 11 (9), e0162245(2016).
  11. Rubenstein, J. C., Gupta, M. S., Kim, M. H. Effectiveness of VF induction with DC fibber versus conventional induction methods in patients on chronic amiodarone therapy. J Interv Card Electrophysiol. 38 (2), 137-141 (2013).
  12. Fitzgibbon, E., Berger, R., Tsitlik, J., Halperin, H. R. Determination of the noise source in the electrocardiogram during cardiopulmonary resuscitation. Crit Care Med. 30 (4), S148-S153 (2002).
  13. Babaeizadeh, S., Firoozabadi, R., Han, C., Helfenbein, E. D. Analyzing cardiac rhythm in the presence of chest compression artifact for automated shock advisory. J Electrocardiol. 47 (6), 798-803 (2014).
  14. Ruiz de Gauna, S., et al. Rhythm analysis during cardiopulmonary resuscitation: past, present, and future. BioMed Res Int. 2014, 386010(2014).
  15. Faldaas, B. O., et al. Hands-free continuous carotid Doppler ultrasound for detection of the pulse during cardiac arrest in a porcine model. Ressuc Plus. 15 (100412), 1-10 (2023).
  16. Faldaas, B. O., et al. Real-time feedback on chest compression efficacy by hands-free carotid Doppler in a porcine model. Ressusc Plus. 18, 100583(2024).
  17. Faldaas, B. O., et al. A hands-free carotid Doppler can identify spontaneous circulation without interrupting cardiopulmonary resuscitation: an animal study. Intensive Care Med Exp. 12 (1), 121(2024).
  18. Ruiz De Gauna, S., et al. Rhythm Analysis during Cardiopulmonary Resuscitation Past, Present, and Future. BioMed Res Int. 2014, 1-13 (2014).

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