Method Article

Eine optimierte sequentielle Isolierung von Krypten und mesenchymalen Stromzellen aus schweinedem Darmgewebe

DOI:

10.3791/69429

⸱

December 19th, 2025

 , 
1Department of Animal and Avian Sciences, University of Maryland

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Studie bietet ein schrittweises Protokoll zur sequentiellen Isolierung von Darmkrypten und intestinalen mesenchymalen stromalen Zellen (iMSCs) aus dem schweineschen Jejunalgewebe. Die Methode erzeugt 2D-enteroide Monoschichten und iMSCs, die sich für die Entwicklung repproduzierbarer, physiologisch relevanter epithelial-stromaler Kokulturmodelle eignen, um zelluläre Übersprechen während der intestinalen Homöostase und Regeneration zu untersuchen.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das intestinale Epithel interagiert eng mit den darunterliegenden mesenchymalen stromalen Zellen (iMSCs), um Entwicklung, Homöostase und Regeneration zu regulieren. Standardisierte Methoden zur sequentiellen Isolierung sowohl der epithelialen als auch der stromalen Fraktionen aus schweinedem Gewebe sind jedoch begrenzt. Dieses Protokoll beschreibt einen optimierten schrittweisen Prozess zur Isolierung von Krypten und iMSCs aus demselben jejunalen Ferkelsegment. Die Methode verwendet einen auf Ethylendiamintetraessigsäure/Dithiothreitol (EDTA/DTT)-basierten Dissoziationspuffer, um Krypten freizusetzen, gefolgt von der Kollagenase/Dispase-Verdauung der extrazellulären Matrix zur Isolierung von iMSCs. Dieser Ansatz minimiert räumliche Variationen in den isolierten Zellen. Die isolierten Krypten wurden erfolgreich kultiviert und bildeten typische expandierende, zweidimensionale (2D) enteroide Monoschichten auf kollagen-hydrogelbeschichteten Platten. Die kultivierten iMSCs hafteten an Kulturkolben und exprimierten stromale Marker wie den thrombozytenabgeleiteten Wachstumsfaktorrezeptor alpha (PDGFRα) und den Differenzierungscluster 81 (CD81), wie durch Immunfärbung bestimmt. Insgesamt liefert dieses optimierte Isolationsprotokoll sowohl epitheliale als auch stromale Zellen aus demselben Ferkel-Jejunalsegment, was eine reproduzierbare Grundlage für zukünftige Forschung mit intestinalen Organoiden und iMSC-Kokultursystemen bietet, um Mechanismen zur Steuerung der epithelial-stromalen Interaktionen bei Schweinen zu klären – ein translational relevantes Modell zur Replikation der menschlichen Physiologie und zur Weiterentwicklung der Tierwissenschaften.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Das Darmepithel ist ein dynamisches Gewebe, das sich kontinuierlich selbst erneuert und differenziert, um die intestinale Homöostase aufrechtzuerhalten und die Regeneration nach Schleimhautschädenzu fördern 1,2. Intestinale Epithelzellen stammen aus Darmstammzellen (ISCs) und interagieren mit verschiedenen Mikroumgebungsfaktoren 3,4,5,6,7,8. Die subepithelialen Kompartimente, hauptsächlich die Lamina propria und Muscularis mucosa, bestehen aus verschiedenen Zellpopulationen aus unterschiedlichen Linien9. Unter diesen Zellpopulationen produzieren intestinale mesenchymale stromale Zellen (iMSCs), einschließlich Fibroblasten und Myofibroblasten, trophische und Wachstumsfaktoren, die die ISC-Stammbildung, Proliferation und Differenzierung modulieren, um die epitheliale Homöostase und Regenerationzu regulieren.

Um diese zellulären Wechselwirkungen zu untersuchen, haben neuere Studien neuartige Ansätze entwickelt, um mögliche Wirkmechanismen zu entschlüsseln, die das Übersprechen von intestinalen Epithelzellen und iMSC antreiben. Kokultursysteme, die Organoide mit Stromal- oder Immunzellen kombinieren, haben unser Verständnis der epithelial-subepithelialen zellulären Interaktionen während Entwicklung, Regeneration, Arzneimittelscreening und Krankheitsmodellierung erweitert. Allerdings haben die meisten Organoid-Kokulturstudien Mausgewebe verwendet, das oft nicht effektiv menschliche Physiologie und Krankheitsphänotypen nachahmen kann, was ihre klinische translationale Relevanzeinschränkt 18.

In den meisten Maus-Intestinal-Isolationsprotokollen werden Epithel- und Stromzellen aus separaten Gewebesegmenten gewonnen, was Proben liefern kann, die leicht unterschiedliche Eigenschaften aufweisen und die Reproduzierbarkeit über Experimente19,20 hinweg beeinflussen können. Derzeit gibt es keine standardisierten, optimierten Protokolle zur Isolierung von Schweine-Darmkrypten und iMSCs aus derselben Gewebeprobe. Darüber hinaus haben praktische Einschränkungen bei der Beschaffung geeigneter menschlicher Darmproben viele Forscher dazu veranlasst, sich auf nicht übereinstimmende Zelltypen verschiedener Organe (wie humane Enteroide mit Hautfibroblasten) zu verlassen, um das epithelial-mesenchymale zelluläre Kreuzsprechen zu bewerten, was die Dateninterpretation potenziell störenkann 21,22,23.

Obwohl ein kürzlich veröffentlichtes humanes Darmbiopsieprotokoll Krypten isolierte und Fibroblasten durch Auswuchs aus dem übrig gebliebenen epitheldepleierten Gewebe erhielt, fehlen vergleichbare standardisierte Ansätze bei Schweinen24. Schweine werden als geeignetes Tiermodell für translationale Forschung verwendet, da sie anatomisch und physiologisch dem Menschen ähneln(2,18,25,26,27,28,29). Daher stellt diese Methode ein sequentielles Isolationsprotokoll vor, das Darmkrypten und iMSCs aus demselben porzen Jejunalsegment basierend auf der physiologischen, anatomischen und morphologischen Struktur des Darms 4,30 wiederherstellt. Das Verfahren bietet ein reproduzierbares Rahmenwerk, um sowohl Krypten als auch iMSCs zu isolieren, das für zukünftige Studien zur kokultivierten Schwein-Darmkultur geeignet ist.

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Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ein 5 cm großes Stück wurde aus dem entfernten proximalen Jejunum von 21 Tage alten Ferkeln in der Schweineanlage der University of Maryland, College Park, seziert. Das Verfahren (R-22-Juni-30), das zum Opfern des Ferkels verwendet wurde, folgte den Richtlinien für Tierpflege und -nutzung, die vom Institutional Animal Care and Use Committee der Universität genehmigt wurden. Bevor mit den Isolationsschritten fortgesetzt wird, ist die Protokollübersicht in Abbildung 1 dargestellt, und die Liste der Reagenzien und Geräte, die für die sequentielle Isolierung der schweine-Darmkrypten und iMSCs verwendet werden, ist in der Materialtabelle bereitgestellt.

1. Vorbereitungsphase vor der Isolation

  1. Bereiten Sie 30 ml Waschpuffer pro 5 cm Gewebesegment in 50 ml konischen Röhrchen vor.
  2. Passen Sie das Volumen basierend auf der Anzahl der gesammelten Gewebeproben an.
    HINWEIS: Siehe Tabelle 1 zur Zusammensetzung des Waschpuffers. Alle Gewebevorbereitungs- und Zellisolationsschritte erfolgen auf einer Werkbank.

2. Vorbereitungsphase des Darmgewebes

  1. Lege das entfernte Darmgewebe in den 30 ml Waschpuffer in 50 ml konischen Röhren.
    HINWEIS: Die entfernten Taschentücher können eine Stunde vor der Verwendung in einen Kaltwaschpuffer gelegt werden.
  2. Spülen Sie das Gewebe 3 × mit einem gekühlten Waschpuffer mit einer 21-G-Spritze, um den Luminalinhalt zu entfernen.
  3. Lege das Gewebe auf eine sterilisierte Polystyrolschaumoberfläche und entferne vorsichtig das Mesenterien- und Fettgewebe aus der Serosa.
  4. Sezieren Sie das Gewebe längs mit einer chirurgischen Klinge, um das Lumen zu öffnen (Abbildung 2A).
  5. Übertragen Sie das teilweise gereinigte dissektionierte Gewebe in einen frischen Waschpuffer und waschen Sie zweimal oder bis der Puffer frei ist.
  6. Legen Sie das Gewebe in den Waschpuffer in eine 100 mm Petrischale und schneiden Sie es mit einer neuen chirurgischen Klinge in 10–15 mm große Stücke (Abbildung 2B,C). Dieser Schritt vergrößert die Oberfläche, die dem Verdauungspuffer ausgesetzt ist.
  7. Übertragen Sie das gehackte Gewebe in ein neues 50-mL konisches Rohr.
  8. Waschen Sie vorsichtig mit einem Waschpuffer und lassen Sie das gehackte Gewebe etwa 30 Sekunden durch die Schwerkraft absinken (Abbildung 2D).
  9. Saugen Sie vorsichtig das Supernatant ab und lassen Sie nur genug Puffer, um die Gewebestücke im konischen Rohr zu bedecken.
  10. Epithel-Dissoziationsstadium
    1. Fügen Sie 30 ml vorgewärmten Epithel-Dissoziationspuffer hinzu (Tabelle 2) und inkubieren Sie 20–30 Minuten bei 37 °C in einem statischen Perlenbad oder einem Schüttelwasserbad bei etwa 9 × g.
    2. Schütteln Sie das Rohr alle 15 Minuten sanft, um die Freisetzung der Krypten aus der Epithelmembran zu erhöhen.
    3. Lassen Sie das Gewebe sich absetzen und aspirieren Sie das Supernatant vorsichtig mit einer serologischen Pipette, wobei nur genügend Puffer bleibt, um das abgesetzte Gewebe im konischen Rohr zu bedecken.
    4. Fügen Sie 30 ml frischen Waschpuffer zum abgesetzten Gewebe hinzu und schütteln Sie kräftig, um die Villi, Krypten und Trümmer freizusetzen (Abbildung 3A). Lassen Sie die Gewebereste absinken und dekantieren Sie dann vorsichtig den Waschpuffer-Supernatant, der die aufgehängten Kryptsegmente enthält, durch ein 100 μm großes Zellsieb in ein neues 50-mL konisches Rohr.
      1. Wiederholen Sie den Vorgang, frischen Waschpuffer auf das verbleibende Gewebe zu geben und dreimal zu dekantieren (3×). Pipettieren Sie 10 μL Waschpuffer mit den Krypten in eine 100 mm Petrischale und untersuchen Sie die Kryptendichte unter einem Stereomikroskop.
        HINWEIS: Bewahren Sie nach jedem Wash jeden Wash-Puffer mit Krypten auf.
    5. Nach dem dritten Wash sollte der Wash-Puffer mit den Krypten mit minimalem Schmutz frei sein (Abbildung 3B).
      HINWEIS: Bewahren Sie die Gewebereste mit der extrazellulären Matrix (ECM) im konischen Röhrchen für die anschließende iMSC-Isolierung auf.
    6. Zentrifugieren Sie die Krypta-Suspension bei 150 × g für 2 Minuten bei Raumtemperatur, um die Kryptfragmente zu pelletieren.
    7. Aspiratiere und suspendiere das Kryptpellet in einem epithelialen Kulturmedium.
    8. Zentrifugieren Sie die wieder aufgehängten Krypten erneut bei 150 × g für 2 Minuten, um das Kryptfragment-Pellet zu sammeln.
    9. Fügen Sie ein epitheliales Kulturmedium hinzu, um die Krypten wieder aufzuhängen, und pipettieren Sie 5× mit einer 1.000 μL Pipettenspitze.
    10. Säen Sie etwa 100 resuspendierte Krypten auf vorgefertigte Kollagen-Typ-1-Hydrogel-beschichtete 6-Well-Platten, um die Krypten zu kultivieren und zu zweidimensionalen (2D) enteroiden Monoschichten zu erweitern.
      HINWEIS: Prüfen Sie die Collagen-Hydrogel-Plattenvorbereitung in Tabelle 3. Die endgültige Kollagenkonzentration Typ 1 sollte 1,0 mg/ml betragen. Vermeiden Sie das Plattieren übermäßig dichter Krypten oder Trümmerfragmente, um Hefe- oder Pilzkontamination zu verhindern. Antibiotikum-Antimykotika (Anti-Anti) im Waschpuffer und Kulturmedium sollten Schutz bieten.
    11. Untersuchen Sie die Zellen unter einem umgekehrten Phasenkontrastmikroskop, bevor Sie bei 37 °C in einem befeuchteten 5%-CO2-Inkubator inkubieren.
    12. Ersetzen Sie das Kulturmedium innerhalb von 12 Stunden nach dem Aussäen, um treibende Ablagerungen zu entfernen und bakterielle Kontamination zu reduzieren.
    13. Wachsen Sie die Enteroide mit einem epithelialen Kulturmedium (Tabelle 4) und ersetzen Sie das Medium alle zwei Tage bis etwa Tag 8, wenn die erweiterten 2D-Monoschichten ≥85 % Konfluenz für die Subkultivierung erreichen.
  11. Extrazelluläre Matrix-Dissoziationsphase
    HINWEIS: Setzen Sie den Isolationsprozess mit den übrig gebliebenen Gewebefragmenten fort, die die extrazelluläre Matrix im konischen Rohr enthalten (Abbildung 3C und Abbildung 4A).
    HINWEIS: Obwohl EDTA im epithelialen Dissoziationspuffer die Kollagenaktivität hemmen kann, entfernen die vorherigen drei Waschschritte alle EDTA und DTT. Daher sollte die Kollagenaktivität im folgenden Prozess nicht beeinträchtigt werden.
    1. Zerkleinern Sie das verbleibende Gewebe erneut in kleine Stücke, bevor Sie die iMSCs in der Lamina propria isolieren.
    2. Fügen Sie dem Gewebe 25 ml extrazellulären Verdauungspuffer hinzu (Tabelle 5) und inkubieren Sie 15–20 Minuten in einem statischen Perlenbad bei 37 °C (Abbildung 4B).
    3. Nach der Inkubation kräftig schütteln.
      HINWEIS: Der Supernatant wird trüb mit weniger schwebenden Gewebefragmenten. Pipette 10 μL des Supernatanten unter einem invertierten Mikroskop, um die Dichte der iMSCs im Supernatant zu untersuchen. Inkubieren Sie das Gewebe im Perlenbad weitere 15 Minuten, wenn die beobachtete iMSC-Dichte niedrig ist.
    4. Lassen Sie das Supernatant vorsichtig (unmittelbar nach kräftigem Schütteln in Schritt 2.2.3) durch ein 100 μm Zellsieb in ein neues konisches Rohr dekantieren, um Schmutz zu minimieren.
    5. Zentrifugiere die Zellsuspension bei 280 × g für 5 Minuten bei Raumtemperatur, um die iMSCs zu pelletieren.
    6. Aspirieren Sie das Supernatant und suspendieren Sie die iMSCs in mesenchymalem Kulturmedium (siehe iMSC-Kulturmedium in Tabelle 6).
    7. Zentrifugiere die wiedersuspendierten iMSCs erneut bei 280 × g für 5 Minuten, um den Dissoziationspuffer abzuwaschen.
    8. Aspiratieren und resuspendieren Sie die iMSCs im mesenchymalen Kulturmedium.
    9. Plattieren Sie die iMSCs in einem T75-Kulturkolben mit etwa 5 × 105 Zellen pro Kolben.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die plattierten Zellen etwa 60 % der Kolbenoberfläche bedecken, da mesenchymale Zellen eine moderate bis hohe Sädichte für optimales Wachstum benötigen.
    10. Ersetzen Sie das Kulturmedium innerhalb von 12 Stunden nach dem Anrichten, um überschüssige Rückstände zu entfernen und eine bakterielle Kontamination zu vermeiden.
    11. Untersuchen Sie fibroblastähnliche Zellen am zweiten Tag nach der Aussaat unter einem invertierten Phasenkontrastmikroskop.
      HINWEIS: Wechseln Sie das Medium der mesenchymalen Kultur alle zwei Tage. Die iMSCs sollten etwa 85 % Konfluenz erreichen und bis Tag 4 bereit für die Subkultivierung sein.

3. Immunzytochemie-Assay

  1. Kultivieren Sie etwa 5.000 iMSCs pro Bohrloch in einer 96-Well-Platte mit mesenchymalem Kulturmedium für 2–3 Tage, bis die Zellen etwa 80 % Konfluenz erreichen.
  2. Sanft das Medium aspirieren und die kultivierten iMSCs zweimal mit 100 μL 1× PBS/Brunnen beiRaumtemperatur 31 abspülen. Alle Hinweise auf die Immunfärbungs-Kits sind in der Materialtabelle angegeben.
  3. Fügen Sie pro Bohrloch 100 μL 4 % Paraformaldehyd (PFA) hinzu, um die kultivierten iMSCs zu fixieren, und inkubieren Sie 30 Minuten lang auf einer statischen Arbeitsplatte bei Raumtemperatur.
  4. Waschen Sie die fixierten kultivierten iMSCs zweimal mit jeweils 100 μL 0,1 % Tween-20/PBS (PBST) für jeweils 5 Minuten und permeabilisieren Sie anschließend mit 100 μL 0,5 % Triton X-100/PBS für 30 Minuten.
  5. Fügen Sie pro Bohrloch 100 μL 5 % Rinderserumalbumin (BSA)/PBST hinzu, um die unspezifische Bindung an den fixierten Zellen zu blockieren.
    HINWEIS: Lassen Sie es 1 Stunde bei Zimmertemperatur stehen, bevor Sie zweimal mit 100 μL PBST jeweils 5 Minuten waschen.
  6. Fügen Sie 100 μL verdünnte primäre Antikörper (1:250; d. h. 1 μL Primärantikörper in 250 μL Antikörperverdünner) zu jedem Brunnen hinzu und inkubieren Sie die Zellen über Nacht bei 4 °C. Die verwendeten Hauptantikörper sind PDGFRα und CD81.
    HINWEIS: Negative Kontrollbrunnen werden hinzugefügt, indem Sie nur Antikörperverdünner ohne primäre Antikörper hinzufügen.
  7. Am zweiten Tag spülen Sie die primären Antikörper zweimal mit 100 μL PBST für jeweils 5 Minuten ab.
  8. Verdünnen Sie die sekundären Antikörper in 1× PBS mit folgenden Verhältnissen: Alexa Fluor Plus 555 (1 μL:100 μL), Alexa Fluor Plus 647 (1 μL:100 μL) und DAPI (1 μL:800 μL).
  9. Gegenfärbe die Zellen mit den verdünnten sekundären Antikörpern bei Raumtemperatur für 1 Stunde.
  10. Wasche die Zellen zweimal mit jeweils 1× PBS für 5 Minuten.
  11. Fügen Sie pro Muld 100 μL Montagemedium hinzu, decken Sie die Platte ab, umwickeln Sie sie mit Alufolie und lagern Sie bis zu 6 Monate bei 4 °C bis zur Fluoreszenzbildgebung.

4. RNA-Isolierung und qPCR-Assay

  1. Extraktion der gesamten mRNA aus iMSCs, die in T75-Kolben mit der Säure-Guanidiniumthiocyanat-Phenol-Chloroform-Trenntechnik kultiviert werden.
    HINWEIS: Bestimmen Sie RNA-Konzentration und Reinheit mit einem Spektrophotometer.
  2. Reverse transkribieren Sie totale mRNA in cDNA, um sie als Vorlage für den quantitativen Reverse-Transkriptions-Polymerase-Kettenreaktionstest (qRT-PCR) zu verwenden, um Amplifikationsplots für den ausgewählten Sus scrofa-Genprimer GAPDH (vorwärts: ATCCTGGGCTACGAGGAC; umgekehrt: AAGTGGTCGTTGAGGGCAATG) zu verifizieren, wie in früheren Studienberichtet 2,28.

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Results

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Während der epithelialen Dissoziation wirbelt Ethylendiaminetetraessigsäure (EDTA) Calciumionen aus, um die calciumabhängigen Zell-Zell-Adhäsionen zu stören, während Dithiathreitol (DTT) Disulfidbindungen in Mucinglykoproteinen spaltet, um die Mukolyse zu erleichtern. Somit ermöglicht die kombinierte Verwendung einer Chelatverbindung (EDTA) und eines Reduktionsmittels (DTT) eine effektive Freisetzung von Krypten aus der Epithelmembran, ohne die extrazelluläre Matrixstruktur (ECM)zu stören 2,3...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Isolierung von Darmkrypten und iMSCs aus demselben porcinen Jejunal-Segment bietet einen neuartigen Ansatz zur Erhaltung gewebesegmentspezifischer zellulärer und funktioneller Merkmale. Dies ist entscheidend, da Darmgewebe regionale und räumliche Identitäten aufweisen, wie in früheren Schweinestudien 2,36,37,38 gezeigt wurde. Frühere organoide Studien an Sc...

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Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die Autoren schätzen die finanzielle Unterstützung des MAES Competitive Grant Program an der University of Maryland, College Park, USA.

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Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
0,5M EDTAPromegaPR-V4231
1 M HEPES-PufferThermoFisher15630080Zur Herstellung von Kollagen-Hydrogelplatten
1000 uL-PipetspitzenAlkali Scientific FT1000104027-530
10x PBSInvitrogenAM9624Zur Herstellung von Kollagen-Hydrogelplatten
1N NatriumhydroxidThermoSS266-1Zur Herstellung von Kollagen-Hydrogelplatten
1x HBSSThermoFisher14025092
1X PBSHycloneSH30256FS
4 % Paraformaldehyd (PFA)ThermoFisherAAJ61899AK
50-mL konische RöhrenThermoFisher12-565-271
6 BrunnenplattenFisherbrandFB012927
7,5 % Natriumbicarbonat-LösungCorningMT25035CIZur Herstellung von Kollagen-Hydrogelplatten
Advance DMEM/F12 Gibco 12634-010
Alexa fluor plus 647InvitrogenA32728Sekundärer Antikörper
Alexa plus 555 - A32732 InvitrogenA32732Sekundärer Antikörper
AlufolieReynoldshttps://www.amazon.com/dp/B00M8ZEAW4?ref=fed_asin_title&th=1
ANTI-ANTIGibco15240096
B27ThermoFisher12587010
BSAFisherbrandBP1600-100
CD81 Proteinintech66866-1-igPrimärer Antikörper
Zellkulturqualitäts-WasserHycloneSH30529FSZur Herstellung von Kollagen-Hydrogelplatten
Kollagen, Typ 1Corning356236Zur Herstellung von Kollagen-Hydrogelplatten
Kollagenase IVGibco17104019
Corning 100 mm PetrischaleCorning07-202-011
Kryostorzell-KryokonservierungsmedienStemcell-Technologien7930
Kryovial für Zellen Fisherbrand1050026
Dako-AntikörperverdünnerDako/AgilentTeilenummer: S302283-2Primäres Antikörperverdünner
Dako fluoreszierende MontagemedienDako/AgilentTeilenummer: S302380-2
DAPIPromocell/VWR10180-470DNA-Färbung
Dispase IIRoche4942078001
DMEM, hoher BlutzuckerCorningMT10013CV
DTTSigma646563
EGFPeprotech315-09
FBS (HI)Avantor1300-500H
GastrinAnaspecAS-64149
GentamicinMP BiomedizinICN1676045
GlutaMaxThermoFisher35050061
HEPESThermoFisher15630-080
Invertiertes fluoreszierendes MikroskopNikonECLIPSE Ti2Fluoreszierende Bildgebung
Invertiertes PhasenkontrastmikroskopNikonEclipse TS100Für kultivierte Zellen Bildgebung  
iScript Advanced cDNA-Synthese-KitBio-Rad1725038RT-PCR-Kit
iTaq Universal SYBR Green SupermixBio-Rad1725122qPCR-Kit
LWRN-bedingte MedienATCCCRL-3276LWRN-Medien wurden intern nach dem ATCC-Verfahren erstellt
N-AcetylcysteinMP-Biografie194603
Nanodrop-2000-SpektrophotometerThermoFisherND 2000
NikotinamidSigmaN0636-100G
Optische 384-Well-Platten mit BarcodeAngewandte Biosysteme4483285qPCR-Kit
PDGFRαAbcamab230457Primärer Antikörper
Prostaglandin E2 (PGE2)Cayman Chemical 14010
QuantStudio 5Angewandtes BiosystemA28570qPCR-Instrument
SB202190LC LaboratoriesS-1700
StereomikroskopNikon SMZ745
T 75 FlascheFisherbrandFB012937
Triton X100FisherbrandPI85111
Trizol-Reagenz Invitrogen15596026
Tween 20, 100 % nichtionisches WaschmittelBio-Rad1706531
Y27632ApexBioA3008-200

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