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Methodenartikel

Entwicklung eines neonatalen Rattenmodells für eine Geburtsverletzung des Plexus brachialis

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DOI:

10.3791/69536

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27. März 2026

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1Division of Hand and Microvascular Surgery, Department of Orthopedic Surgery, Mayo Clinic, 2Department of Plastic-, Reconstructive- and Hand Surgery, Radboud University Medical Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll bietet eine Schritt-für-Schritt-Anleitung, um eine neonatale Brachialplexus-Verletzung bei Ratten zu erstellen, die als Modell in der Forschung zur Brachialplexus-Geburtsverletzung verwendet werden soll.

Zusammenfassung

Die Untersuchung von Brachialplexus-Geburtsverletzungen (BPBI) war aufgrund heterogener klinischer Präsentationen und begrenzter zuverlässiger Tiermodelle eine Herausforderung. Zu diesem Zweck haben wir ein chirurgisches Protokoll entwickelt, das bei fünf Tage alten Sprague-Dawley-Rattenjungen reproduzierbar eine panplexale neonatale Plexusverletzung des Plexus brachialis induziert. In diesem Artikel werden Schritt-für-Schritt-Anweisungen zur Annäherung an den Plexus brachialis bei einem Rattenjungen gegeben. Die Technik wurde an 15 Sprague-Dawley-Rattenwelpen angewendet. Mit einem dorsalen Ansatz unter operativer Mikroskopie wurde ein 5-mm-Dorsalschnitt beginnend an der Schädelbasis in Richtung des C7-T1-Wirbelübergangs gemacht. Die stumpfe Sektion erfolgt bis zum Musculus trapezius, gefolgt von der Sektion durch die darunterliegenden Rhomboide- und Levatorschulterblätter. Nach der Identifizierung anatomischer Orientierungspunkte wie Wirbelsäule und Schulterblatt wurde der obere Winkel des Schulterblatts sanft zurückgezogen, um den Plexus brachialis sichtbar zu machen. Der Plexus brachialis war lokalisiert und kauterisiert, was sich durch beobachtbare Zuckungen in der oberen Extremität zeigt. Um die Nervenregeneration zu verhindern, wurde ein kleiner Block eines resorbierbaren Gelatineschwamms zwischen den proximalen und distalen Enden der verletzten Nerven platziert. Dieses Verfahren wurde erfolgreich bei allen 15 Rattenjungen mit 87 % Überleben durchgeführt. Postoperativ und als Opfer zeigten alle überlebenden Ratten vollständige panplexale Verletzungen, was dieses Modell als wirksam und reproduzierbar für die Forschung an Brachialplexus-Geburtsverletzungen bestätigt.

Einleitung

Die Geburtsverletzung des Plexus brachialis (BPBI) ist eine traumatische Nervenverletzung, die während der Geburt auftritt. Zugkräfte während einer komplizierten Geburt, oft aufgrund von Schulterdystozie, langanhaltender Wehen oder fetaler Makrosomie, führen zu Schwäche oder Lähmung im betroffenen Arm1. Die Häufigkeit liegt zwischen 1 und 2 pro 1.000 Lebendgeburten,2, 3, 4. Während die meisten Babys ihre volle Funktion wiedererlangen, haben 30 % im Erwachsenenalter Restsymptome, wie funktionelle Einschränkungen, Ungleichheiten in der Gliedmaßenlänge, Deformitäten und Gelenkkontrakturen 5,6,7,8.

Das BPBI-Modell zeigt unterschiedliche Verletzungsmuster mit Auswirkungen auf Behandlung und Prognose. Verletzungen des oberen Plexus (C5-C6, Erb-Parese) sind am häufigsten und beinhalten überwiegend Rupturen statt Avulsionen9. Im Gegensatz dazu zeigen Panplexalverletzungen (C5-T1) häufig ein gemischtes Muster von Schädelwurzelrüssen und Kaudalavulsionen10. Avulsionen sind präganglionäre Verletzungen, die das dorsale Wurzelganglion stören und keine Fähigkeit zur spontanen Genesunghaben.

Die aktuellen klinischen Behandlungsstrategien reichen je nach Schwere der Verletzungvon konservativer Physiotherapie bis hin zu früher mikrochirurgischer Nervenrekonstruktion 12,13. Patienten benötigen häufig Sekundäroperationen, darunter Weichteilfreisetzungen, Sehnentransfers und Osteotomien, um die motorische Funktion, Lebensqualität und sekundäre muskuloskelettale Folgen weiter zu verbessern. Die Wirksamkeit dieser frühen und späten Interventionen variiert jedochbei 14, 15, 16. Darüber hinaus trägt die veränderte muskuloskelettale Entwicklung zu funktionellen Einschränkungen, Ungleichen der Gliedmaßenlänge und anderen Deformationen bei, die derzeit nicht behandelbar sind, was die Notwendigkeit weiterer Forschung unterstreicht17,18. Daher besteht ein dringender Bedarf an einem zuverlässigen, praktikablen und reproduzierbaren Tiermodell zur Untersuchung dieser Verletzungen.

Nagetiermodelle werden häufig in Verletzungsmodellen des Plexus brachialis verwendet, wobei Mäuse aufgrund ihrer Kosteneffizienz und einfachen Handhabung die häufigste Wahl sind. Die Entstehung einer reproduzierbaren neonatalen Plexus-Verletzung des Plexus brachialis kann jedoch aufgrund ihrer geringen Größe anatomisch herausfordernd sein. Große Tiermodelle wie Kaninchen, Schweine und Primaten bieten mehrere Vorteile für die Modellerstellung, aber zu deutlich höheren Kosten19. Ratten hingegen sind größer und genetisch dem Menschen ähnlicher als Mäuse, bleiben aber deutlich kostengünstiger und zugänglicher als größere Tiermodelle. Daher besteht weiterhin der Bedarf an einem praktikablen und reproduzierbaren Tier, um BPBI zu untersuchen. Diese Studie beschreibt ein schrittweises panplexales BPBI-Erstellungsmodell bei neonatalen Ratten, das zur Untersuchung von Verletzungsmechanismen, Behandlungsinterventionen sowie kurz- und langfristigen Folgen verwendet werden kann.

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Protokoll

Alle Tierverfahren wurden mit Genehmigung des Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC A0007335) durchgeführt. Die Technik wurde bei 15 Sprague-Dawley-Rattenjungen durchgeführt, um die Machbarkeit und langfristige funktionelle Ergebnisse zu bewerten.

1. Viehzucht

  1. Halten Sie eine mehrjährig trächtige Sprague-Dawley-Ratte (Gestationsalter: 14 Tage) in einer Brutbox (1354 cm,2 cm) mit Zellulose-Papier-Einstreu ausgestattet, angereichert mit Nistmaterial und Käfigbereichern; Halten Sie die Raumtemperatur bei 21 °C mit einer relativen Luftfeuchtigkeit von 28 % und einem Hell-/Dunkelzyklus von 12:12 Stunden. Stellen Sie Rattenfutter und Wasser ad libitum bereit.
  2. Käfige wöchentlich reinigen; Lassen Sie den Käfig 48 Stunden nach der Geburt der Welpen ungestört. Um die Gewöhnung zu fördern und Stress zu reduzieren, bieten Sie akustische Beruhigung durch sanftes Umgehen und Sprechen. Während der späten Schwangerschaft sollten Sie sicherstellen, dass die Damm durch tägliches sanftes Handling und Riechpflegen an den Prüfer gewöhnt ist, indem Sie Ethanol- und Betadinduftende Baumwollbäusche in den Käfig der Damm legen.
  3. Nach der Geburt der Welpen werden die Leckerlis 48 Stunden lang in den Käfig gelegt, ohne die Mutter zu stören oder den Käfig zu öffnen.

2. Materialvorbereitung

  1. Stellen Sie sicher, dass alle erforderlichen chirurgischen Instrumente vor der Operation vorbereitet sind (siehe Materialtabelle). Sterilisiere alle chirurgischen Materialien mit einem Dampfautoklaven bei 121 °C für 1 Stunde.
  2. Baue ein chirurgisches Bett aus expandiertem Polystyrol. (Abbildung 1)

3. Chirurgische Vorbereitung

  1. Führen Sie Operationen an Rattenwelpen im Alter von 5 Tagen durch [Dauer zwischen 3 und 9 Tagen].
  2. Anästhesie wird induziert, indem die Ratte in eine Induktionskammer mit 2 % Isofluran in 2 L/min Sauerstoff gelegt wird, bis die mittlere bis tiefe Anästhesiestufe erreicht ist. Bestätigen Sie die ausreichende Betäubung mit einem sanften Zehenkneifen mit einer Pinzette. Legen Sie den Rattenjungen auf ein vorgewärmtes Heizkissen. Halten Sie die Anästhesie bei 1,5–2 % Isofluran im Sauerstoff auf und überwachen Sie kontinuierlich die Atemfrequenz.
  3. Bestimmen Sie die passende Analgesie-Dosierung basierend auf dem Gewicht des Welpen. Verabreichen Sie Buprenorphin mit Verlängerungsfreisetzung (1 mg/kg s.c.) zur Schmerzbehandlung.
  4. Bereiten Sie eine aseptische Operationsstelle vor, indem Sie drei abwechselnde Peelings aus Betadin und Ethanol auftragen.
  5. Positioniere den betäubten Welpen in Bauchlage auf dem vorgefertigten OP-Bett, wobei Nase und Mund sicher in der Nasenkegel des Isofluran-Verdampfers angebracht sind (Abbildung 1B).
  6. Um die Bewegung während des Eingriffs zu minimieren, kleben Sie den Kopf des Rattenjungtiers auf den Isofluran-Verdampfer und bedecken Sie den unteren Teil seines Körpers, direkt unterhalb der oberen Gliedmaßen, mit Folie.

4. Chirurgischer Zugang zum Plexus brachialis

  1. Erzeugen Sie mit einer Klinge Nr. 11 einen 5 mm langen Hautschnitt, beginnend an der Schädelbasis und kaudal bis zum C7-T1-Wirbelübergang (Abbildung 1C).
  2. Kauterisieren Sie vorsichtig oberflächliche Arterien und vermeiden Sie Hautkanten.
  3. Führen Sie eine stumpfe Sektion durch, bis der Trapezmuskel erreicht ist.
  4. Schneiden Sie durch den Trapezmuskel sowie die darunterliegenden Rhomboide- und Levator-Schulterblattmuskeln mittels Kauterisierung. Setzen Sie die Kauterizange senkrecht zum Gewebe, um thermische Schäden an den Hautkanten zu vermeiden.
  5. Ziehe vorsichtig den oberen Winkel des Schulterblatts zurück, um den Plexus brachialis freizulegen. Identifizieren und isolieren Sie den Plexus brachialis mittels stumpfer Dissektion (Abbildung 1D und Abbildung 2A).
  6. Kauterisere die identifizierten Nerven des Plexus brachialis mit einer bipolaren Elektrokauterisation auf 15 und bestätigen Sie die erfolgreiche Verletzung durch Beobachtung von Muskelzuckungen in der oberen Extremität.
  7. Platzieren Sie ein kleines Stück eines resorbierbaren Gelatineschwamms (etwa 2 mm mal 2 mm) zwischen die proximalen und distalen Segmente des Plexus brachialis, um eine Nervenregeneration zu verhindern (Abbildung 2B).
  8. Schließen Sie die Haut mit einer 7-0 absorbierbaren Naht in einem kontinuierlichen Nahtmuster und tragen Sie einen veterinären Gewebeklebstoff auf, um Wunddehiszenz zu verhindern (Abbildung 3).

5. Postoperative Behandlung

  1. Setzen Sie den Rattenjungen auf ein Heizkissen mit Nistmaterial aus dem Käfig der Rattenmutter (Abbildung 4). Überwachen Sie die Atemfrequenz und Bewegungen des Rattenwelpen, bis er wieder zu normalen Atemmustern zurückkehrt.
  2. Um eine mütterliche Abstoßung zu vermeiden, reiben Sie den Rattenjungen vorsichtig mit dem Nistmaterial des Hauskäfigs, bevor Sie ihn zurück zur Mutter legen.
  3. Untersuchen Sie den Rattenwelpen dreimal täglich in den ersten 48 Stunden nach der Operation. Wenn Anzeichen von Schmerzen oder das Fehlen eines Milchflecks festgestellt werden, verabreichen Sie eine zusätzliche Analgesie (Buprenorphin 0,05 mg/kg s.c.).
  4. Überwachen Sie genau postoperative Komplikationen, darunter Wunddehiszenz, Wundinfektion, verminderte Gliedmaßenempfindung mit möglicher Autoverstümmelung und mütterlichen Kannibalismus.
  5. Wige den Rattenwelpen täglich. Wenn der Rattenjunge zwei Tage lang Gewichtsverlust zeigt oder keine Gewichtszunahme zeigt, betrachtet man dies als Nichtgedeihen und beginnt mit der Euthanasie durch eine Injektion von Pentobarbital (390 mg/mL) intraperitoneal.
  6. Beurteile die motorische Funktion 1 Tag nach der Operation und folge die motorische Funktion wöchentlich mit einer Gliedmaßenbewegungsskala: 0 = fehlende Funktion, 1 = partielle Funktion, 2 = normale symmetrische Funktion.

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Ergebnisse

Die Wirksamkeit der chirurgischen Technik lässt sich anhand des Fehlens von Bewegung im betroffenen Gliedmaß, dem Vorhandensein von Kontrakturen, einem reduzierten Bewegungsumfang und, nach dem Opfer, dem Ausmaß der Muskelatrophie, der Verkürzung der Gliedmaßen sowie morphologischen Knochen- und Muskelunterschieden im Vergleich zum nicht betroffenen Gliedmaß bewertet werden. Insgesamt wurden 15 Rattenjungtiere in diese Studie aufgenommen. Während der Überlebensphase konnten zwei der Ratt...

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Diskussion

Dieses Protokoll beschreibt die Entwicklung einer Brachialplexus-Verletzung bei einer neonatalen Ratte, um die kurz- und langfristigen Ergebnisse von BPBI zu erforschen, Behandlungsmöglichkeiten zu erforschen und die Folgen zu verstehen.

Die Verwendung eines nicht-invasiven Nagetiermodells zur Untersuchung der Verletzung des Plexus brachialis wurde bereits beschrieben; Diese Modelle wurden jedoch nicht speziell angepasst, um eine bestimmte Art von Nervenverlet...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären.

Danksagungen

Wir danken Dr. Felicia Boynton, DVM, und Dr. Chris Gow, DVM, für ihre fachkundige Anleitung zum Umgang mit Rattenjungen und Rattendammen, der perioperativen und postoperativen Pflege der Rattenwelpen, die wesentlich zur Optimierung dieses Protokolls beigetragen haben.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1 mL Spritze Luer-Lok Tip BD 309628
7-0 beschichtetes Vicryl (Polyglactin 910)EthiconJ576G
70 % IsopropylalkoholVet-One13985-598-01
Absorierbarer Gelatineschwamm  Surgifoam ETH1972
Betadinlösung 5 % Povidon-Jod Antiseptikum Mikrobizid PBS Tiergesundheit 11205
Verschachtelmaterial Bed 'r NestBRN8SR
Bipolare KabelASSI ASSI. ATK26426
Buprenorphin (Base 0,5 mg/mL) Verlängerungsfreisetzung Wedgewood-Verbindung49426-0517-1
KäfigbereicherungenTwist 'n Rich10003949
Zellulosebasierte Bettung Alpha DriNC2193839
Expandiertes Polystyrol (Styropor)Fisher 22-130-407
FRERE-HauthakenFreerMI2152
Gillies Hauthaken halbscharfDTRGHB2001
Isofluran-Autofluss-AnästhesiemaschineE-Z Systems EZ-190F
Isofluran, USP Patterson Veterinary 1403-704-06
Jewelers Bipolar Forceps Anti-Haft, 11 cm, gerade spitze Spitze, 0,25 mm, SpitzendurchmesserASSI ASSI. BPNS11223
Mikro-Scheren-Bajonett-StilASSI ASSI. SNS21
Mikroskop (chirurgisch) Leica M525 F40
Mikrochirurgische Dumont #4 Zange Dumont Swiss hergestellt 1708-4TM-POAmbler Surgical 31-906
Mikrochirurgischer Nadelhalter ASSI B-14-8
Nasenkegel, 9 mm, Maus, Länge 2 cmVetEquip921609
Pentobarbital-Euthanasie-Fläschchen (390 mg/mL) 250 mLFatal Plus9373
Folie aus PlastikfoliePress 'n Seal Press'n-70-1-no3
Einwegnadeln, 30 gBD 14-821-13A
Beheizter Operationstisch für kleine Tiere (verstellbar)Peco Services Ltd  69023
Edelstahlklinge Nr. 11;Barde Parker371211
Sterile Handtuchabdeckung  Dynarex Corporation 4410
GewebeklebstoffVetbond 3MNC9259532
Wattestäbchen und Applikatoren mit HolzgriffFisher 22-363-157

Referenzen

  1. Johnson, G. J., Denning, S., Clark, S. L., Davidson, C. Pathophysiologic origins of brachial plexus injury. Obstet Gynecol. 136 (4), 725-730 (2020).
  2. Abzug, J. M., Mehlman, C. T., Ying, J. Assessment of current epidemiology and risk factors surrounding brachial plexus birth palsy. J Hand Surg Am. 44 (6), e1-e515 (2019).
  3. Foad, S. L., Mehlman, C. T., Ying, J. The epidemiology of neonatal brachial plexus palsy in the United States. J Bone Joint Surg Am. 90 (6), 1258-1264 (2008).
  4. Walsh, J. M., et al. Neonatal brachial plexus injury: Comparison of incidence and antecedents between 2 decades. Am J Obstet Gynecol. 204 (4), e1-e324 (2011).
  5. Pondaag, W., Malessy, M. J., van Dijk, J. G., Thomeer, R. T. Natural history of obstetric brachial plexus palsy: A systematic review. Dev Med Child Neurol. 46 (2), 138-144 (2004).
  6. Foad, S. L., Mehlman, C. T., Foad, M. B., Lippert, W. C. Prognosis following neonatal brachial plexus palsy: An evidence-based review. J Child Orthop. 3 (6), 459-463 (2009).
  7. Hoeksma, A. F., ter Steeg, A. M., Nelissen, R. G., van Ouwerkerk, W. J., Lankhorst, G. J., de Jong, B. A. Neurological recovery in obstetric brachial plexus injuries: An historical cohort study. Dev Med Child Neurol. 46 (2), 76-83 (2004).
  8. Pondaag, W., Malessy, M. J. The evidence for nerve repair in obstetric brachial plexus palsy revisited. Biomed Res Int. 2014, 434619(2014).
  9. Executive SHORT ABSTRACT: Neonatal brachial plexus palsy. Report of the American College of Obstetricians and Gynecologists Task Force on Neonatal Brachial Plexus Palsy. Obstet Gynecol. 123 (4), 902-904 (2014).
  10. Zlotolow, D. A., Chen, C. J., Crowe, C. S., Park, E., Kozin, S. H. A novel intraoperative classification for brachial plexus birth injury based on operative findings in 162 patients. J Hand Surg Eur Vol. , (2025).
  11. Smith, B. W., Daunter, A. K., Yang, L. J., Wilson, T. J. An update on the management of neonatal brachial plexus palsy-Replacing old paradigms: A review. JAMA Pediatr. 172 (6), 585-591 (2018).
  12. Bauer, A. S., et al. Microsurgery for brachial plexus injury before versus after 6 months of age: Results of the multicenter treatment and outcomes of brachial plexus injury (TOBI) study. J Bone Joint Surg Am. 102 (3), 194-204 (2020).
  13. Muhlestein, W. E., et al. Impact of timing of primary nerve surgery on shoulder, forearm, and elbow recovery in neonatal brachial plexus palsy. Neurosurgery. , (2023).
  14. Hulleberg, G., Elvrum, A. K., Brandal, M., Vik, T. Outcome in adolescence of brachial plexus birth palsy: 69 individuals re-examined after 10-20 years. Acta Orthop. 85 (6), 633-640 (2014).
  15. Sarac, C., et al. What range of motion is achieved 5 years after external rotationplasty of the shoulder in infants with an obstetric brachial plexus injury. Clin Orthop Relat Res. 478 (1), 114-123 (2020).
  16. Adidharma, W., et al. Shoulder release and tendon transfer following neonatal brachial plexus palsy: Gains, losses, and midline function. Plast Reconstr Surg. 146 (2), 321-331 (2020).
  17. Ruoff, J. M., van der Sluijs, J. A., van Ouwerkerk, W. J., Jaspers, R. T. Musculoskeletal growth in the upper arm in infants after obstetric brachial plexus lesions and its relation with residual muscle function. Dev Med Child Neurol. 54 (11), 1050-1056 (2012).
  18. Gosk, J., Wnukiewicz, W., Urban, M. The effect of perinatal brachial plexus lesion on upper limb development. BMC Musculoskelet Disord. 15, 116(2014).
  19. Vela, F. J., et al. Animal models used to study direct peripheral nerve repair: A systematic review. Neural Regen Res. 15 (3), 491-502 (2020).
  20. Nikolaou, S., Peterson, E., Kim, A., Wylie, C., Cornwall, R. Impaired growth of denervated muscle contributes to contracture formation following neonatal brachial plexus injury. J Bone Joint Surg Am. 93 (5), 461-470 (2011).
  21. Yang, J., et al. Development of a novel experimental rat model for brachial plexus avulsion injury. Neuroreport. 26 (9), 501-509 (2015).
  22. Spinner, R. J., et al. Model for avulsion injury in the rat brachial plexus using passive acceleration. Microsurgery. 20 (2), 94-97 (2000).
  23. Hayek, A., Kuehn, C. A method for preventing maternal cannibalism after neonatal rat surgery. Lab Anim Sci. 32 (2), 171-172 (1982).
  24. Libbin, R. M., Person, P. Neonatal rat surgery: Avoiding maternal cannibalism. Science. 206 (4414), 66(1979).
  25. Park, C. M., Clegg, K. E., Harvey-Clark, C. J., Hollenberg, M. J. Improved techniques for successful neonatal rat surgery. Lab Anim Sci. 42 (5), 508-513 (1992).
  26. Koplovitch, P., Minert, A., Devor, M. Spontaneous pain in partial nerve injury models of neuropathy and the role of nociceptive sensory cover. Exp Neurol. 236 (1), 103-111 (2012).
  27. Zeltser, R., Beilin, B. Z., Zaslansky, R., Seltzer, Z. Comparison of autotomy behavior induced in rats by various clinically-used neurectomy methods. Pain. 89 (1), 19-24 (2000).
  28. Griggs, R. B., Bardo, M. T., Taylor, B. K. Gabapentin alleviates affective pain after traumatic nerve injury. Neuroreport. 26 (9), 522-527 (2015).

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