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Methodenartikel

Traditionelle Morphhometrie erwachsener Mücken

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DOI:

10.3791/69556

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24. April 2026

 ,  , 
1Entomology and Nematology Department, Institute of Food and Agricultural Sciences, University of Florida, Gainesville

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine Methode zur Zerlegung und Messung wichtiger morphologischer Merkmale mittels einer Bildanalyse-Software zur Beurteilung der Fitness der Mücken.

Zusammenfassung

Mücken sind Hauptvektoren von Krankheitserregern, die die menschliche und tierische Gesundheit beeinflussen. Die Messung morphologischer Merkmale von Mücken ermöglicht es Forschern, die Auswirkungen von Behandlungen (z. B. Anwendung von Insektiziden, Transgenese) oder ökologischer Faktoren (z. B. Nährstoffstress, Lebensraumänderungen) auf die Fitness zu bewerten. Die Fitness bei Mückenarten wurde mit der vektoriellen Kapazität in Verbindung gebracht und beeinflusst somit direkt das Risiko der Übertragung durch vektorübertragene Krankheitserreger. Hier verwenden wir eine Bildanalyse-Software, um wichtige morphologische Merkmale von Mücken zu messen, die während der Mückenüberwachung gesammelt wurden, als Indikator für die Fitness.

Einleitung

Fitness stellt die Fähigkeit eines einzelnen Organismus dar, in seiner Umgebung zu überleben und sich fortzupflanzen. Unter idealen Bedingungen beinhaltet die Fitnessforschung die Bewertung von Umweltbelastungen für die gesamte Fortpflanzungskapazität. Die Messung der Fruchtbarkeit in ökologischen Studien ist jedoch oft schwierig oder sogar unmöglich, da das Alter der untersuchten Populationen nicht zuverlässig kontrolliert werden kann. Daher messen Ökologen funktionale Merkmale, darunter morphologische, physiologische und phänologische Merkmale, die nachweislich die Fitness eines Individuums beeinflussen oder repräsentieren 1,2. Solche Bewertungen sind besonders wertvoll, wenn Fitnessmetriken die Populationsdynamik und das Potenzial für eine Krankheitsübertragungbei Mücken informieren können.

Ungreife Mücken sind aquatisch, und verschiedene Gattungen und Arten zeigen unterschiedliche Lebensraumpräferenzen. Zum Beispiel ist Aedes aegypti, der weltweit wichtigste Dengue-Vektor, dafür bekannt, sich in einer Vielzahl von künstlichen Behältern wie Blumentöpfen, Dosen, Flaschendeckeln, Reifen und Dachrinnenzu entwickeln. Andererseits bevorzugen einige Arten, wie Aedes triseriatus, in natürlichen Lebensräumen wie Baumlöchern7 Eileger zu legen. Diese Variabilität in Entwicklungshabitaten führt zu einer Larvenexposition gegenüber verschiedenen Stressfaktoren, darunter Temperatur, Prädation und intra-spezifischer Ressourcenkonkurrenz, was die Fitness der entstehenden erwachsenen Tiere beeinflussen kann. So korreliert die Umwelttemperatur zwar positiv mit der Larvenentwicklungsrate, aber die Temperaturvariabilität während der Larvenentwicklung kann die Langlebigkeit und Fruchtbarkeit erwachsener Mücken negativ beeinflussen 8,9,10,11. Ebenso kann Ressourcenknappheit während der Entwicklung durch geringe Nahrungsverfügbarkeit oder hohe Larvenkonkurrenz zu kleineren Erwachsenen mit kürzerer Lebenserwartung führen:12, 13, 14.

Viele Faktoren, die das Fortpflanzungspotenzial der Mücken beeinflussen, beeinflussen ebenfalls ihre Fähigkeit, Krankheitserreger zu übertragen15. Mückenübertragene Krankheitserreger-Infektionen verursachen Fitnesskosten, da der Mückenvektor Ressourcen für die Resistenz gegen Infektionen bereitstellen muss, die nicht mehr für andere Funktionen zur Verfügung stehen 16,17,18,19. Größere und fittere Individuen haben gezeigt, dass sie während der Nahrungsaufnahme größere Mengen Nektar und Blut aufnehmen und Ressourcen effektiver binden als kleinere Individuen, was zu einer erhöhten Lebenserwartung und Fruchtbarkeitführt. Darüber hinaus sind diese Individuen tendenziell widerstandsfähiger gegen Krankheitserreger 21. Dies zeigt sich bei mehreren Arten in Studien zum Nahrungsstress und Larvenkonkurrenz. Aedes aegypti bot eine hohe Quantität und Qualität der Larvennahrung und zeigte geringere Verbreitungs- und Übertragungsraten für Zika- und Sindbis-Virus22,23. Ebenso waren Aedes triseriatus, die mit einer nährstoffarmen Ernährung aufgezogen wurden, anfälliger für das La-Crosse-Virus als ihre gut ernährten Gegenstücke24, und ein vergleichbares Muster wurde im Anopheles gambiae-Plasmodium falciparum-Infektionsmodell 25 berichtet. Erhöhte inter- und intraspezifische Larvenkonkurrenz bei Aedes aegypti und Aedes albopictus wurde ebenfalls mit einer höheren Anfälligkeit für das Denguevirus26 in Verbindung gebracht. Schließlich wurde gezeigt, dass Hitzestress die Übertragung des West-Nil-Virus bei Mitgliedern des Culex pipiens-Artenkomplexes 17 und die Malariaübertragung bei Anopheles stephensi27 erhöht.

Angesichts der Auswirkungen von Umweltfaktoren auf die Fitness der Mücken und die vektorielle Kapazität müssen Forscher die Fitness der während ökologischen Studien überwachten Populationen berücksichtigen. Mehrere Merkmale wurden als Hinweise auf die Fitness bei Mücken identifiziert und können daher in vergleichenden ökologischen Studien verwendet werden. Zahlreiche Studien haben gezeigt, dass die Flügellänge sowohl die Körpermasse als auch die Fruchtbarkeit vorhersagt 14,28,29,30,31. Andere Merkmale wie Beinlänge, Rüssellänge und Körperlänge haben ebenfalls mit der Fitness korreliert,32, 33, 34, 35. Historisch gesehen beinhalteten diese Methoden den Einsatz analoger Gitter-Objektträger und Messlinsen. Hochdetaillierte Bildaufnahme- und Analysesoftware bietet jedoch die Möglichkeit, Messungen von Merkmalen mit höherer Auflösung und größerer Reproduzierbarkeit zu erhalten. Hier skizzieren wir die Methodik zur Zerlegung und Messung wichtiger morphologischer Merkmale, die in unserem Labor für die Forschung an wilden Mücken verwendet werden, die im Rahmen ökologischer Studien mit Bildanalysesoftware gesammelt wurden, um hochpräzise Messungen zu erhalten.

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Protokoll

HINWEIS: Insekten sind von rechtlichen oder institutionellen Überprüfungsprüfungen ausgenommen. Daher ist für diese Art von Forschung keine Genehmigung erforderlich.

1. Mückendissektion und Bildgebung

  1. Einzelne wild gesammelte weibliche Mücken werden in eine 90-mm-Petrischale übertragen und unter ein Seziermikroskop mit Digitalkamera gelegt.
    HINWEIS: Dieses Protokoll kann sowohl für im Labor aufgezogene als auch für wild gesammelte Mücken verwendet werden. Jede bekannte Methode zur Mückensammlung kann mit dieser Sektionsmethode verwendet werden.
  2. Passen Sie die Vergrößerung je nach Art und einzelnes Insekt an und fokussieren Sie so, dass der gesamte Körper der Mücke sichtbar ist und den Großteil des Kamerafelds einnimmt.
  3. Mit einer Mikroschere werden folgende Gewebe/Anhängsel zerlegt (Abbildung 1): linkes Hinterbein an der Coxa, linker Flügel an der Basis des Jugums, linke Antenne am Antennifer und Rüssel am Clypeus
  4. Übertragen Sie die dissektionierten Gewebe auf einen mit doppelseitigem Klebeband montierten Objektträger.
  5. Nachdem die Gliedmaßen entfernt sind, wird der Rest des Mückenkörpers so angepasst, dass die linke Seite sichtbar ist. Falls nötig, können zusätzliche Gliedmaßen entfernt werden, damit die Mücke bündig mit der Petrischale sitzt. Mit der Kamera des Mikroskops wird ein Bild der linken Seite der Mücke aufgenommen.
  6. Ohne Vergrößerung oder Fokus zu verändern, entferne die Petrischale mit der Mücke und ersetze sie durch den Verglaser, der mit den dissektionierten Geweben (Antennen, Rüssel, Flügel und Hinterbein) montiert ist. Mit der Kamera des Mikroskops wird ein Bild des dissektionierten Gewebes aufgenommen.
  7. Ohne Vergrößerung oder Fokus zu verändern, entferne den mit Mückengewebe montierten Objektträger und ersetze ihn durch den Kalibrierungsobjektträger (Stufenmikrometer). Mit der Kamera des Mikroskops wird ein Bild des Kalibrierungsobjektträgers aufgenommen.
    HINWEIS: Die Analyse der aufgenommenen Bilder kann zu einem separaten Zeitpunkt als die Sektion erfolgen.

2. Messung des Mückenmerkmals

  1. Öffnen Sie die während der Mückendissektion gesammelten Bilder in der Bildanalysesoftware der Kamera. Wenn die Mikroskopkamera keine Bildanalyse-Software enthält, kann eine eigenständige Bildanalyse-Software wie ImageJ verwendet werden.
  2. Mit dem Messwerkzeug der Software, das auf Pixel eingestellt ist, misst man einen 1-mm-Schnitt der Kalibrierungsskala auf dem aufgenommenen Kalibrierungsdiabild. Notiert die Anzahl der Pixel pro Millimeter (px/mm) für Vergrößerung und Fokus dieses Bildes.
  3. Messungen der Mücke können nun durchgeführt werden. Beginnen Sie damit, die Länge (in Pixeln) des Mückenbrusts und des Abdomens im Seitenansichtsbild zu messen und zu dokumentieren. Die Thoraxlänge wird als Abstand zwischen dem vorderen Thorax und dem hinteren Teil des Scutellums gemessen, von der Seite aus betrachtet. Die Bauchlänge ist der Abstand vom vorderen Teil des Scutellums bis zum hinteren Teil des Bauches35. Es kann notwendig sein, ein Mehrpunkt-Messinstrument zu verwenden oder mehrere separate Messungen an Merkmalen mit Biegungen oder Gelenken durchzuführen.
  4. Anschließend werden die Mückenanhängsel vermessen. Beginnen Sie damit, die Längen (in Pixeln) der dissektionierten Antenne (Abstand zwischen dem Endsegment der Antennen und der Basis des Antennenleiters), der Flügel (Abstand zwischen dem axialen Schnitt und dem apikalen Rand), des Hinterbeins (Summe der Längen von Tibia und Oberschenkelknochen) und des Rüssels (Abstand zwischen der Basis des Clypeus und dem Abschluss des Labiums) zu messen.
  5. Teilen Sie die Pixelmessungen der gesammelten Merkmale durch die px/mm-Messung, die aus dem Kalibrierungsdiabild erhalten wird, um die Merkmalslängen in mm zu erhalten.

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Ergebnisse

Unser Labor verwendet die beschriebene Methodik in zwei laufenden ökologischen Studien, die die Auswirkungen von Lebensraumfragmentierung auf die Fitness der Mücken sowie die Auswirkungen sozioökonomischer und soziodemografischer Faktoren auf Mückenhäufigkeit, Vielfalt und Fitness untersuchen. Derzeit wurden in beiden Studien mehrere hundert Mücken analysiert. Nachfolgend sind repräsentative Daten aus einer der Habitatfragmentierungsstudien aufgeführt, einschließlich Messungen und Analys...

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Diskussion

Die hier beschriebene Methodik bietet eine Möglichkeit, morphologische Eigenschaften von Mücken als Indikator für die Fitness zu beurteilen. Solche Bewertungen werden häufig in ökologischer Forschung an Insekten, Vögeln, Reptilien und Pflanzen verwendet. Die Messung wichtiger morphologischer ...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Offenlegungen oder Interessenkonflikte offenzulegen.

Danksagungen

Diese Studie wurde teilweise durch das intramurale Forschungsprogramm des US-Landwirtschaftsministeriums, National Institute of Food and Agriculture, Hatch Regular #1024853, unterstützt. Die Ergebnisse und Schlussfolgerungen in dieser Publikation wurden vom US-Landwirtschaftsministerium nicht formell verbreitet und sollten nicht als Feststellung oder Politik einer Behörde ausgelegt werden.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
100mm PetrischaleFischer Scientific08-748C
Seziermikroskop mit montierter KameraAmScope oder ähnlichSM-4T-144S
Doppelseitiges Band3MNC0879005
Feine Spitzen-PinzetteAven Inc.18059USAGröße 4 oder 5, je nach Vorliebe
Bildanalyse-SoftwareAmScope oder ähnlichSM-4T-144SViele microscpe-montierte Kameras sind mit Bildanalysesoftware ausgestattet. Wenn keine verfügbar ist, können kostenlose Programme wie ImageJ verwendet werden.
Mikro-SchereWexler SurgicalSL2000.1
Objektträger mit dem MikroskopFischer Scientific12-544-4
Mikroskopstufen-KalibrierungsobjektträgerAmScope oder ähnlichA36CALM1

Referenzen

  1. Pistón, N., et al. Multidimensional ecological analyses demonstrate how interactions between functional traits shape fitness and life history strategies. J Ecol. 107 (5), 2317-2328 (2019).
  2. Laughlin, D. C., Gremer, J. R., Adler, P. B., Mitchell, R. M., Moore, M. M. The net effect of functional traits on fitness. Trends Ecol Evolut. 35 (11), 1037-1047 (2020).
  3. Chandrasegaran, K., Lahondère, C., Escobar, L. E., Vinauger, C. Linking mosquito ecology, traits, behavior, and disease transmission. Trends Parasitol. 36 (4), 393-403 (2020).
  4. Foote, R. H. Aedes aegypti (L.), the yellow fever mosquito. Its life history, bionomics, and structure. Science. 133 (3463), 1473-1474 (1961).
  5. Valença, M. A., Marteis, L. S., Steffler, L. M., Silva, A. M., Santos, R. L. C. Dynamics and characterization of Aedes aegypti (L.) (Diptera: Culicidae) key breeding sites. Neotropical Entomol. 42 (3), 311-316 (2013).
  6. Brady, O. J., Hay, S. I. The global expansion of dengue: how Aedes aegypti enabled the first pandemic arbovirus. Ann Rev Entomol. 65 (2020), 191-208 (2020).
  7. Barker, C. M., Paulson, S. L., Cantrell, S., Davis, B. S. Habitat preferences and phenology of Ochlerotatus triseriatus and Aedes albopictus (Diptera: Culicidae) in southwestern Virginia. J Med Entomol. 40 (4), 403-410 (2003).
  8. Couret, J., Dotson, E., Benedict, M. Q. Temperature, larval diet, and density effects on development rate and survival of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae). PLoS One. 9 (2), e87468(2014).
  9. Reinhold, J. M., Lazzari, C. R., Lahondère, C. Effects of the environmental temperature on Aedes aegypti and Aedes albopictus a review. Insects. 9 (4), 158(2018).
  10. Carrington, L. B., Seifert, S. N., Willits, N. H., Lambrechts, L., Scott, T. W. Large diurnal temperature fluctuations negatively influence Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) life-history traits. J Med Entomol. 50 (1), 43-51 (2013).
  11. Mordecai, E. A., et al. Thermal biology of mosquito-borne disease. Ecol Lett. 22 (10), 1690-1708 (2019).
  12. Price, D. P., Schilkey, F. D., Ulanov, A., Hansen, I. A. Small mosquitoes, large implications: crowding and starvation affects gene expression and nutrient accumulation in Aedes aegypti. Parasites Vectors. 8 (1), 252(2015).
  13. Huxley, P. J., Murray, K. A., Pawar, S., Cator, L. J. Competition and resource depletion shape the thermal response of population fitness in Aedes aegypti. Comm Biol. 5 (1), 66(2022).
  14. Briegel, H. Fecundity metabolism, and body size in Anopheles (Diptera: Culicidae), vectors of malaria. J Med Entomol. 27 (5), 839-850 (1990).
  15. Carvajal-Lago, L., Ruiz-López, M. J., Figuerola, J., Martínez-dela Puente, J. Implications of diet on mosquito life history traits and pathogen transmission. Environ Res. 195, 110893(2021).
  16. Hurd, H., Taylor, P. J., Adams, D., Underhill, A., Eggleston, P. Evaluating the costs of mosquito resistance to malaria parasites. Evolution. 59 (12), 2560-2572 (2005).
  17. Ciota, A. T., Ehrbar, D. J., Matacchiero, A. C., Van Slyke, G. A., Kramer, L. D. The evolution of virulence of West Nile virus in a mosquito vector: implications for arbovirus adaptation and evolution. BMC Evo Biol. 13 (1), 71(2013).
  18. Maciel-de-Freitas, R., Koella, J. C., Lourenço-de-Oliveira, R. Lower survival rate, longevity and fecundity of Aedes aegypti (Diptera: Culicidae) females orally challenged with dengue virus serotype 2. Trans Royal Soc Tropical Med Hygiene. 105 (8), 452-458 (2011).
  19. Delhaye, J., Aletti, C., Glaizot, O., Christe, P. Exposure of the mosquito vector Culex pipiens to the malaria parasite Plasmodium relictum: effect of infected blood intake on immune and antioxidant defences, fecundity and survival. Parasites Vectors. 9 (1), 616(2016).
  20. Takken, W., Klowden, M. J., Chambers, G. M. Articles: effect of body size on host seeking and blood meal utilization in Anopheles gambiae sensu stricto (Diptera: Culicidae): the disadvantage of being small. J Med Entomol. 35 (5), 639-645 (1998).
  21. Ponton, F., et al. Integrating nutrition and immunology: A new frontier. J Insect Physiol. 59 (2), 130-137 (2013).
  22. Paige, A. S., Bellamy, S. K., Alto, B. W., Dean, C. L., Yee, D. A. Linking nutrient stoichiometry to Zika virus transmission in a mosquito. Oecologia. 191 (1), 1-10 (2019).
  23. Muturi, E. J., Kim, C. H., Alto, B. W., Berenbaum, M. R., Schuler, M. A. Larval environmental stress alters Aedes aegypti competence for Sindbis virus. Trop Med Int Health. 16 (8), 955-964 (2011).
  24. Grimstad, P. R., Walker, E. D. Aedes triseriatus (Diptera: Culicidae) and La Crosse virus. IV. Nutritional deprivation of larvae affects the adult barriers to infection and transmission. J Med Entomol. 28 (3), 378-386 (1991).
  25. Vantaux, A., Ouattarra, I., Lefèvre, T., Dabiré, K. R. Effects of larvicidal and larval nutritional stresses on Anopheles gambiae development, survival and competence for Plasmodium falciparum. Parasites Vectors. 9 (1), 226(2016).
  26. Alto, B. W., Lounibos, L. P., Mores, C. N., Reiskind, M. H. Larval competition alters susceptibility of adult Aedes mosquitoes to dengue infection. Proc Royal Soc B Biol Sci. 275 (1633), 463-471 (2007).
  27. Lemos-Silva, T., De Neef, E., Valgaerts, Y., Simões, M. L. Fluctuating warm and humid conditions differentially impact immunity and development in the malaria vector Anopheles stephensi. Global Change Biol. 31 (8), e70382(2025).
  28. Koella, J. C., Lyimo, E. O. Variability in the relationship between weight and wing length of Anopheles gambiae (Diptera Culicidae). )J Med Entomol. 33 (2), 261-264 (1996).
  29. Packer, M. J., Corbet, P. S. Size variation and reproductive success of female Aedes punctor (Diptera: Culicidae). )Ecol Entomol. 14 (3), 297-309 (1989).
  30. Blackmore, M. S., Lord, C. C. The relationship between size and fecundity in Aedes albopictus. J Vector Ecol J Soc Vector Ecol. 25 (2), 212-217 (2000).
  31. Armbruster, P., Hutchinson, R. A. Pupal mass and wing length as indicators of fecundity in Aedes albopictus and Aedes geniculatus (Diptera: Culicidae). )J Med Entomol. 39 (4), 699-704 (2002).
  32. Wheeler, D., Wong, A., Ribeiro, J. M. C. Scaling of feeding and reproductive structures in the mosquito Aedes aegypti L (Diptera: Culicidae). J Kansas Entomol Soc. 66 (1), 121-124 (1993).
  33. Gunathilaka, N., Upulika, H., Udayanga, L., Amarasinghe, D. Effect of larval nutritional regimes on morphometry and vectorial capacity of Aedes aegypti for dengue transmission. BioMed Res Int. 2019 (1), 3607342(2019).
  34. Barr, J. S., et al. Temperature and age, individually and interactively, shape the size, weight, and body composition of adult female mosquitoes. J Insect Physiol. 148, 104525(2023).
  35. Yeap, H. L., Endersby, N. M., Johnson, P. H., Ritchie, S. A., Hoffmann, A. A. Body size and wing shape measurements as quality indicators of Aedes aegypti mosquitoes destined for field release. Am Soc Tropical Med Hygiene. 89 (1), 78-92 (2013).
  36. Nasci, R. S. Relationship of Wing Length to Adult Dry Weight in Several Mosquito Species (Diptera: Culicidae)). J Med Entomol. 27 (4), 716-719 (1990).
  37. Wall, R., Begon, M. Population density, phenotype and reproductive output in the grasshopper Chorthippus brunneus. Ecol Entomol. 12 (3), 331-339 (1987).
  38. Branson, D. H. Influence of individual body size on reproductive traits in melanopline grasshoppers (Orthoptera: Acrididae)). J Orthoptera Res. 17 (2), 259-263 (2008).
  39. Meza-Joya, F. L., Morgan-Richards, M., Trewick, S. A. Relationships among body size components of three flightless New Zealand grasshopper species (Orthoptera, Acrididae) and their ecological applications. J Orthoptera Res. 31 (1), 91-103 (2022).
  40. Swartz, T. M., Gleditsch, J. M., Behm, J. E. A functional trait approach reveals the effects of landscape context on ecosystem services provided by urban birds. Landscape Urban Planning. 234, 104724(2023).
  41. Patankar, S., Jambhekar, R., Suryawanshi, K. R., Nagendra, H. Which traits influence bird survival in the city. A review Land. 10 (2), 92(2021).
  42. Mondor, E. B., Messing, R. H. Direct vs. inclusive fitness in the evolution of aphid cornicle length. J Evo Biol. 20 (2), 807-812 (2007).

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