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Methodenartikel

Standardisierung des Ratten-intraluminalen MCAO-Modells: Ein detailliertes Protokoll mit Qualitätskontrollmaßnahmen

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DOI:

10.3791/69573

⸱

7. August 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, Xuanwu Hospital, Capital Medical University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll demonstriert eine optimierte 60-minütige Technik zur Okklusion der mittleren Gehirnarterie (MCAO) bei Ratten. Das Protokoll wird mit multimodalen Ansätzen validiert, erreicht eine Erfolgsrate von 87,5 % bei minimaler Sterblichkeit und liefert reproduzierbare Infarkt- und Verhaltensergebnisse für die Schlaganfallforschung.

Zusammenfassung

Das Modell der Ratten-Mittelarterie-Okklusion (MCAO) bleibt der Referenzstandard zur Aufklärung der ischämischen Schlaganfallpathophysiologie und zur Validierung neuroprotektiver Therapien. Subtile chirurgische Abweichungen können jedoch das Infarktvolumen und die Verhaltensergebnisse grundlegend verändern. Mit einem "visualisieren-dann-systematisieren"-Rahmen haben wir jeden Schritt der Modellentwicklung und -validierung erneut überprüft. Eine detaillierte fotografische Dokumentation wichtiger chirurgischer Orientierungspunkte und kritischer Schritte wurde durchgeführt, um die anatomische Ausrichtung und Filamentplatzierung zu standardisieren. Die 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)-Färbung wurde verwendet, um das Volumen und die Topologie der Infarkte bei 24 Stunden und 72 Stunden nach Reperfusion präzise abzubilden. Neurologische Defizite wurden mit den Zea-Longa-, Bederson- und modifizierten Garcia-Skalen bewertet. Vierundzwanzig männliche Sprague-Dawley-Ratten unterzogen sich einer 60-minütigen vorübergehenden MCAO; Infarktvolumen und neurologische Werte wurden bei 24 Stunden und 72 Stunden bewertet. Etwa 87,50 % der Tiere erreichten eine erfolgreiche Blockade des zerebralen Blutflusses (Zea-Longa ≥ 1 und eindeutiger TTC-definierter Infarkt), mit einer Gesamtsterblichkeit von 12,50 %, was die hohe Genauigkeit des Modells bestätigt. Dieses standardisierte Protokoll bietet eine technisch verfeinerte, reproduzierbare Grundlage für die präklinische Schlaganfallforschung und ermöglicht eine konsistenz zwischen Laboren in Studien zur Schlaganfallpathophysiologie und therapeutischen Interventionen.

Einleitung

Schlaganfall ist die zweithäufigste Todesursache und weltweit die dritthäufigste Ursache für Behinderung 1,2. Schlaganfall betrifft überproportional Länder mit niedrigem und mittlerem Einkommen, wo er im Durchschnitt 15 Jahre früher auftritt als in Ländern mit hohem Einkommen1. Die beiden Haupttypen sind ischämischer Schlaganfall (85 %) und intrazerebrale Blutungen (15 %)3. Der ischämische Schlaganfall, der die überwiegende Mehrheit der Schlaganfälle ausmacht, entsteht durch eine Blockade des zerebralen Blutflusses, was zu Zelltod und Hirninfarkt führt. Die ischämische Kaskade umfasst mehrere biochemische Ereignisse, darunter bedeutende prooxidative Prozesse 5,6.

Trotz umfangreicher präklinischer und klinischer Bemühungen haben nur wenige Therapien – insbesondere intravenöse Thrombolyse mit Gewebeplasminogenaktivator und mechanische Thrombektomie – sich als wirksam erwiesen, und diese Behandlungen sind durch enge therapeutische Zeitfenster und strenge Patientenauswahlkriterien begrenzt. Daher besteht ein dringender Bedarf, die zellulären und molekularen Mechanismen hinter ischämischer Verletzung, neurovaskulärer Reparatur und der Genesung nach einem Schlaganfall aufzuklären. Ein reproduzierbares, klinisch relevantes Tiermodell ist für dieses Ziel unverzichtbar.

Das Modell der mittleren cerebralen arterienokklusion (MCAO) wird weit verbreitet verwendet, um ischämischen Schlaganfall bei Nagetieren 7,8 zu untersuchen. Die intraluminale Filament-Okklusionsmethode ist eine der klassischsten und am weitesten verbreiteten MCAO-Techniken9. Diese Technik kann sowohl permanente als auch vorübergehende Verschlüsse modellieren, ohne eine Kraniektomie erforderlich zu machen. Eine neuere transfemorale Technik mit endovaskulären Drähten hat sich als vielversprechend für die Auslösung von vorübergehendem MCAO bei Ratten erwiesen und liefert konsistentere Ergebnisse10. Dieses Modell beinhaltet die Verschließung der mittleren Gehirnarterie, typischerweise unter Verwendung einer intraluminalen Filamenttechnik11. MCAO verursacht eine fokale zerebrale Hypoperfusion, die zu Ischämie und Reperfusionsverletzungführt.

Obwohl MCAO für die Untersuchung der Schlaganfallpathophysiologie und möglicher Behandlungen wertvoll ist, kann es variable Läsionenvolumen7 hervorbringen. Daher können Verbesserungen des MCAO-Modells – wie die Verfeinerung von Reperfusionstechniken, die Einführung standardisierter Betriebsprotokolle und die Entwicklung einheitlicher Bewertungskriterien – die Variabilität bei Infarktstandort und -volumen verringern und so dessen Nutzen in der ischämischen Schlaganfallforschung erhöhen.

Dieses Protokoll erfordert eine Lernkurve von etwa 10–15 Operationen, um konsistente Ergebnissezu erzielen. Die Erfolgsraten können je nach Bedienererfahrung und Rattenstamm14 variieren. Das Modell eignet sich zur Untersuchung eines akuten ischämischen Schlaganfalls, kann jedoch menschliche Begleiterkrankungen wie Bluthochdruck oder Diabetes15 nicht vollständig replizieren. Dementsprechend wollten wir ein optimiertes MCAO-Protokoll entwickeln und rigoros validieren, das darauf abzielt, die experimentelle Variabilität durch standardisierte Verfahren und strenge Qualitätskontrollmaßnahmen zu verringern. Vier komplementäre Innovationen wurden integriert, um doppelte Gewinne bei Standardisierung und Datenzuverlässigkeit zu erzielen: (1) Dual-Time-Point-Longitudinalbewertung – neurologische Werte von den Zea-Longa-, Bederson- und Modified Garcia-Skalen wurden parallel zu 2,3,5-Triphenyltetrazoliumchlorid (TTC)-abgeleiteten Infarktvolumen bei 24 und 72 Stunden nach der Reperfusion ermittelt, wobei die zeitliche Beziehung zwischen Ödemauflösung und funktioneller Erholung abgegrenzt wird; (2) Dreifache Kreuzvalidierung – verblindete, doppelte Prüferbewertung mit integrierter dreiskaliger Kalibrierung erhöhte die Sensitivität und Präzision der Verhaltensbewertung signifikant; (3) Ganzdurchschnitt von hypothermischer Schnellschnitt – ein Standardverfahren (SOP) der "90-Sekunden-Eisbad-Extraktion gefolgt von einstufigem 2-mm-koronalen Schneiden in vorgekühlten Formen" – wurde eingeführt, um Autolyse und menschliches Versagen zu minimieren und so hochpräzise volumetrische Messungen zu gewährleisten; (4) Ein integriertes Qualitätskontrollsystem – eine umfassende SOP über präoperatives Fasten, Anästhesietiefenkontrolle, präoperative Thermoregulation und Kreuzkontaminationsprävention – wurde entwickelt, um ein reproduzierbares und leicht übertragbares MCAO-Standardverfahren zu schaffen und eine solide Grundlage für interlaborative Konsistenz und Kreuzstudienvergleichbarkeit zu schaffen.

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Protokoll

Das Experiment wurde vom Institutional Animal Experiments and Experimental Animal Welfare Committee der Capital Medical University genehmigt und überwacht. Alle Protokolle entsprechen dem NIH-Leitfaden zur Pflege und Nutzung von Labortieren (NIH Publ. 80-23, 1996 Rev.), und sterile Ausrüstung sowie aseptische Techniken sind erforderlich.

1. Tierauswahl

  1. Verwenden Sie männliche Sprague-Dawley-Ratten (6–8 Wochen alt, 240–270 g schwer), die von einem zertifizierten Labortierlieferanten stammen (Lizenznummer SCXK (Peking) 2021-0011) zur Etablierung eines MCAO-Modells.
  2. Die Tiere konventionell mit ad libitum-Futter und Wasser zu beherbergen; alle Verfahren folgten dem Internationalen Ethikkodex.
  3. Verwenden Sie bei der Auswahl der Filamentgröße folgende Kriterien basierend auf dem Körpergewicht des Tieres, um eine konsistente Okklusion sicherzustellen:
    - 220–250 g: 0,33–0,35 mm Durchmesser
    - 250–280 g: 0,35–0,38 mm Durchmesser
    - 280–310 g: 0,38–0,40 mm Durchmesser
    HINWEIS: Diese Spezifikationen berücksichtigen altersbedingte Vergrößerungen des Gefäßdurchmessers und verringern die Häufigkeit von SAH oder unvollständiger Okklusion13.

2. Stichprobengröße

  1. Berechnen Sie die Stichprobengröße mit einer Stichprobengrößenberechnungssoftware. Basierend auf vorläufigen Daten, die ein erwartetes Infarktvolumen von 35 % ± 10 % (mittlere ± SD) in der MCAO-Gruppe gegenüber 0 % ± 2 % in der SHAM-Gruppe zeigen, wird eine Effektgröße (Cohens d) geschätzt. Für einen zweiseitigen Mann-Whitney-U-Test (nichtparametrische Alternative zum t-Test) mit α = 0,05 und Potenz (1-β) = 0,80 berechnen Sie eine minimale Stichprobengröße.
    HINWEIS: Die Effektgröße wurde auf 3,5 geschätzt und die Mindeststichprobengröße betrug 6 Tiere pro Gruppe.
  2. Um die erwartete Sterblichkeit (12,5 %) und die Ausschlussrate (5–10 %) zu berücksichtigen, werden 24 Ratten in der MCAO-Gruppe und 6 Ratten in der SAM-Gruppe aufgenommen, was für den primären Endpunkt (Infarktvolumen bei 24 Stunden) ausreichende Leistung (>0,90) bietet.

3. Einschluss- und Ausschlusskriterien

  1. Beziehen Sie die Tiere ein, wenn sie folgende Kriterien erfüllen: (1) männliche Sprague-Dawley-Ratten, 240–270 g, 6–8 Wochen alt; (2) Fehlen bereits vorhandener neurologischer Defizite (präoperativer neurologischer Wert = 0); (3) erfolgreiche Einleitung der Anästhesie ohne Komplikationen.
  2. Tiere werden von der Analyse ausgeschlossen, wenn sie zeigen: (1) Subarachnoidalblutungen (SAH), die bei der Obduktion erkennbar sind; (2) vorzeitiger Tod (<24 Stunden nach der Reperfusion), der nicht mit experimenteller Intervention zusammenhängt; (3) fehlgeschlagene Okklusion (neurologischer Wert = 0 und Fehlen eines vom TTC definierten Infarkts); (4) technisches chirurgisches Versagen (z. B. CCA-Ruptur).
    HINWEIS: Diese Kriterien wurden vor Beginn der Studie vorgegeben, um Selektionsverzerrung zu minimieren.
  3. Tierersatzpolitik: Ersetzen Sie nur Tiere, die aufgrund technischer chirurgischer Versagen oder intraoperativen Todes ausgeschlossen sind, um die statistische Stärke zu erhalten. Ersetzen Sie Tiere nicht durch erfolglose Modellierung (fehlgeschlagene Okklusion), sondern melden Sie sie als Teil der Erfolgsrateberechnung, um eine künstliche Verringerung der Variabilität zu vermeiden.

4. Vorchirurgische Vorbereitungen

  1. Bereite autoklavierte Werkzeuge, steriles Filament und ein drapiertes Feld vor.
  2. Routinemäßiges Fasten ist nicht erforderlich; Wenn nötig, begrenzen Sie die Fastendauer auf 2–4 Stunden. Führen Sie eine Anästhesie mit Isofluran (3–4 %) ein und halten Sie diese während des Eingriffs bei 1,5–2 % bei 30–40 % O₂. Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie durch den Verlust des Aufrichtreflexes und des Zehenkneifens.
  3. Halten Sie die Körpertemperatur bei 37 ± 0,5 °C mit einem rückkopplungsgesteuerten Heizkissen mit Rektaltemperaturüberwachung.
  4. Rasieren Sie Hals und Kopfhaut, reinigen Sie dann die Stelle mit Povidon-Jod, gefolgt von 70 % Ethanol.
  5. Verabreichen Sie Buprenorphin (0,05 mg/kg, subkutan) 30 Minuten vor der Operation und alle 12 Stunden postoperativ für 48 Stunden, oder Meloxicam (1 mg/kg, subkutan) einmal täglich für 3 Tage16. Schmerzen durch Überwachung des Pflegeverhaltens, der Haltung und der spontanen Aktivität zu beurteilen; Gewähren Sie zusätzliche Analgesie, falls die Anzeichen von Beschwerden bestehen.

5. Verschluss der MCA

  1. Stellen Sie die Ratte in dorsale Rückenlehnung und den Kopf sanft ausgestreckt, um den ventralen Hals freizulegen.
  2. Machen Sie mit einer Irisschere einen Halsschnitt in der Mitte (1,5–2,0 cm).
  3. Trennen Sie die Sternomastoideus- und Omohyoideus-Muskeln stumpf mit gebogener Pinzette, um die Bifurkation der linken gemeinsamen Halsschlagader (CCA) freizulegen.
  4. Ligate die äußere Halsschlagader (ECA) distal mit einer permanenten 4-0-Seidennaht und proximal mit einer temporären Ligatur. Erzeugen Sie mit der Mikroskopschere einen kleinen Schnitt zwischen den beiden ECA-Ligaturen.
  5. Temporäre Verschluss der CCA und der inneren Halsschlagader (ICA) mit mikrovaskulären Klemmen (60 g Druck).
  6. Führen Sie ein 4-0 silikonbeschichtetes Monofilament (0,35–0,40 mm Durchmesser) durch den ECA-Schnitt ein. Schieben Sie sie rückläufig in die CCA vor und leiten Sie sie dann über die CCA-Bifurkation hinaus in die ICA um.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Filament in Richtung Schädelbasis in die ICA eintritt, nicht in die Arterie pterygopalatina (PPA), die seitlich verzweigt. Tritt ein Widerstand bei <10 mm auf, ziehen Sie den Filament zurück, drehen Sie den Kopf des Tieres um 30° zur kontralateralen Seite und bewegen Sie sich zurück, um über den PPA-Ursprung hinaus umzuleiten.
  7. Schieben Sie das Filament 18–20 mm von der CCA-Bifurkation heraus, bis ein leichter Widerstand auf eine Verschluss des MCA-Ursprungs hinweist. Überprüfen Sie die Tiefe mit der vormarkierten Referenzlinie am Filament (2 mm proximal zum Silikonstopper positioniert), gemessen mit einem Bremssättel am ECA-Stumpfeinsatzpunkt. Löse die CCA-Klemme, sobald das Filament in Position ist.

6. Reperfusion

  1. Nach 60 Minuten Verschluss öffnen Sie den Schnitt wieder und lockern Sie die temporäre ECA-Ligatur.
  2. Ziehen Sie das Filament vorsichtig heraus, bis die Spitze den ECA-Stumpf überquert hat, wodurch die Durchblutung wiederhergestellt wird. Setzen Sie umgehend eine permanente Ligatur proximal zum Stumpf an, um Rückblutungen zu verhindern. Schließe die Wunde in Schichten.
  3. Bringen Sie die Ratte in einen erwärmten Erholungskäfig zur kontinuierlichen Überwachung.

7. Schein-Operation

  1. Bereiten Sie das Tier nach demselben oben beschriebenen Verfahren für MCAO vor (Fasten, Anästhesie, Temperaturkontrolle, sterile Draperung).
  2. Führen Sie wie oben oben eine Zervikalschnitt- und CCA-Bifurkationsexposition durch.
  3. Sezieren und legen Sie das Gefäß frei. Führe das Filament nicht ein.
  4. Die Arterien sollen offen bleiben; Keine zerebrale Ischämie induzieren.
  5. Schließen Sie den Schnitt nach 10 Minuten Belichtung schichtweise. Bringen Sie das Tier zur Überwachung in einen erwärmten Erholungskäfig.

8. Postoperative neurologische Scores

  1. Bewerten Sie 24 Stunden und 72 Stunden nach der Reperfusion, unmittelbar vor dem Opfer zur Infarktvolumenmessung.
  2. Gewöhne das Tier an einen ruhigen Raum, 25 °C für 30 Minuten.
  3. Lassen Sie zwei unabhängige Ermittler blind für die Gruppenzuweisung sein. Jeder Ermittler sollte die Ergebnisse auf separaten Blättern ohne Rücksprache erfassen; Jeder Unterschied zwischen den Bewertern ≥1 Punkt löst eine Neubewertung aus.
  4. Skalen (in der Reihenfolge der Verabreichung): Zea-Longa17 (Tabelle 1), Bederson18 (Tabelle 2) und modifizierte Garcia19 (Tabelle 3) Bewertung, basierend auf den neuesten veröffentlichten Protokollen für konsistente Kriterien.
  5. Verwenden Sie den Mittelwert der beiden Beobachter für die statistische Analyse. Schließen Sie Daten von Tieren aus, wenn sich die Mittelwerte um >10 % unterscheiden, und ersetzen Sie sie durch ein neues Subjekt.

9. Messung des Infarktvolumens im Gehirn

  1. Bei 24 und 72 Stunden nach der Reperfusion sollten Ratten mit 5 % Isofluran tief betäubt werden. Bestätigen Sie die tiefe Anästhesie durch Verlust des Aufrichtreflexes und der Zehenkneifreaktion sowie stabile Atmung, bevor Sie fortfahren.
  2. Entfernen Sie das Gehirn innerhalb von 90 Sekunden nach tiefer Narkosebestätigung, spülen Sie es mit eiskaltem PBS ab und schneiden Sie mit einer gekühlten Rattenhirnmatrix in 2 mm große koronale Scheiben. Beachten Sie beim Schneiden die folgenden Vorsichtsmaßnahmen
    1. Halten Sie das gesamte Verfahren auf Eis bei 0–4 °C; Entnehmen Sie das Gehirn innerhalb von 90 Sekunden und positionieren Sie es flach in einer vorgekühlten Matrix.
    2. Verwenden Sie eine scharfe Klinge, um einzelne, saubere Schnitte für präzise 2-mm-Koronalschnitte zu machen, wobei jede Scheibe in rostro-kaudaler Reihenfolge in eiskaltes PBS aufgenommen wird.
    3. Reinigen Sie die Matrix und die Klinge sofort mit 75 % Ethanol zwischen den Tieren, um Kreuzkontamination zu vermeiden.
  3. Nach dem Vorerwärmen von 2 % auf 37 °C, die Scheiben vollständig eintauchen und 20 Minuten im Dunkeln inkubieren, wobei Sie alle 5 Minuten sanft bei 20 Minuten wirbeln.
  4. Stoppen Sie die Reaktion umgehend, indem Sie dreimal mit 4 °C PBS spülen. Dann über Nacht 4 % Paraformaldehyd bei 4 °C fixieren.
  5. Bei 300 dpi fotografiere beide Seiten jedes Stücks einmal.
    1. Verwenden Sie eine feste Beleuchtung vor weißem Hintergrund, um Schatten und Reflexionen zu eliminieren.
    2. Legen Sie Scheiben flach und überlappen Sie sich und fügen Sie in jedem Rahmen eine Skalaleiste und ein ID-Etikett hinzu. Halte die Kamera senkrecht zu den Schnitten und halte die Brennweite sowie den Weißabgleich durchgehend konstant.
  6. Quantifizieren Sie das Infarktvolumen mit ImageJ.
    1. Importiere das 300-DPI-Bild (RGB-Format) und konvertiere in 8-Bit-Graustufen (Bild > Typ > 8-Bit).
    2. Wenden Sie Otsus Auto-Thresholding an (Bild > Anpassen > Auto-Schwellenwert > Otsu auswählen), um den Infarkt (weiß) vom lebensfähigen Gewebe (rot) zu trennen.
    3. Verwenden Sie das Freihand-Auswahlwerkzeug , um die ipsilaterale Hemisphärengrenze zu skizzieren.
    4. Messen Sie die Fläche (analysieren > messen) und notieren Sie die Pixelanzahl.
    5. Infarktvolumen berechnen: Σ (Infarktfläche × Schnittdicke [2 mm]) × (kontralaterales Hemisphärenvolumen/ipsilaterales Hemisphärenvolumen), ausgedrückt als Prozentsatz der kontralateralen Hemisphäre.

10. Statistische Analyse

  1. Präsentieren Sie die Daten als Mittelwert ± Standardabweichung (SD) oder Median [Interquartilbereich], je nach Anwand.
  2. Führen Sie Vergleiche zwischen Gruppen mit dem ungepaarten Student's t-Test oder dem Mann-Whitney U-Test für nicht-normalverteilte Daten durch.
  3. Setze die statistische Signifikanz auf P < 0,05. Führen Sie alle Analysen mit einer geeigneten Statistiksoftware durch.

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Ergebnisse

Die Tiere wurden entweder in 24 Stunden (n = 10) oder 72 Stunden (n = 10) Überlebensgruppen nach der Reperfusion für die terminale TTC-Färbung eingeteilt. Weitere 4 Ratten unterzogen sich MCAO, starben jedoch vor dem geplanten Endpunkt (Sterblichkeitsrate 12,5 %). Die SAM-Gruppe bestand aus n = 6. Somit betrug die Gesamtzahl der verwendeten Tiere 30 (24 MCAO + 6 SHAM).

Die Ratten unterzogen sich einer 60-minütigen MCAO, um eine zerebrale Ischämie auszulösen (<...

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Diskussion

Es ist wichtig klarzustellen, dass das Hauptziel dieser Studie die methodologische Standardisierung und nicht die biologische Entdeckung war. Die Entwicklung eines standardisierten MCAO-Protokolls ist entscheidend, um die Variabilität zwischen Laboren zu verringern und die Reproduzierbarkeit in der ischämischen Schlaganfallforschung zu verbessern. Dieses Protokoll erhöht die prozedurale Transparenz durch strenge Qualitätskontrollmaßnahmen und adressiert häufige technische Mängel in der M...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von der Beijing Natural Science Foundation (Nr. 7232269) und dem Beijing Traditional Chinese Medicine Science and Technology Development Fund Project (Nr. JJ-2023-93).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
2% TTC-FärbelösungBeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.T817025 g/Flasche, ≥98 % Reinheit
4% PFABeijing Solarbio Science & Technology Co., Ltd.P1110500 mL gebrauchsfertig
Resorbierbare NahtShandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.VCP345H5-0 Vicryl
Adson-PinzetteShanghai Jinzhong Surgical Instrument Co., Ltd.JD-110101×2 Zähne, 12 cm
Dumont-gekrümmte PinzetteShanghai Jinzhong Surgical Instrument Co., Ltd.JD-1105211 cm Länge, 0,05 mm feine Spitze
Feedback-WärmepadShenzhen Reward Life Science & Technology Co., Ltd.6900137 ± 0,3 °C geschlossener Kreislauf
ImageJNational Institutes of HealthVersion 1.53k
Iris-SchereShanghai Jinzhong Surgical Instrument Co., Ltd.JD-14060Gebogene Spitze, 10 cm
Mikrovaskuläre ClipsShenzhen Ruiwode Lift Technology Co.,Ltd.JD-160101,5 cm gebogener Clip
Nicht resorbierbare SeideShanghai Pudong Jin-Huan Medical Products Co., Ltd.S-23046-0 Schwarzer Seidenfaden
PASS-Software NCSS, LLC, Kaysville, UT, USAVersion 15.0 Stichprobengrößenberechnungssoftware 
RattenhirnmatrixShenzhen Ruiwode Lift Technology Co.,Ltd.686102 mm koronale Schlitze
Silikonbeschichtetes NylonfilamentShenzhen Ruiwode Lift Technology Co.,Ltd.60-12500,35 mm AU, 30 mm Silikonspitze, EO-steril
Kleintier-NarkosemaschineShenzhen Ruiwode Lift Technology Co.,Ltd.R500IEIsofluran-Verdampfer, Induktionskammer & Maske enthalten
SPSSIBM Corp., Armonk, NY, USAVersion 26.0 Statistische Analysesoftware
Vannas-Mikro-SchereShanghai Jinzhong Surgical Instrument Co., Ltd.JD-14058Gebogene Spitze, 8 cm

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