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Methodenartikel

Intravitale Zwei-Photonen-Bildgebung der Morphologie des berührungssensorischen Axons in der Maushaut

840 Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/69589

⸱

30. Dezember 2025

 ,  ,  , 
1Department of Pharmacology, Vanderbilt University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Diese Studie präsentiert einen in-vivo-Zwei-Photonen-Bildgebungsansatz zur Visualisierung der Strukturen von Axonterminals mit niedriger Schwelle von Mechanorezeptoren (LTMR) in der Vorderpfotenhaut von Mäusen. Durch wiederholte, hochauflösende Bildgebung einzelner Axone bietet diese Methode eine neue Grundlage, um die Struktur und Funktion des kutanen Sinneskreises während der Entwicklung und bei Erwachsenen zu untersuchen.

Zusammenfassung

Mechanorezeptoren mit niedriger Schwelle (LTMRs) sind somatosensorische Neuronen, die harmlose Lichtberührungsreize wie Vibration, Haarablenkung und Druck erkennen. Sie bilden subtypspezifische axonale Endpunkte in der Peripherie und projizieren Axone zentral zum Rückenmark, um taktile Informationen zu übertragen. Das aktuelle Verständnis der Entwicklung und Organisation von LTMR stammt aus festen Geweben, die die dynamischen und zeitlichen Prozesse der axonalen Verdrahtung und Umstrukturierung nicht offenbaren können. Hier wird eine Zwei-Photonen-Bildgebungsmethode präsentiert, um die LTMR-Axonmorphologie in der Vorderpfote der Maus während der Entwicklung und bei Erwachsenen zu visualisieren. Die Zwei-Photonen-Mikroskopie kann eine hochauflösende Bildgebung in intakter Haut erreichen, was wiederholte Bildgebung derselben Axonterminals über postnatale Zeitpunkte hinweg ermöglicht. Die Zwei-Photonen-Bildgebung kann mit neuen genetischen Werkzeugen der Maus kombiniert werden, um die Axonentwicklung mit Subtyp-Spezifität zu zeigen. Die chronische Bildgebung von LTMRs ermöglicht Untersuchungen der Schaltkreismontage und Reparatur nach einer Verletzung. Diese Ansätze bieten ein in-vivo-System , das neue Einblicke in die zellulären Mechanismen liefert, die die Entwicklung und Regeneration des somatosensorischen Axons regulieren.

Einleitung

Berührung ist der früheste Sinn, der sich entwickelt, und spielt eine zentrale Rolle dabei, wie Organismen die physische Welt erleben und darauf reagieren. Berührung wird von Mechanorezeptoren mit niedriger Schwelle (LTMRs) detektiert, die Untertypen der dorsalen Wurzelganglions (DRG)-Neuronen sind, die harmlose mechanische Reize wie Einkerbungen, Vibrationen und Haarablenkung 1,2 erkennen. LTMRs sind pseudounipolar und dehnen periphere Axone in das periphere Gewebe aus, um subtypspezifische Endpunkte zu bilden. Ihre zentralen Axone übermitteln taktile Informationen an das zentrale Nervensystem, indem sie synaptische Verbindungen zu Rückenmarksneuronenbilden 3. Wie Touch-Schaltkreise aufgebaut und gewartet werden, ist jedoch nur wenig verstanden.

Frühere grundlegende Studien an Katzen in den 1960er und 1970er Jahren identifizierten erstmals diese funktional unterschiedlichen Mechanorezeptoren und ihre Reaktionseigenschaften in behaarter Haut 4,5. LTMR-Subtypen werden nach ihrer einzigartigen Morphologie, Leitungsgeschwindigkeit und Antworteigenschaftenklassifiziert 2. Die wichtigsten LTMR-Subtypen sind Aβ schnell anpassende (RA) und langsam anpassende (SA) LTMRs, Aδ-LTMRs und C-LTMRs 2,6,7. Aβ RA-LTMRs, Aδ-LTMRs und C-LTMRs bilden longitudinale lanzettförmige Komplexe um Haarfollikel2. Aδ-LTMRs bilden polarisierte, lansettförmige Enden um Haarfollikel auf der Schwanzseite, ein Merkmal, das für ihre richtungsselektiven Reaktionen auf Haarablenkung7 unerlässlich ist. Axonale Endungen in den lansettförmigen Komplexen sind eng mit Haarschäften ausgerichtet und von fingerähnlichen Fortsätzen terminaler Schwann-Zellen umgeben, die trophische Unterstützung bieten und die axonale Morphogenesebeeinflussen 8,9,10. In glatter Haut enden Aβ RA-LTMRs Axone in Meissner-Korpuskeln, das sind eiförmige Strukturen, die sich in dermalen Papillen befinden und auf die Bewegung überdie Haut abgestimmt sind.

Die Organisation der LTMR-axonalen Endpunkte wird sowohl durch intrinsische Programme als auch durch hautabhängige Signale während der Entwicklunggeregelt 12,13. Bei einer Schädigung ist eine LTMR-Dysfunktion mit pathologischen Erkrankungen wie mechanischer Allodynie12,14 verbunden. Dennoch bleiben die Mechanismen für die Entwicklung und Erhaltung von LTMR in der intakten Haut unklar. Vieles, was über ihre Entwicklung bekannt ist, stammt aus fixierten Geweben, die die dynamischen Prozesse, die in vivo stattfinden könnten, nicht erfassen können. Beispielsweise zeigen Aβ RA-LTMRs und Aδ-LTMRs aktive Innervationen um Haarfollikel und axonale Beschneidungen während der frühen postnatalen Entwicklung19. Wie die Innervation und Pflege der Haarfollikel in vivo erreicht wird, ist unbekannt.

Die Zweiphotonen-Laserrastermikroskopie, eine fortschrittliche Bildgebungstechnik, die die Visualisierung fluoreszierend markierter Strukturen in lebenden Geweben ermöglicht, hat eine hochauflösende in vivo Bildgebung dynamischer physiologischer Prozesseermöglicht. Während der Zwei-Photonen-Bildgebung regen kurze Pulse nahe infraroten Lichts Fluorophore nur in der Brennebene an, wodurch das Signal auf ein kleines Volumen beschränkt und die unscharfe Fluoreszenz21,22 minimiert wird. Diese Einschließung reduziert die Phototoxizität erheblich und ermöglicht eine dreidimensionale, räumlich aufgelöste Bildgebung von Strukturen 20,23,24. Darüber hinaus streuen die längeren Anregungswellenlängen, die in der Zwei-Photonen-Mikroskopie verwendet werden, weniger im Gewebe, was eine tiefere Durchdringung und weniger Rauschen in komplexen Umgebungen ermöglicht. Zum Beispiel zeigte die Zweiphotonenbildgebung strukturelle synaptische Plastizität und neuronale Aktivitäten in Rückenmarks-Dorsalhorn-Neuronen 27,28,29. Darüber hinaus ergab die chronische in vivo Zweiphotonenbildgebung der Haarfollikel Einblicke in ihre Homöostase in der Mausohrhaut23. Daher eignet sich die Zwei-Photonen-Mikroskopie gut zur Untersuchung von LTMR-Strukturen in der Haut in vivo, insbesondere wenn wiederholte, langfristige Bildgebung erforderlich ist, um Entwicklungs- und chronische Veränderungen zu verfolgen.

In Kombination mit genetisch veränderten Mauslinien, die fluoreszierende Reporter exprimieren, kann die Zweiphotonenmikroskopie die neuronale Morphologieder Haut offenbaren. Im somatosensorischen System markiert das gelbe fluoreszierende Protein (YFP), das unter der Kontrolle des Thy1-Promotors (Thy1-YFP30) exprimiert wird, selektiv Aβ-LTMR-Lanzettkomplexe in behaarter Haut und Meissner-Korpuskeln in glatter Haut 30,31. Bei Thy1-YFP-Mäusen sind markierte Axone positiv für das myelinbasische Protein und Neurofilament, die Marker für myelinierte Aβ-Axone30,31 sind. Zusätzlich markiert TrkBCreER, bei dem die tamoxifeninduzierbare Cre-Rekombinase (CreER) durch die Expression des TrkB-Gens (Tropomyosinrezeptor-Kinase B) angetrieben wird, während der Entwicklung selektiv Aδ-LTMRs7. In der Haut ist die Zwei-Photonen-Mikroskopie am effektivsten für die Bildgebung von LTMRs bei narkosierten Mäusen, da die Bewegung der Maus die hochauflösende Bildaufnahme beeinträchtigen würde. Es dauert Zeit, fluoreszierende Proteine an den axonalen Endpunkten nach CreER-induzierter Expression sichtbar zu machen, und für jede transgene Linie muss die minimale Wartezeit bestimmt werden. Im Allgemeinen kann diese Methodik angewendet werden, um LTMRs bei Mäusen aller Entwicklungsstadien und bei Erwachsenen zu visualisieren.

Dieses Protokoll erklärt die Verfahren zur Verwendung der Zwei-Photonen-Mikroskopie, um die LTMR-Axonmorphologie in der behaarten und glatten Haut sich entwickelnder und erwachsener Mäuse in hoher Auflösung zu untersuchen. Das Protokoll enthält mehrere Tipps für optimale hochauflösende und chronische Bildgebung. Dieser integrative Ansatz ermöglicht die Untersuchung der zellulären Mechanismen, die die Assemblage und Plastizität von berührungssensorischen Axonen in vivo antreiben.

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Protokoll

Alle experimentellen Verfahren wurden in Übereinstimmung mit den institutionellen Tierpflegevorschriften durchgeführt und vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Vanderbilt University genehmigt. Zur Sicherheit der Experimentatoren wurden alle Verfahren mit Laborkitteln, sterilen Handschuhen und Masken durchgeführt. Alle Werkzeuge wurden vor der Anwendung gründlich sterilisiert, und alle Versuchsflächen wurden vor und nach jedem Experiment mit 70 % Ethanol gereinigt. Die in dieser Studie verwendeten Mäuse waren Jugendliche und erwachsene Tiere beider Geschlechter und stammten von Stämmen von Thy1-YFP, TrkBCreER und Ai140 ab. Die Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung der Instrumente

  1. Schalte den Laser ein. Gib dem Laser ausreichend Zeit, um sich aufzuwärmen. In dieser Arbeit wurde der Chameleon Discovery NX-Laser verwendet, der eine Pulsdauer von 100 Femtosekunden (fs) und eine Wiederholrate von 80 ± 0,5 Megahertz (MHz) hat.
  2. Schalten Sie das Zwei-Photonen-Mikroskop ein und öffnen Sie die Steuer- und Erfassungssoftware am Computer.
  3. Schalten Sie das Heizkissen ein und stellen Sie es auf 37 °C, um eine Unterkühlung während der Anästhesie zu verhindern.

2. Vorbereitung der Anästhesie und der Vorderpfote für die Bildgebung

  1. Um die Anästhesie einzuleiten, wird die Maus in die Induktionskammer gelegt und das System auf 3,5 % Isofluran eingestellt, bis die Maus ihren Aufrichtreflex verliert und eine gleichmäßige, regelmäßige Atmung zeigt (nach institutionell genehmigten Protokollen). Raumluft wird als Träger verwendet und sollte auf 1,0 Liter pro Minute (L/min) eingestellt werden.
  2. Stellen Sie die Maus auf das Heizkissen auf der Bildgebungsplattform und reduzieren Sie den Isoflurangehalt auf 1,5 % und den Sauerstoff auf 0,5 L/min. Isofluran sollte über den Nasenkegel verabreicht werden. Bei Mäusen, die jünger als den 20. Tag der Geburt sind, wird Isofluran auf 2–4 % eingestellt, um die Anästhesie aufrechtzuerhalten. Überwachen Sie die Anästhesietiefe alle 10 Minuten, indem Sie den Verlust der Pedal- und Palpebralreflexe, Atemfrequenz und -tiefe sowie den Gesamtmuskeltonus beurteilen.
  3. Um Bewegungsartefakte während der Bildgebung, einschließlich atmungsbezogener Bewegung, zu minimieren, sollte die Maus auf einer separaten Bühne von der Pfote platziert werden. Bei diesem Protokoll ruht der Mauskörper auf einer Plattform, die direkt angrenzt, aber nicht berührt, die Bildplattform berührt, auf der die Pfote montiert ist.
  4. Tragen Sie eine Augensalbe auf die Augen auf, um Trockenheit während der Bildgebenden vorzubeugen.
  5. Tragen Sie vorsichtig Enthaarungscreme mit einem Wattestäbchen auf die Pfote auf, um das Haar zu entfernen. Nachdem du es eine Minute auf der Haut gelassen hast, entferne die Creme und reinige dann die Mauspfote mit 70% Ethanol und Wasser.
  6. Dehnen Sie die Haut vorsichtig, um die Hautoberfläche zu stabilisieren. Mit einer sterilen 30-G-Nadel und schwarzer Tinte wird die Haut und das Tattoo vorsichtig mit zwei benachbarten Punkten auf jeder Seite des vorgesehenen Bildbereichs durchstechen. Stellen Sie sicher, dass die Punkte etwa 2 Millimeter (mm) auseinander liegen. Nach Abschluss des Tätowierens entsorgen Sie die Nadel ordnungsgemäß in einem scharfen Behälter.
  7. Auf einem Glasmikroskop-Objektträger werden vier Punkte Vakuumfett auf die Ecken gelegt und ein kleines Stück Ton (z. B. DAS Air-Hardening Modeling Clay) von etwa 1 mm Dicke in die Mitte des Objektträgers gelegt. Platzieren Sie den Schlitten unter die Objektivlinse und zentriere die Pfote der Maus direkt auf dem Stück Ton (Abbildung 1A,B). Rollen Sie vorsichtig die Pfote der Maus auf dem Schlitten, um sie zu flachen, und drücken Sie sie in den Ton. Legen Sie vorsichtig einen 22 mm x 60 mm großen Deckdeckel auf die Pfote, um den Schlitten zu sichern. Passen Sie den Winkel der Maushaut an, indem Sie leichten Druck auf jede Ecke des Deckblatts ausüben, bis die Oberfläche des Deckblatts und der Haut parallel zur Bildfläche sind. Sanfte Kraft während der Bildgebung hilft, mögliche Hautschäden zu verhindern.
  8. Um die glatte Haut zu fotografieren, legen Sie den Objektträger unter die Objektivlinse und zentriere die Mauspfote auf dem Objektträger, wie in Schritt 2.7 beschrieben. Mit einer Pinzette drehen Sie die Pfote so, dass die glatte Haut nach oben zeigt. Benutze das flache Ende der Pinzette, um die Pfote vorsichtig in den Ton zu drücken. Sobald die Pfote flach ist, legen Sie den Deckdeckel oben darauf und drücken Sie wie in Schritt 2.7 beschrieben nach unten.

3. Zweiphotonenmikroskop-Bildgebung der LTMR-Morphologie

HINWEIS: Die folgenden Parameter können je nach Experiment angepasst werden. Für dieses Experiment wurde ein 20-faches Wasserimmersionsobjektiv mit einer numerischen Apertur von 1 und einem Arbeitsabstand von 2,00 mm verwendet. Die Schritte 3.1-3.6 beschreiben die spezifischen Parameter für die rechte Vorderpfote der Thy1-YFP-Mäuse , die als Referenzanleitung dienen können.

  1. Geben Sie einen Tropfen destilliertes Wasser direkt über die Mauspfote auf den Deckdeckel.
  2. Senken Sie die Objektivlinse, bis eine Wassersäule entsteht.
  3. Sobald das Objektivobjektiv über der Mauspfote zentriert ist, schließen Sie die Mikroskopbox und verwenden Sie den LED-Bildschirm, um über die X -, Y- und Z-Controller auf die Probe zu fokussieren. Der LED-Bildschirm zeigt ein Live-Bild, das von der eingebauten LED des Mikroskops beleuchtet wird.
    HINWEIS: Der LED-Modus wird verwendet, um zu überprüfen, ob das Objektivobjektiv im Interessenfeld zentriert ist, bevor auf den Zwei-Photonen-Modus umgeschaltet wird. Das LED-Bild zeigt Oberflächenmerkmale wie Blutgefäße und Haarfollikel und dient als visueller Leitfaden für Ausrichtung und Zielsetzung. Die Tätowierungen auf der Mauspfote erscheinen als schwarze Flecken auf dem LED-Bildschirm. Mit diesen Orientierungspunkten finden und fokussieren Sie den Bereich zwischen den schwarzen Flecken. Dies stellt sicher, dass derselbe Bereich der Mauspfote wiederholt abgebildet wird.
  4. Sobald die Probe gefunden ist, schalten Sie den LED-Bildschirm aus. Um eine Zwei-Photonen-Bildgebung aus dem Gewebe durchzuführen, schalten Sie das Mikroskop von der Spiegel - auf die dichroische Einstellung, indem Sie einen Hebel auf der oberen rechten Seite des Mikroskops umdrehen.
  5. Schließen Sie die Verdunkelungsvorhänge und schalten Sie den Detektor ein, um YFP zu visualisieren.
  6. Mit Prairie View öffnen Sie den Verschluss und schalten Sie die Software in den Bildgebungsmodus. Für die Bildgebung von Thy1-YFP schalten Sie den abstellbaren Laser ein, der auf 960 Nanometer (nm) mit einer Verstärkung von 700–800 eingestellt ist. Bei der Bildgebung des GFP stellen Sie den abstimmbaren Laser auf 920 nm ein.
    1. Bei postnatalen Mäusen am 10. Tag oder jünger stellen Sie die anfängliche Laserleistung auf 50 ein, die bis zur gewünschten Signalintensität erhöht wird. Diese geringere anfängliche Laserleistung minimiert die Lichtdurchdringung und das Risiko von Fotoschäden. Nachdem die Laserwellenlänge, Verstärkung und Leistung eingestellt sind, beginnen Sie mit dem Scannen.
      HINWEIS: Für die Aufnahme eines hochauflösenden 1,00x Sichtfelds oder eines Bildes von Meissner-Korpuskeln in glatten Fingerspitzen wird empfohlen, eine Bildgröße von 1024 x 1024 mit einem Bildfeld von 601,9 μm x 601,9 μm und einer Pixelgröße von 0,588 μm x 0,588 μm zu verwenden. Für die Bildgebung lanzettförmiger Enden um Haarfollikel wird empfohlen, eine Bildgröße von 1024 x 1024 bei 8,00x Zoom, ein Bildfeld von 75,2 μm x 75,2 μm und eine Pixelgröße von 0,147 μm x 0,147 μm zu haben. Es ist wichtig zu beachten, dass sich das Bildsichtfeld und die Pixelgröße mit der Zoomeinstellung ändern.
  7. Verwenden Sie die X-, Y- und Z-Controller, um das Bildfeld zu finden, den Zoom bei Bedarf anzupassen und mit der Bildaufnahme zu beginnen. Ein optimales Bild wird typischerweise an einer Ausgangsposition etwa 10–20 μm unter der Hautoberfläche gewonnen.
    HINWEIS: Ein hochauflösendes Bild der behaarten Haut hat typischerweise eine Schrittweite von 1 μm oder 2 μm mit etwa 40–120 Schnitten. Ein hochauflösendes Bild der glatten Haut hingegen hat typischerweise eine Schrittweite von 2 μm bis 4 μm mit etwa 80–100 Schnitten. Dies ergibt einen typischen z-Bereich von 100–250 μm, und die maximale Bildtiefe beträgt etwa 300 μm.
  8. Die Bildgebungssitzung wird auf 25 Minuten begrenzt, um die Dauer der Isofluran-Exposition zu minimieren und das Risiko anästhesiebedingter Nebenwirkungen für das Tier zu verringern. Das zusätzliche Isofluran wird von einer Anästhesie-Kohlefilterdose aufgenommen, die im normalen Müll entsorgt werden kann.

4. Postoperative Versorgung

  1. Nimm die Mauspfote vom Glasschlitten und bring sie zurück in einen Rettungskäfig.
  2. Halten Sie den Mauskäfig auf einer Heizmatte warm, bis die Maus sich vollständig von der Narkose erholt hat.
  3. Setzen Sie die Maus zurück in ihren Stammkäfig und beobachten Sie sie weitere 30 Minuten, um sicherzustellen, dass sie sich in ihre Käfiggenossen integriert.

5. In vivo chronische Bildgeberung der LTMR-Morphologie

  1. Stellen Sie die Maus unter das Zwei-Photonen-Mikroskop, indem Sie die Schritte 2.4-3.3 befolgen.
  2. Mit Hilfe des LED-Bildschirms finden Sie die Tintenpunkte aus der vorherigen Bildaufnahme. Orientiere den Bildschirm zwischen den Punkten, um sicherzustellen, dass der gewünschte Bereich erfasst wird. Während des Scan-Modus am Mikroskop sollten Sie auf Orientierungspunkte wie große Nerven oder Haarfollikelmuster achten, um denselben Bereich zu lokalisieren.
  3. Sobald der Bildgebungsbereich gefunden ist, folgen Sie den Schritten 3.4-3.6, um die Bildaufnahme fortzusetzen.
  4. Überprüfen Sie die Qualität und Intensität der Bilder sowie die Morphologie der Hauptaxone, die durch Zwei-Photonen-Anregung des Hautbereichs erhalten werden. Stellen Sie sicher, dass die Bildfelder mit denen der vorherigen Bildaufnahme vergleichbar sind.

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Ergebnisse

In dieser Arbeit wurde die Zweiphotonenmikroskopie verwendet, um Aβ RA-LTMR- und Aδ-LTMR-axonale Strukturen in der Haut während der Entwicklung und bei Erwachsenen zu visualisieren. Ausgewachsene lanzettförmige Enden, die bei Mäusen etwa ab dem postnatalen Tag 20 und älter auftreten, sind vollständig entwickelt19,32. Die Gesamtorganisation der Axonendpunkte in der behaarten Haut erwachsener Mäuse wurde abgebildet, wie in der Maximalintensitätsprojektion gezeigt (...

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Diskussion

Diese Studie zeigt den Einsatz einer Zwei-Photonen-Mikroskopie zur Untersuchung der LTMR-Morphologie in der intakten Haut von Neugeborenen und erwachsenen Mäusen. Dieser longitudinale Bildgebungsansatz überwindet die Einschränkungen der Gewebefixation und ermöglicht eine Echtzeitbeobachtung axonaler Strukturen in intakten Geweben. Die Aβ RA-LTMR- und Aδ-LTMR-axonalen Morphologien, die durch Zwei-Photonen-Bildgebung visualisiert wurden, stimmen mit Beobachtungen früherer PFA-fixierter Gew...

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Offenlegungen

Die Autoren geben keine relevanten Offenlegungen an.

Danksagungen

Wir möchten Dr. Hannah Elam, Dr. Snighda Mukerjee, Rachelle Larivee und Dr. Tegy J. Vadakkan für ihre gesamte Unterstützung und Unterstützung während dieser Forschung danken. Wir danken Ryan Michael Nuera für die Hilfe bei der Einrichtung des Isofluran-Systems. Diese Arbeit wird vom Howard Hughes Medical Institute Hanna Gray Fellowship (Stipendium # GT17518) unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
20x Objektiv & Dash; Super NA 1.0Olympus1-U2B965Zwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
22x60 DeckdeckelVWR16004-330Zwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
Lufthärtender ModelliertonDASZwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
Anästhesieluftpumpe (HF), 110VRWD Life Science Inc.R510-30Isofluran-System
Anästhesie-Konzentrische MaskeRWD Life Science Inc.R510-MIsofluran-System
Anästhesie-Einleitungskammer – Maus und RatteRWD Life Science Inc.V105Isofluran-System
Bruker Ultima Investigator Plus Laser-RastermikroskopBruker Nano, Inc. Zwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
SchmetterlingsnadelnFisher Scientific1484041Zwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
Chameleon Discovery NX mit TPC: DualKohärent1385777Zwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
Kegelmaske mit Schläuchen für NeugeborenenmäuseRWD Life Science Inc.68680Isofluran-System
Dualemissionsfilter (et525/70m und et595/50m) und t565lpxr  Dichroischer StrahlteilerNikonINVP-01Zwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
Epi-Fluoreszenzfilter-Set ET-GFP ET470/40x und ET252/50m; dichroisches T495LPXR Nikon518065Zwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
EthanolDecon Laboratories Inc.Zwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
Ferninfrarot-Wärmepad mit Controller (Wechselstrom)Kent ScientificRT-0515Zwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
GaAsp-Detektoren (2) Hamamatsu Photonik HED-UP-2 Zwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
GasfilterbehälterRWD Life Science Inc.R510-31-6Isofluran-System
HochvakuumfettSigma AldrichZ273554Bildbildsystem
Isofluran, Alleinstellungsmerkmal (250 ml)Piramal Intensivmedizin6679-017-25Isofluran-System
Laser Cover Box Teco TechnologyBildbildsystem
Mäuse: B6.129S6(Cg)-Ntrk2tm3.1(cre/ERT2)Ddg/JJAX27214
Mäuse: B6. Cg-Igs7tm140.1(tetO-EGFP,CAG-tTA2)Hze/JJAX30220
Mäuse: B6. Cg-Tg(Thy1-YFP)16Jrs/JCharles River3709
Nair HaarentfernercremeAmazonas28001Zwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
RohdatendateienZenodo10.5281/zenodo.17370834
Starrer Ständer mit großem rechteckigen EinsatzhalterThorlabsMP15MZwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
Betriebsplattform für KleintieranästhesieRWD Life Science Inc.R510-PGLIsofluran-System
Soothe Lubricant AugensalbeBausch + LombZwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau
Superfrost Plus Mikroskop-ObjektträgerFisher Scientific12-550-15Zwei-Photonen-Mikroskop-Aufbau

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