Flexible elektromagnetische Spulen-Patch-verstärkte Heilung von volldicken Hautwunden bei Ratten

Chenxing Zhang; Jiahui Ma; Zhichao Ma; Guozhong Lyu

doi:10.3791/69605

Methodenartikel

Flexible elektromagnetische Spulen-Patch-verstärkte Heilung von volldicken Hautwunden bei Ratten

DOI:

10.3791/69605

⸱

27. Februar 2026

Chenxing Zhang^*¹ , Jiahui Ma^*¹ , Zhichao Ma¹ , Guozhong Lyu²

¹Wuxi School of Medicine, Jiangnan University, ²Engineering Research Center of the Ministry of Education for Wound Repair Technology, Jiangnan University, Affiliated Hospital of Jiangnan University

^* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Dieses Protokoll demonstriert eine Methode, um vollwertige, kreisförmige Hautwunden bei Ratten zu erzeugen und deren Heilung zu verbessern – mit einem flexiblen Kupfer-Coilpatch, der ein pulsierendes elektromagnetisches Feld liefert.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chronische und große Hautwunden stellen aufgrund verzögerter Heilung und hohem Infektionsrisiko erhebliche klinische Herausforderungen dar. Die gepulste elektromagnetische Feldtherapie (PEMF) ist ein nicht-invasiver Ansatz, der die Gewebereparatur fördern kann. Diese Studie beschreibt ein reproduzierbares rattengewickeltes Modellprotokoll, das ein flexibles gedrucktes Kupferspulen-Patch verwendet, das an einen maßgeschneiderten PCB-Controller angeschlossen ist, um eine lokale PEMF-Stimulation an vollmächtige dorsale Wunden zu liefern. Die kontralaterale Wunde diente als unbehandelte Kontrolle. Der Heilungsverlauf wurde durch regelmäßige Fotografie und Messungen des Wundbereichs bewertet. Das Protokoll bietet ein praktisches, anpassungsfähiges System zur Bewertung und Optimierung von PEMF-basierten Therapien in vivo über verschiedene Erkrankungen hinweg, mit Schwerpunkt auf lokaler Anwendung und Parameteranpassung für die regenerative Medizin. Die Parameterauswahl basierte auf einem orthogonalen CCK-8-Screening der Fibroblastproliferation, der 0,25–1,3 mT, 10–40 Hz und 30–90 Minuten pro Tag testete; Die Hauptwirkungsanalyse identifizierte 1,3 mT, 30 Hz und 60 Minuten pro Tag als optimale Werte, die für die In-vivo-Tests übernommen wurden.

Einleitung

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Chronische kutane Wunden (wie diabetische Geschwüre) sind ein wachsendes Gesundheitsproblem und führen oft zu eingeschränkter Heilung, Infektion oder Amputation¹. Traditionelle Behandlungen können langwierig und kostspielig sein, was das Interesse an ergänzenden Therapien weckt, die die Gewebereparatur beschleunigen^können. Die elektromagnetische Feldtherapie ist ein solcher Ansatz, der nicht-invasiv ist und sowohl in präklinischen als auch klinischen Umgebungen pro-heilende Effekte gezeigt^hat ^2,3,4,5. Gepulste elektromagnetische Felder (PEMFs) im extrem niedrigen Frequenzbereich (~1–100 Hz) können zelluläre Prozesse stimulieren, die für die Reparatur wichtig sind, einschließlich Angiogenese und Wachstumsfaktorfreisetzung ^2,6,7.

Zum Beispiel beschleunigte die PEMF-Exposition den Wundverschluss bei diabetischen und gesunden Nagetieren signifikant, indem sie den Fibroblastenwachstumsfaktor 2 (FGF-2) hochregulierte und die Angiogenese⁸ erhöhte. Ähnlich wurde im Modell der beeinträchtigten Heilung (z. B. diabetische Ratten) gezeigt, dass die PEMF-Behandlung die Heilungsraten verbessert und die Zugfestigkeit neu gebildeten^{Gewebes 9} erhöht. Klinisch wurde die PEMF-Therapie bei Patienten mit chronischen Wunden untersucht. Eine randomisierte Pilotstudie bei diabetischen Fußgeschwürpatienten berichtete über den verbesserten mikrozirkulatorischen Blutfluss und einen Trend zu schnellerem Wundverschluss bei PEMF-Exposition¹⁰. Im Allgemeinen hat PEMF auch bei anderen Wundtypen positive Effekte gezeigt, zum Beispiel wurde eine verbesserte Heilung bei Brandwunden beobachtet, die mit gepulsten Magnetfeldern^{behandelt wurden}. Diese Studien unterstreichen zusammen das Potenzial der elektromagnetischen Stimulation als komplementäre Therapie für die Wundversorgung 8,9,10,11.

Im Vergleich zu herkömmlichen kabelgebundenen Stimulatoren eliminiert die magnetische Aktivierung die Notwendigkeit transkutaner Steckverbinder und verringert das Risiko hardwarebedingter Komplikationen. Drahtlose Magnetsysteme haben in anderen Kontexten gewebespezifische Stimulation erreicht, zum Beispiel kann ein leitfähiger Nervenlenkkanal induzierte Mikroströme unter einem wechselnden Magnetfeld erzeugen, wobei die Stromamplitude indirekt durch die Feldparameter¹² bestimmt wird. Magnetische Strategien können auch die Gefäßbildung unterstützen – ein kritischer Engpass bei der Hautheilung –, da statische oder dynamische Magnetfelder, allein oder in Kombination mit magnetisch responsiven Biomaterialien, gezeigt wurden, dass sie das Endothelverhalten und die angiogene Signalübertragung^{modulieren 13}. Diese Präzedenzfälle motivierten unsere Entwicklung eines tragbaren Ansatzes: eines konformen, herausnehmbaren Coil-Patches, der PEMF am Wundbett konzentriert und gleichzeitig Nicht-Invasivität und externe Programmierbarkeit bewahrt^12,13. Im folgenden Protokoll beschreiben wir die Schritte zur Umsetzung dieser PEMF-Therapie in einem Ratten-Volldicke-Wundmodell, einschließlich Anwendung des Geräts, Stimulationsregime und Ergebnisbewertung.

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Protokoll

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Alle Tierverfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der Jiangnan Universität (JN. No2025-0630S0360-915[408]). Wir haben das Protokoll mit männlichen SD-Ratten (6-8 Wochen alt, ca. 200-250 g) umgesetzt. Vor den Experimenten wurden Ratten einzeln mit freiem Zugang zu Nahrung und Wasser untergebracht, die gemäß dem Leitfaden für die Pflege und Nutzung von Labortieren in einem 12-Stunden-Hell/Dunkel-Zyklus gehalten wurden.

1. Erzeugung von volldicken Exzisionswunden

Bereite das Tier- und Operationsfeld vor.
1. Anästhesie mit 3–4 % Isofluran in einer Induktionskammer induzieren. Nach dem Verlust des Aufrichtenden Reflexes wird die Anästhesie über den Nasenkegel bei ~2 % aufrechterhalten.
2. Legen Sie die Ratte in Bauchlage auf eine sterile chirurgische Oberfläche. Rasieren Sie den dorsalen Thoraxbereich (Schulterblätter bis zum mittleren Lumbalbereich, einschließlich Flanken) mit elektrischen Scheren.
3. HINWEIS: Entfernen Sie das Fell von mindestens 5 × 5 cm auf jeder Seite der Mittellinie, um einen klaren chirurgischen Zugang und das Einsetzen der Spirale zu ermöglichen.
4. Desinfizieren Sie die rasierte Stelle mit 70 % Ethanol, gefolgt von einer Iodophorlösung. Wiederhole das Ethanol/Jod-Scrub dreimal und beende mit Jod.
5. Decken Sie das Operationsfeld mit steriler Mullbinde ab, sodass nur die geplanten Wundstellen frei bleiben.
Erstelle beidseitige Exzisionswunden, vollwertige Exzisionswunden.
1. Ziehen Sie zwei Kreise mit 2 cm Durchmesser auf den Rückenflanken mit einem sterilen chirurgischen Marker um, wobei je einer auf jeder Seite der Mittellinie hinter den Vordergliedmaßen positioniert wird.
  HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass beide Kreise gleich groß und symmetrisch positioniert sind, um einen Vergleich innerhalb des Tieres^{zu ermöglichen 14,15}.
2. Schneiden Sie den markierten kreisförmigen Hautbereich mit steriler Schere oder einem Skalpell ab. Entfernen Sie die Epidermis, die Dermis und den Paniculus carnosus, um eine volldicke Wunde (~3,14 cm²) zu schaffen.
3. Erreichen Sie eine Hämostase, indem Sie sanften Druck mit steriler Mullbinde ausüben. Erzeugen Sie mit derselben Technik eine identische 2-cm-Wunde an der gegenseitlichen Flanke.
  HINWEIS: Das Wundbett sollte aus freiliegender Faszie oder Muskel bestehen, ohne Resthütte.
4. Geben Sie eine postoperative Analgesie unmittelbar nach der Wundentstehung (z. B. Lidocain 4 mg/kg subkutan).
Teile experimentelle Gruppen zu.
1. Verwenden Sie ein In-Subject-Design, bei dem eine Wunde eine PEMF-Behandlung erhält und die kontralaterale Wunde als Kontrolle dient.
2. Eine separate Kohorte empfängt ein Scheingerät (identische, nicht mit Strom versorgte Spule) zur Kontrolle der Gerätepräsenz.
3. Pflegen Sie unbehandelte oder Schein-behandelte Steuerungen, um elektromagnetische Effekte von Handhabungs- oder Verbandseffekten zu unterscheiden.

2. Anwendung des PEMF-Geräts

Verbinden Sie die Wunde und positionieren Sie die Spirale.
1. Bringen Sie steriles, dünnes Gaz oder halbdurchlässiges Material direkt über die Wunde, die für die PEMF-Behandlung vorgesehen ist. Sorgen Sie für eine vollständige Abdeckung des Wundbetts.
2. Positionieren Sie das flexible Kupferspulen-Pflaster über der verbundenen Wunde (Abbildung 1). Zentriere die Spule so, dass die Wicklung unter der Mitte der Spule liegt.
  HINWEIS: Der Spulendurchmesser (~5 cm) kann über die Wickelränder hinausgehen; Stellen Sie sicher, dass die Wunde innerhalb der effektiven Magnetfeldzone bleibt.
Sichern Sie die Spule.
1. Sichern Sie die Spirale mit medizinischem Klebeband, das sanft um den Oberkörper gewickelt ist. Halte einen engen Kontakt zwischen Spirale und Verband aufrecht, ohne den Thorax zu komprimieren.
2. Lege bei Bedarf einen flexiblen Aluminiumstreifen über die Spule, um die Position zu stabilisieren. Vermeiden Sie es, die Atmung oder den lokalen Blutfluss einzuschränken.
3. Führen Sie die Bleidrähte vom Körper weg (z. B. zum Kopf), um Verhedderungen zu verhindern.
Verabreiche PEMF-Stimulation.
1. Verbinden Sie die Spule mit dem PCB-Controller (Abbildung 2) und aktivieren Sie das Gerät. Stellen Sie die Stimulationsparameter auf eine Frequenz von 30 Hz und ~1,3 mT Magnetfeldstärke für 60 Minuten pro Tag ein.
2. Führen Sie jeden Tag zur gleichen Zeit (±1 Stunde) Stimulationssitzungen durch, um regelmäßige Intervalle einzuhalten.
  HINWEIS: Diese Parameter wurden auf Grundlage des orthogonalen CCK-8-Screenings ausgewählt (0,25–1,3 mT, 10–40 Hz, 30–90 Min/Tag, Tabelle 1), wobei 1,3 mT, 30 Hz und 60 Min/Tag als optimal identifiziert werden (Tabelle 2).
3. Legen Sie eine identische inaktive Spule für 1 Stunde über die Kontrollwicklung, um eine Scheinbehandlung zu gewährleisten. Markiere die Sham-Coil deutlich, um Verwechslungen zu vermeiden.
Entfernen Sie das Gerät und inspizieren Sie die Wunde.
1. Schalte den Controller nach 60 Minuten aus. Entfernen Sie die Spule und das Klebematerial vorsichtig.
2. Untersuchen Sie die Wunde auf Blutungen, Ödem oder Nebenwirkungen. Ersetzen Sie bei Bedarf die sterile Mullbinde.
  HINWEIS: Die Oberflächentemperatur der Spule bleibt während der 1-stündigen Stimulation nahe dem Umgebungsniveau; Es wurde keine signifikante Erwärmung beobachtet.
Leisten Sie Nachbehandlungspflege.
1. Setze ein elisabethanisches Halsband an, um Selbstverletzungen zu vermeiden. Sorgen Sie für eine richtige Passform, ohne die Atmung oder das Füttern zu beeinträchtigen.
2. Wickeln Sie leicht Mull um die Hinterbeine, um das Kratzen an dorsalen Wunden zu vermeiden.
3. Überwachen Sie die Ratte, bis sie vollständig von der Narkose erholt ist. Setzen Sie die Analgesie fort (z. B. Lidocain 4 mg/kg alle 12 Stunden für 2-3 Tage oder nach institutionellem Protokoll).
4. Wiederholen Sie die täglichen PEMF-Behandlungen während der gesamten Studiendauer (z. B. 14 Tage).

3. Wundüberwachung und Datenerhebung

Wundbilder aufnehmen.
1. Fotografieren Sie Wunden 0, 3, 7, 10 und 14 Tage nach der Verwundung. Betäuben Sie die Tiere, wenn nötig, leicht, um eine Bewegung zu verhindern.
2. Fügen Sie in jedem Bild eine Messskala hinzu und positionieren Sie die Kamera senkrecht zur Wunde in einem festen Abstand^{von 14,15}.
Misse die Wundfläche.
1. Kalibrieren Sie die Bildskala in ImageJ mit dem Referenzlineal. Verfolgen Sie die Wundränder, um die Fläche in mm² zu berechnen.
2. Erfassen Sie die Wundfläche zu jedem Zeitpunkt und berechnen Sie den prozentualen Wundverschluss relativ zum Ausgangswert.
3. Vergleichen Sie quantitativ PEMF-behandelte und kontrollierte Wunden.
Gewebeentnahme für die Histologie (optional).
1. Tiere am experimentellen Endpunkt nach IACUC-zugelassenen Verfahren einzuschläfern.
2. Wundgewebeproben entnehmen und Formalin für die histologische Verarbeitung fixieren.
3. Führen Sie Paraffin-Einbettung und Färbung durch (z. B. H&E, Masson's Trichrome), um Kollagenabscheidung, Re-Epithelialisierung und Angiogenese zu beurteilen^13,16.

4. Datenanalyse und -interpretation

Erzeugen Sie Wundverschlusskurven.
1. Plot Percentage der Wundschließung über die Zeit für jede Gruppe.
2. Berechnen Sie die Heilungsrate und die Zeit bis zu vordefinierten Verschlussschwellen.
Führen Sie statistische Analysen durch.
1. Sammeln Sie Wundflächendaten für alle Tiere und berechnen Sie den Mittelwert ± SD zu jedem Zeitpunkt.
2. Bestätigen Sie Normalität (Shapiro-Wilk-Test) und Varianzhomogenität (Levene-Test).
3. Analysieren Sie Unterschiede mit einer zweiseitigen ANOVA mit den Faktoren "Behandlung" und "Zeit". Führen Sie Tukeys Post-hoc-Tests durch, wenn eine signifikante Wechselwirkung festgestellt wird.
4. Definiere statistische Signifikanz als *p < 0,05 und **p < 0,01.

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Ergebnisse

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In diesem vollwertigen Rattenwundmodell führte die tägliche PEMF-Therapie mittels eines flexiblen Spiralpflasters zu einem deutlich schnelleren Wundverschluss im Vergleich zu Kontrollen. Um den Effekt rigoros zu bewerten, wurden die Ratten basierend auf dem im Protokollabschnitt beschriebenen experimentellen Design in drei Gruppen eingeteilt: eine Kontrollgruppe innerhalb des Subjekts (wobei jede Ratte eine mit PEMF behandelte Wunde und eine kontralaterale unbehandelte Wunde hatte, Daten...

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Diskussion

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Kritische Schritte umfassen das Erzeugen symmetrischer Wunden, die Sicherstellung, dass der Coil-Patch flach über einer sterilen Barriere ohne Lücken liegt, sowie die Aufrechterhaltung einer gleichmäßigen täglichen Exposition; Abweichungen können die Feldabgabe verringern und die Variabilität der Heilungsergebnisse erhöhen.

Diese Arbeit weist mehrere Einschränkungen auf, die bei der Interpretation der Ergebnisse und der Bewertung des translationalen Potenzials...

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Offenlegungen

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Die Autoren erklären, dass sie keine Interessenkonflikte oder finanziellen Interessen an den in dieser Studie verwendeten Produkten oder Geräten haben. Das beschriebene individuelle PEMF-Gerät dient Forschungszwecken und ist nicht kommerziell verbunden.

Danksagungen

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Wir danken Dr. Zhang für aufschlussreiche Diskussionen und Dr. Fu für die Unterstützung bei der Tierpflege und Histologie. Diese Arbeit wurde vom (2022YFC3006200) National Key R&D Program Chinas unterstützt. Die Autoren würdigen außerdem das Personal der Wuxi School of Medicine der Jiangnan University für ihre Unterstützung während der In-vivo-Experimente .

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
96-Well-Zellkulturplatten	BaiDi	H908002	Für den CCK-8-Test
ADHÄSIONSMIKROSKOP-OBJEKTTRÄGER	CITOTESTO	P/N.80312-3161	Ausrüstung für H& E/Masson-Färbung
Analgetikum (Lidocain-Hydrochlorid-Injektion)	HUAMU	70011657	Opioid-Analgetikum, 4 mg/kg (zur Schmerzkontrolle)
Anästhesiemaschine	Heckantrieb Life Science (Shenzhen, CN)	R520-Iso	Isofluran-Verdampfer mit Sauerstoffversorgung
Automatisierte immunhistochemische Färbemaschine	Leica	21.2201	Automatisierte immunhistochemische Färbung&NBSP;
Biopsie-Punch (20 mm)	Integra Miltex	#33-37	Kreisförmiger Hautstanz, 2 cm Durchmesser
Kamera, digital	Huawei Mate 70 Pro	N/A	≥ 12 MP für die Wundbildgebung
CD31-Antikörper	Abcam	ab182981	Endothelmarker für IHC (Abbildung 4B)
CD34-Antikörper	Abcam	ab81289	Endothelmarker für IHC (Abbildung 4B)
Zellzähl-Kit-8 (CCK-8)	Biosharp	BS350B	Verwendet für das In-vitro-PEMF-Parameterscreening (OD450)
Zellkulturschüssel (10 cm)	BaiDi	H802004	10 cm (100 mm) Gewebekulturschale für Fibroblastkultur
Zellkulturmedium (z. B. DMEM + FBS)	BaiDi	L100-500	Für die Fibroblastenkultur im CCK-8-Screening
CO2-Inkubator	Thermo	BB150-2TCS-L	Für die Fibroblastenkultur
Spule, flexibles Kupfer	Maßgefertigt (intern)	N/A	Spiraldruckspule (5 cm Durchmesser, Polyimid)
Steuerplatine (PEMF-Generator)	Sonderanfertigung (internes Design)	N/A	Custom PCB, treibt die Spule mit 30 Hz, ~1,3 mT
Elektrischer Haarschneider	Wahl oder Oster (Tierpflege)	Modell 9160	Tierpflege-Haarschneider zum Rasieren von Fell
Elisabethanisches Halsband (Nagetier)	MukeBio	MK-EC-01	Verhinderung von Wundstörungen
Einbettstation	Epredia HistoStar	A81000002	Verarbeitung für Histologie (falls durchgeführt)
Gesichtsmaske	Vedeng	V531596	Anästhesie aufrechterhalten
Fibroblasten (Zelllinie L929)	Procell	CL-0137	Zellen, die für das CCK-8-Proliferationsscreening verwendet werden
Finite-Elemente-Simulationssoftware (z. B. COMSOL Multiphysics)	COMSOL	CM010004	Magnetfeldsimulation (Abbildung 5B-C)
Flexible Aluminiumstreifenschiene	Deargo	1592	Unterstützung zur Verhinderung von Spulenverschiebung
Pinzette	Majestätisch	01625	Zum Umgang mit Haut und Verbänden während der Operation
Hämatoxylin & Eosin (H& E) Automatisches Färben und Versiegeln der Uni	DRS-Prisma-P+FILM	61770249	Verbrauchbar für routinemäßige histologische Färbungen
Bildanalyse-Software	Nationale Gesundheitsinstitute	Version 1.54	Für die Messung der Wundfläche (z. B. ImageJ)
Bildanalyse-Software	Nationale Gesundheitsinstitute	Version 1.54	Für die Messung der Wundfläche (z. B. ImageJ)
Induktionskammer	Heckantrieb Life Science (Shenzhen, CN)	802-00132-00	Isofluran-Anästhesie-Induktion
Infrarot-Wärmebildkamera	HIKMICRO	H11	Oberflächentemperatur der Überwachungsspule (Abbildung 5A)
Jod-Povidon-Desinfektionsmittel 10 %	HYNAUT	N/A	Hautantiseptikum (Iodophor)
Isoflurane	Heckantrieb Life Science (Shenzhen, CN)	20037015	Inhalationsanästhetikum (USP-Qualität)
Lidocain-Injektion 10 %	SANMA	N/A	Für postoperative Analgesie
Massons trichromes Flecken-Set	BASO	C250202	Verbrauchsmaterial für Kollagen-/ECM-Visualisierung
Medizinischer Hautmarker und Lineal	Tondaus	N/A	Schuppengröße in Wundfotos einbeziehen
Mikroplatten-Leser	Thermo	A51119500C	Für die OD450-Messung im CCK-8-Test
Mikrotome	Epredia HM 340E	23900670	Sektionierung für Histologie/IHC (falls durchgeführt)
Polyformaldehyd-Gewebefixativ	Share-Bio	SB-C009	Fixierung von Tiergewebeproben
Ratten-Häuskäfig	FengQiao	CP-JM	Standard-Ratten-Terrarien für Einzelunterkünfte.
Rats, Sprague Dawley (männlich, 6 Yards; 8 Wochen)	WeiJingyu SUZHOU	SCXK2024-0004	200– 250 g; einzeln untergebracht; IACUC-zugelassene Nutzung
Skalpell	Jinhuan	35W0602	Für die Entstehung exzisioneller Wunden
Semipermeable Filmverkleidung	ZD	Q20189	Alternative Wundbarriere
Statistische Analysesoftware (z. B. GraphPad Prism oder R)	Software Mackeiv	10.6.9(890)	Zwei-Wege-ANOVA und post-hoc Mehrfachvergleiche
Sterile Mullbinde	ZD	3141626	Wundverband/Schutzbarriere
Sterile chirurgische Vorhänge	ZD	V271617	Um das Operationsfeld nach der Hautvorbereitung zu drapieren
Chirurgische Schere	Majestätisch	01627	Für die Entstehung exzisioneller Wunden
Spritzen und Nadeln	MINANK	20193141643	Zur subkutanen Analgetikulation
Ganz-Dia-Scanner	3DHISTECH	N/A	Digitales Dia-Scannen

Referenzen

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PEMF Therapy Full Thickness Wounds Skin Wound Healing Rat Wound Model Fibroblast Proliferation Regenerative Medicine Wound Area Measurement Localized PEMF Stimulation Printed Copper Coil

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