Methodenartikel

Pflanzenbasierte in vivo Vermehrung entomopathogener Nematoden

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DOI:

10.3791/69678

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9. Januar 2026

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1US Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Vegetable Crops Research Unit, 2Department of Entomology, University of Wisconsin-Madison, 3US Department of Agriculture, Agricultural Research Service, Southeast Fruit and Tree Nut Research Unit

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir stellen zwei Methoden vor, mit denen Landwirte entomopathogene Nematoden massenhaft als Bioinsektizide vermehren können. Die erste Methode verwendet Polyacrylamidgel als Nematoden-Kultivierungssubstrat, während die zweite polymerbeschichtete Baumwolle als Kultivierungssubstrat verwendet. Beide Methoden basieren auf der in vivo Vermehrung von Nematoden in Insektenkadaver.

Zusammenfassung

Entomopathogene Nematoden (EPNs), die in vitro oder in vivo hergestellt werden, sind äußerst wirksame biologische Kontrollmittel für die Schädlingsbekämpfung von Insekten. Massenvermehrungssysteme in vivo führen zu hochwertigen Nematoden, sind jedoch oft arbeitsintensiver und/oder weniger kosteneffizient als kommerzielle In-vitro-Methoden . Die bisher beschriebenen Nematoden-Vermehrungssysteme für den Erzüchter sind im Allgemeinen unzuverlässig, da sie auf externe Quellen (Industrie oder akademische Labore) zur Kalibrierung des Impoculums angewiesen sind. Wir haben neuartige, auf Anbauer basierende Systeme entwickelt, bei denen Landwirte ihre eigenen Nematoden kontinuierlich produzieren können, nachdem sie Inokulum von etablierten EPN-Produktionslaboren bzw. -unternehmen erworben haben.

Hier stellen wir zwei Methoden vor, mit denen Landwirte EPNs massenhaft als Bioinsektizide vermehren können. Bei der ersten Methode verglichen wir die Produktion von Nematoden in vivo mit der Standard-White-Trap-Methode mit einem wachstumsorientierten Ansatz, bei dem Polyacrylamidgel als Nematodensubstrat diente. Die züchterorientierte Methode erzeugte mehr Nematoden als die Standardmethode bei der Kultivierung zweier häufig verfügbarer EPN-Arten (Steinernema carpocapsae und Heterorhabditis bacteriophora).

Bei der zweiten Methode wurden zwei einheimische Nematodenarten (Oscheius onirici und Heterorhabditis georgiana) in lebenden Käferlarven (Tenebrio molitor) massenhaft vermehrt, die zwischen zwei Schichten einer polymerbeschichteten Baumwollwolle eingebettet waren. Beim Ernten der herauskommenden Nematoden aus der Wolldoppelschicht wurde eine systematische Bewässerung eines Tabletts verwendet, wodurch eine Nematodenschlamm entstand, die für die Feldanwendung bereit war. Diese auf Anbauer ausgerichteten Systeme bieten Potenzial für eine breite Akzeptanz durch landwirtschaftliche Akteure, da die Ansätze technisch einfach und skalierbar für diejenigen sind, die zugängliche, zuverlässige Methoden zur Produktion von Nematoden suchen. Indem sie den Landwirten die Möglichkeit bieten, eigene Schädlingsbekämpfungswerkzeuge zu entwickeln, sollten diese Methoden für US-Farmen mehr Unabhängigkeit und Rentabilität fördern.

Einleitung

Entomopathogene Nematoden (EPNs), die üblicherweise durch Arten von Steinernema und Heterorhabditis vertreten sind, werden seitvielen Jahren als wirksame biologische Kontrollmittel gegen bodenbedingte Schädlinge verwendet. EPNs suchen im Boden nach Insektenwirten, und wenn ein Nematode einen geeigneten Wirt findet, dringt er in den Körper des Insekts ein und setzt symbiotische Bakterien ein, um dasInsekt 2 zu töten. Diese symbiotischen Bakterien fressen den Wirt, vermehren sich im Kadaver und werden zur Hauptnahrungsquelle für dieNematoden. Letztlich tauchen nach mehreren Generationen von Nematoden im Wirtskadaver die infektiösen juvenilen Nematoden (IJs) auf, um neue Insektenwirte zu suchen. In diesem Stadium können die Nematoden geerntet und als Bioinsektizid zum Pflanzenschutz eingesetzt werden. Landwirte (und andere landwirtschaftliche Akteure) können Formulierungen solcher nützlichen Nematoden erwerben, aber selten können Landwirte eigene Nematoden für Schädlingsbekämpfungsprogramme züchten.

Die Kultivierung und Ernte von Nematoden mit typischen Produktionsmethoden kann ziemlich schwierig sein. Die Kleinproduktion von EPNs basiert oft auf in-vivo-Methoden , während in größerem Maßstab in vitro verwendetwird. Die meisten In-vitro-Methoden verwenden Homogenate von tierischen Nebenprodukten als Nahrung für die Nematoden und umgehen so den Umgang mit Insekten. Wenig überraschend kann die Produktion in vivo herausfordernd und teuer sein, da sie lebende Insektenwirte impft, oft mit der White Trap-Methode5 mit entweder Galleria mellonella L. ("Wachswürmern") oder Tenebrio molitor L. ("Mehlwürmer"). Die Kultivierung von Nematoden in Insektenwirten erhöht nicht nur die hohen Kosten für lebende Insekten, sondern auch die Arbeitsaufwand, die mit der Handhabung verbunden ist.

Während sich EPNs in ihren Insektenwirten entwickeln, zeigen die Kadaver charakteristische Anzeichen einer Infektion, die der EPN-Gattung entspricht, die sieinfiziert 6. Die Kadaver können dann auf eine feuchte Oberfläche in einer Aufbewahrungsschale platziert werden, die in einer größeren, mit Wasser gefüllten Schale7 platziert wurde. Wenn die Nematoden ihren Lebenszyklus im Wirtskadaver abgeschlossen haben, verlassen die IJs den Kadaver und werden gesammelt, typischerweise durch sanfte Bewässerung mit Wasser, und dann in verschiedenen Medien aufbewahrt, darunter inerte Substrate wie Gele (Abbildung 1), Sägemehl oder Vermiculit8. Die In-vivo-Produktion spiegelt im Allgemeinen einen geringen Skalenvorteil aufgrund von Arbeits- und Insektenkostenwider: 7,9.

Die In-vitro-Produktion basiert auf der Aufzucht von EPNs auf künstlichen Medien, die monoxene Kulturen von EPNs und ihren symbiotischen Bakterien Photorhabdus (für Heterorhabditis) und Xenorhabdus (für Steinernema) enthalten. Diese Methode erfordert fortgeschrittenes Fachwissen und erhebliche Investitionen für die Materialien und Instrumente, die mit einer Hochdurchsatz-Fermentationverbunden sind. Daher ist eine zuverlässige In-vitro-EPN-Produktion für viele landwirtschaftliche Betriebe wahrscheinlich zu teuer.

Für Landwirte und andere landwirtschaftliche Akteure können die technischen Herausforderungen im Zusammenhang mit In-vitro-Techniken durch verbesserte In-vivo-Methoden umgangen werden, insbesondere durch verbesserte Insektenaufzucht12 in Kombination mit automatisierter Nematodenimpfung und Ernte 7,13. Solche In-vivo-Methoden können deutlich effizienter werden, da sie die EPN-Impfung, -produktion und -lagerung optimieren 7,14,15,16. Darüber hinaus kann die In-vivo-Produktion auf die Bedürfnisse der Endverbraucher zugeschnitten werden, indem die EPN-Produktion durch die Landwirte selbst ermöglichtwird 17. Ein grundlegender Nachteil dieser Methode ist, dass das Nematodeninokulum für jede Produktionsrunde aus einer kommerziellen oder öffentlich finanzierten Quelleneu an die Erzeuger geliefert werden muss, wodurch der Erzeuger dauerhaft von der extern bereitgestellten Inokulumquelle abhängig ist. Daher war für die Erzeuger eine nachhaltige, langfristige EPN-Produktionsmethode erforderlich. Die daraus resultierenden nachhaltigen Methoden werden in diesem Artikel vorgestellt.

Um diese Ansätze zu erforschen, haben wir zwei verschiedene In-vivo-Produktionsmethoden eingeführt. Bei der ersten Methode verglichen wir die In-vivo-Produktion aus dem Standard-White-Trap-Ansatz mit der neuartigen, züchterorientierten Methode. Das Ergebnis ist ein relativ einfacher, kostengünstiger Ansatz für die EPN-Produktion, der nachhaltig und leicht an verschiedene EPN-Arten9 anpassbar ist. Einer der Hauptvorteile dieser Methode ist, dass eine kleine Teilmenge der in jeder 'Charge' erzeugten EPNs verwendet werden kann, um Insektenwirte für nachfolgende Chargen zu impfen. Somit wird das externe Ausgangsmaterial nicht mehr benötigt, sobald einem Erzeuger das erste EPN-Inokulum verabreicht wurde. Dieser Prozess reagiert auf die kontinuierliche Nutzung durch den Erzeuger.

Ein ähnlich kostengünstiger/niedriger Ansatz zur Nematodenvermehrung wurde parallel entwickelt und konzentriert sich hauptsächlich auf die Biokontrolle von Cranberry-Schädlingen in Wisconsin, USA. Kürzlich wurden zwei Nematodenstämme der Art, Oscheius onirici (Nematoda: Rhabditidae) und Heterorhabditis georgiana (Nematoda: Rhabditidae), in den sauren Torflandschaften Zentral-Wisconsinsentdeckt und wiederholt in Feldstudiengetestet 18,19. Diese Arten sind einheimisch und haben sich als hoch virulent gegen historisch problematische Insektenschädlingeerwiesen 18,19,20. Daher sind viele Landwirte daran interessiert, diese Nematoden als Biokontrollmittel gegen Pflanzenschädlinge (Sparganothis, Fruchtwurm und rotköpfiger Flohkäfer) einzusetzen. Die Nematoden können in vivo massenhaft mit Käferlarven (Tenebrio molitor) vermehrt werden, die in feuchte, gut belüftete Schichten einer polymerbeschichteten Baumwollwolle (d. h. 'Pferdegaze') eingebettet sind. Wichtig ist, dass die Fasern benetzbar, aber dennoch steif genug sind, um die Dicke der Mullbinde nach dem Zufügen von Wasser zu erhalten. Dadurch komprimieren sich die Doppelschichten der Mullbinde nicht, wenn sie feucht sind, was eine bessere Luftzirkulation und eine bessere Überlebensfähigkeit der Nematoden ermöglicht. Das Doppelschicht-Gazesystem simuliert die Porenräume im feuchten Boden besser und eignet sich für die Lagerung von Nematoden, sobald die IJs hervorgekommen sind. Die Entnahme von IJs aus der Gauze-Doppelschicht erfolgt problemlos durch systematische Bewässerung des Gazes und die Sammlung des nematodenreichen Slurry.

Protokoll

1. Erhalt der ersten Impfung und grundlegenden Verfahren

HINWEIS: Die Massenproduktion der züchterbasierten Methoden basiert auf infizierten Insektenwirten. Bei der ersten Methode werden nach der Produktion des ersten Impokuls keine wässrigen Nematodensuspensionen mehr benötigt, um neue Wirte zu infizieren.

  1. Um das erste Inokulum zu beginnen, erhalten Sie die gewünschten EPN-Arten. Verwenden Sie das infektiöse Juvenilstadium (IJ) von Steinernema carpocapsae (alle Stämme) und Heterorhabditis bacteriophora (VS-Stamm).
  2. Mit IJs infizieren Sie G . mellonella-Larven im letzten Stadium mit der White-Trap-Methode7.
  3. Inokulieren Sie lebende 50 G. mellonella-Larven mit IJs (100 IJs/Insekt) von S. carpocapsae oder H. bacteriophora in Petriplatten (90 mm), die mit Filterpapier ausgelegt sind. Halten Sie die geimpften Insekten bei 25 °C, bis die IJs kurz vor dem Aufkommen sind (5-7 Tage bei S. carpocapsae, 7-10 Tage bei H. bacteriophora).
  4. Fahren Sie mit dem kontinuierlichen, erzeugerbasierten Produktionsprozessfort 9.
    1. Für eine Massenimpfung wird ein infizierter Kadaver (z. B. infiziert mit S. carpocapsae oder H. bacteriophora) zusammen mit 50 lebenden G. mellonella-Larven in einen Plastikbehälter (5,7–14,2 L-Behälter) gelegt, der mit einem feuchten Küchenpapier ausgelegt ist und bei 25 °C gehalten wird.
    2. Nach 72 Stunden entfernen Sie Kadaver, die keine entsprechenden Farbveränderungen zeigen (beige/braun bei Steinernema; rot/orange bei Heterorhabditis), aus dem Behälter, um eine Kontamination zu vermeiden.
    3. Bringen Sie die Leichen in Behälter mit Polyacrylamid-Gelpulver in klaren Kunststoffbehältern und befeuchten Sie sie mit Wasser (20 ml/trockenes Gramm Gel). Legen Sie die Kadaver auf ein Nylon-Gitter (2 mm × 2 mm Porengröße), um sie vom Gel7 zu trennen.
    4. Ernte die IJs von den infizierten Wirten (die auf dem Bildschirm oben auf dem Gel bleiben). Die Ernte wird in das Gel weitergeführt, bis ~5–7 Tage nachdem die IJs zu wachsen beginnen; entfernen und entsorgen Sie die erschöpften Kadaver (die Ernte der IJs sollte fortgesetzt werden, bis die IJs erheblich abgenommen haben, meist etwa 5-7 Tage).
      HINWEIS: In das Gel geerntete IJs können verwendet werden, um Inokulum für eine weitere EPN-Produktionsrunde zu starten, direkt für die Anwendung verwendet oder unter Kühlung gelagert werden, um später mehrere Wochen bis Monate zu verwenden, ohne Verlust der Viabilität oder sogar 3–6 Monate zur erneuten Impfung.
  5. Um Inokulum für weitere Produktionsrunden zu entwickeln, setzen Sie gesunde G. mellonella-Larven IJs im Gel in Petrischalen (90 mm) aus. Anschließend werden diese neu infizierten Wirte verwendet, um die nächste Gruppe von G. mellonella-Larven zu inokulieren (wie oben in den Schritten 1.2 und 1.3 erwähnt).
  6. Für EPN-Anwendungen spülen Sie IJs, die in das Gel eingedrungen sind, mit Leitungswasser oder Sieben (Porengröße < 0,3 cm) aus. Alternativ können Sie EPNs direkt im Gel auf kleine Arenen auftragen, ohne abzuspülen.
    HINWEIS: EPNs können in wässrigen Suspensionen verwendet und nach Standardanbaumethoden (Sprühgeräte, Bewässerung usw.) angewendet werden.7. Das Gel kann mehrere Wochen unter Kühlung gelagert werden, wobei die EPN-Wirksamkeit leicht verringert ist, während es bei Raumtemperatur nicht länger als zwei Wochen gelagert werden kann. Unter Kühlung kann das Gel monatelang gelagert werden (die genauen Zeiten variieren je nach EPN-Art).

2. Steinernema-Carpocapsae-Experiment

HINWEIS: Ziel dieser Studie war es, die IJ-Produktion im Vergleich zum Standard-White-Trap-Ansatz durch variierende Arenagröße zu validieren.

  1. Richte das Experiment so auf, dass es aus fünf Behandlungen mit unterschiedlichen Leichendichten besteht, die von 5 bis 50 Wirten pro Arena reichen.
    1. T1: Kontrolle: Setzen Sie 5 Leichen in weiße Fallen mit Petrischalen (10,0 cm × 1,5 cm; Durchmesser [D] × Höhe [H]) oder 0,06 Leichen/cm 2.
    2. T2: Setzen Sie 30 Leichen in größere weiße Fallen (15,0 cm × 1,5 cm; D × H) in 14,2 L klaren Kunststoffbehältern (43,2 cm × 28,3 cm × 16,5 cm; L × W × H) oder 0,025 Leichen/cm2.
    3. T3: 25 Kadaver in Polyacrylamid-Gel (15 g Gelpulver + 300 ml Leitungswasser) in 5,7 L durchsichtige Kunststoffbehälter (36,2 cm × 21 cm × 12,4 cm) setzen; L × W × H) oder 0,033 Leichen/cm2.
    4. T4: 30 Kadaver in Polyacrylamid-Gel (35 g Trockengel + 700 ml Leitungswasser) in 14,2-l-Klarplastikbehältern oder 0,025 Leichen/cm2 geben.
    5. T5: 50 Kadaver in Polyacrylamid-Gel (35 g Trockengelpulver + 700 ml Leitungswasser) in 14,2 L klaren Kunststoffbehältern oder 0,041 Leichen/cm² geben.
  2. Verwenden Sie die Standardmethode der weißen Falle (T1) als Kontrollmechanismus (siehe Schritt 2.1).
  3. Stellen Sie sicher, dass jede Behandlung vier Replikationen hat und wiederholt das gesamte Experiment zweimal.
  4. Legen Sie die Kadaver mit Gelbehandlungen auf das 2 mm × 2 mm Nylon-Siebgitter.
  5. Decken Sie alle Behälter mit locker festgezogenen, perforierten Deckeln ab und halten Sie sie bei 25 °C.
  6. Beobachte die weißen Fallen täglich auf das IJ-Erscheinen und beende 7 Tage nach dem ersten IJ-Erscheinen.
  7. Am Ende beurteilen Sie die gesamte IJ-Produktion pro Insekt anhand der Standardverdünnungsverfahren6.
  8. Im Gel zählen Sie die IJs nach gründlichem Mischen des Gels, zeichnen Sie das Gesamtvolumen des Gels auf, verdünnen Sie 10 ml davon in Wasser (Verhältnis 1:100) und rühren Sie fast 20 Minuten lang.

3. Heterorhabditis bacteriophora-Experiment

HINWEIS: Dieses Experiment wurde entwickelt, um ein pflanzenbasiertes Produktionsverfahren für H. bacteriophora zu testen (die Verfahren basierten auf den Ergebnissen des S. carpocapsae-Experiments ).

  1. Bereite die Behandlungen vor: Lege 5 Kadaver in weiße Fallen in Petrischalen (100 mm D x 15 H mm) und 50 Kadaver in Polyacrylamid-Gel (35 g Trockengelpulver + 700 ml Leitungswasser) in 14,2-liter-Klarplastikbehälter.
  2. Verwenden Sie die White-Trap-Methode (siehe Schritt 3.1) als Kontrolle.
  3. Wiederhole das gesamte Experiment zweimal mit fünf Replikationen jeder Behandlung.
  4. Führen Sie das Experiment durch und bewerten Sie den IJ-Ertrag auf dieselbe Weise wie im vorherigen Experiment (siehe Abschnitt 2).

4. Vermehrung von Oscheius onirici und Heterorhabditis georgiana

HINWEIS: Ziel dieser Studie war es, die IJ-Produktion mit einem zweiten, erzeugerbasierten Ansatz zu validieren, der auf einer kommerziell erhältlichen, polymerbeschichteten Baumwollwolle (Pferdegaze) als Kultivierungssubstrat basierte. Bei diesem Verfahren dient die Pferdegaze als Substrat für aufkommende IJs, da ihre physikalischen Eigenschaften sowohl eine Belüftung als auch eine effiziente Ernte der IJs ermöglichen. Der Pferdegaze-Ansatz wurde mit einem Standard-Nematodensubstrat (einfache Watte) verglichen.

  1. Untersuchen Sie die beiden Faktoren in einem vollständig gekreuzten zweiseitigen Fakultätsdesign: Nematodenidentität (O. onirici oder H. georgiana) × Kultivierungssubstrat (Pferdegaze oder Watte). Dieses experimentelle Design (2 × 2) erzeugt vier einzigartige Behandlungskombinationen, die jeweils siebenmal repliziert und in einem vollständig randomisierten Design angeordnet sind.
  2. Für jede Nachbildung wird eine Pferdegaze oder ein Watteblatt in ein flaches Plastikfach (35,6 cm × 25,4 cm × 2 cm) gelegt, um als Substrat für die Insektenwirte zu dienen. Verteilen Sie 200 T. molitor Larven (gefroren getötet) gleichmäßig auf dem Blatt. Legen Sie ein weiteres Blatt derselben Maße über die Larven und bilden so drei Schichten (eine untere Wolleschicht, eine Schicht Mehlwürmer und eine oberste Wolleschicht). Für beide Nematodenarten bereiten Sie sieben Tabletts mit Pferdemull und sieben Tabletts mit Watte vor.
  3. Leiten Sie das IJ-Inokula sowohl für O. onirici als auch für H. georgiana aus in vivo Nematodenkulturen ab, bei denen T. molitor (Mehlwürmer) als Wirt auf angefeuchteten Baumwollrunden dient.
    1. Legen Sie zwei kleine Baumwollrunden in eine Petrischale und befeuchten Sie sie mit einem Einweichen (10–15 ml) Leitungswasser.
    2. Legen Sie 4–6 T. molitor-Larven (lebend oder gefroren getötet) in einem nicht überlappenden Muster zwischen den beiden Baumwollrunden.
    3. Fügen Sie 10 ml eines Nematodenschlamms (400–500 IJs/mL) zur oberen Baumwollrunde hinzu, sodass die IJs die Mehlwürmer suchen und infizieren können.
      HINWEIS: Bei 21-22 °C beginnen die IJs 2-4 Wochen nach der Impfung zu erscheinen.
    4. Ernte die IJs aus den Petrischalen, indem du (zweimal) 20–25 ml Wasser über die Baumwollrunde gießt und den Gülme aufsammelst, der durch die Baumwolle gesickert ist.
  4. Infizieren Sie die Insektenwirte in den großen, flachen Schalen durch gründliches Durchnässen der Wollblätter mit etwa 400 ml Nematodensuspension (80.000–90.000 Nematoden/L). Lassen Sie die Nematoden die Insektenlarven infizieren und 4 Wochen lang bei 21–22 °C inkubieren.
  5. Nach 4 Wochen ernten Sie die Nematoden, indem Sie jede Schale zweimal mit 500 ml Leitungswasser bewässern und insgesamt 1 L Nematodenschlamm sammeln.
  6. Zählen Sie die Nematodendichte pro mL unter einem Sezierungsmikroskop und zählen Sie die Zählungen für jedes Replikationstablett.

Ergebnisse

S. carpocapsae-Experiment
Die Behandlungseffekte waren signifikant basierend auf der mittleren Anzahl von IJs/Kadaver (Einweg-ANOVA: F4,39 = 2,95, P = 0,0362). Nur T2 und T4 unterschieden sich signifikant voneinander, da T4 mehr IJs pro Kadaver produzierte (244.029 ± 16.241) als T2 (159.114 ± 9.669) (Abbildung 2).

H. bacteriophora-Experiment
In diesem Experiment wurde ein signifikanter Behandlungseffekt auf die durchschnittliche Anzahl von IJs pro Kadaver beobachtet (Einweg-ANOVA: F1,19 = 5,0, P = 0,040). Die auf der pflanzerorientierte Methode basierende Behandlung wies signifikant mehr IJs/Kadaver auf (186.389 ± 28.645) als die White-Trap-Behandlung (124.470 ± 19.129) (Abbildung 3).

Vermehrung von Oscheius onirici und Heterorhabditis georgiana
Die Doppelschicht aus Pferdegaze war ebenso wirksam wie Watte, um als Kultivierungssubstrat für O. onirici- und H. georgiana-Nematoden zu dienen (Zwei-Wege-ANOVA: Haupteffekt der Nematodenidentität: F1,23 = 0,146; P = 0,706; Haupteffekt des Substrattyps: F1,23 = 0,104; P = 0,751; Wechselwirkung zwischen Nematodenidentität und Substrattyp: F1,23 = 0,346; P = 0,563). Die mittleren O. onirici pro L aus Tabletts mit Baumwoll- und Pferdemull betrugen jeweils 101,11 ± 13,73 und 95,93 ± 20,19. Der durchschnittliche H. georgiana pro L aus Tabletts mit Baumwoll- und Pferdegaze betrug jeweils 82,23 ± 18,69 und 99,93 ± 18,40.

Abbildung 1
Abbildung 1: Diagramm der erzeugerbasierten Methode. Schritt 1: Impfung; Schritt 2: Masseninkubation; Schritt 3: Auf Polyacrylamid-Gel mit Sieb übertragen. Abkürzung: IJs = infektiöse juvenile Nematoden. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Abbildung 2
Abbildung 2: Mittlere Steinernema carpocapsae (alle) infektiöse Juvenilproduktionen (IJ) pro Galleria mellonella-Kadaver über fünf Behandlungen hinweg. Abkürzung: IJs = infektiöse juvenile Nematoden. Diese Abbildung wurde mit Erlaubnis von Oliveira-Hofman et al. 9 entnommen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Abbildung 3
Abbildung 3: Mittlere Heterorhabditis bacteriophora (VS-Stamm) infektiöse Juvenilproduktion gemäß Galleria mellonella-Kadaver aus einer weißen Falle und einer Polyacrylamid-Gelbehandlung. Diese Abbildung wurde mit Erlaubnis von Oliveira-Hofman et al. 9 entnommen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Diskussion

Diese Forschung hat gezeigt, dass züchterorientierte Methoden (mit Polyacrylamidgel und/oder einer polymerbeschichteten Mullschicht) zuverlässig hohe Mengen an Nematoden für Schädlingsbekämpfungsprogramme erzeugen können. Wichtig ist, dass grundlegende Parameter der oben genannten Prozesse verbessert werden können, um die Bedürfnisse der Erzeuger zu erfüllen (z. B. Wirtsdichte, Arenagrößen und verwendete Substrate). Die beiden Ansätze könnten für verschiedene Anbausysteme geeignet sein; Ein Vergleich und weitere Optimierung der Methoden wird ein zentrales Forschungsthema sein.

Vergleicht man das Polyacrylamid-Gel mit der White-Trap-basierten Methode, erzeugt das Gelsubstrat eine größere Anzahl von IJs. Ein entscheidender Aspekt dieser Erkenntnisse ist, dass IJs direkt ins Gel gelangen können, während sie bei White Traps vom Inneren der Halteschale zur Ernteschale gelangen müssen, weshalb einige IJs möglicherweise nicht die Ernteschale erreichen. Es gibt Vorteile, IJs direkt aus dem Gel zu ernten, da IJs dazu neigen, sich in ihrer Umgebung zu verteilen und sich effektiv im Gel zu konzentrieren, was die Lagerung und/oder dieErnte erleichtert.

Ebenso können IJs, die in Mehlwürmern im Mull-Doppelschicht kultiviert werden, ebenfalls die Kadaver verlassen und durch Verfolgung der Schwerkraft nach unten wandern und sich auf den benetzten Fasern des Gazes sammeln. Die Struktur der polymerbeschichteten Doppelschicht schafft eine große Oberfläche, auf der sich Nematoden konzentrieren können. Die einfache Kultivierung und Ernte der IJs macht diesen Ansatz für Züchter geeignet, die Nematoden im eigenen Haus produzieren möchten. Die Erkenntnis, dass Pferdegaze genauso produktiv wie Watte war, ist ziemlich wichtig, da sie zeigt, dass die Vorteile von Pferdegaze (d. h. verbesserte Nematoden-Ernteeffizienz) ohne Produktivitätsverluste aufrechterhalten werden können. Es ist wahrscheinlich, dass Pferdegaze im Vergleich zu Watte eine größere Belüftung bietet, da die Mullfasern nicht zu einer dichten, wassergetränkten Matte zusammenfallen. Wichtig ist, dass die Nematoden, die direkt aus einem infizierten Wirt (nach unseren in-vivo-Methoden ) hervorgehen, als Population ihre Fähigkeit gezeigt haben, Insektenwirte zu finden, zu unterwerfen und zu töten, was auf eine hohe Infektivitität (Invasionskapazität), bessere Ausbreitungskapazität, höhere Virulenz und Umwelttoleranz (abiotische) Toleranz hinweist, verglichen mit Nematoden, die mit in-vitro-Methoden produziertwerden 21. 22.

Das hier vorgeschlagene züchterorientierte Produktionssystem kann leicht an andere EPN-Arten angepasst werden, da der Insektenwirt Galleria mellonella sehr anfällig für die meisten Steinernema- und Heterorhabditis-Arten 6 ist. Andere Insektenwirte können verwendet werden, wie T. molitor 6,7,18,19. Der Wert der Gelformulierung wurde von Leite et al. (2018)23 demonstriert; Wenn sie unter der richtigen Temperatur im Gelsystem aufbewahrt werden, können sie mehrere Monate vor der Verwendung gelagert werden. Die gelbasierte Formulierung ist für die meisten Anwendungssysteme sehr geeignet; Gele mit Polyacrylamiden werden seit Jahrzehnten erfolgreich als Standard-EPN-Formulierungen eingesetzt 6,7,24. Darüber hinaus haben Gele eine hohe Speicherkapazität, und die Ernte aus dem Gel durch Screening und Spülen istsehr einfach, kann weniger als 5 Minuten dauern (Shapiro-Ilan-persönliche Beobachtung), und höhere Erträge werden im Gelsystem-Ansatz im Vergleich zu White Traps beobachtet. Gel-Formulierungen behalten die IJs in den Formulierungen (während andere Formulierungen (basierend auf Torf, Vermiculit, Kieselgur und Pilzkompost) einen höheren Anteil an IJs hatten, die das Medium entkamen,23. Weitere Versuche mit Nematodenlagersubstraten, die sich vollständig im Wasser eines Sprühbeckens auflösen können (z. B. phenolischer Schwamm, wie er von Leite et al. (2023)25 verwendet wird, wären für Anbauer von Wert.

Unser züchterorientierter Ansatz hat einen möglichen Nachteil – wiederholte Subkultivierung kann zu einer Verschlechterung der Virulenz der Nematoden führen, was für alle Produktionssysteme ein potenzielles Problem darstellt. Dieses Problem kann vermieden werden, wenn Züchter ein erstes Inokulum aus Inzuchtlinien26 verwenden und dann die Nematodendichte während Infektionsereignissen begrenzen, wodurch die Häufigkeit von "Cheaters" (nicht-virulente Nematoden, die auf andere Nematoden angewiesen sind, um den Wirt zu töten) in Nematodenkulturenbegrenzt wird 27.

Unsere neuartigen, erzeugerbasierten Produktionsmethoden stehen für nachhaltige, zugängliche, ertragreiche, langlebige und kostengünstige (aber arbeitsintensive) Ansätze zur EPN-Produktion. Der Schlüssel zur kontinuierlichen Produktion ist die Verwendung eines zuverlässigen initialen Inokulums, das auf infizierten Wirten oder gespeichertem Gel basiert. Der Prozess reagiert somit auf die kontinuierliche Nutzung durch die Anbauer, was eine Alternative zu anderen Methoden darstellt, bei denen der Anbauer ständig auf eine extern bereitgestellte Inokulumquelle angewiesen ist. Mehrere Methoden für pflanzerorientierte Nematodenvermehrungssysteme ermöglichen es den Erzeugern, das System an ihre eigenen Anbaumethoden anzupassen.

Der Anstoß für Züchter, ihre eigenen Nematoden zu produzieren, wird ebenso vielfältig sein wie die Erzeuger selbst, aber da Nematoden, die in vivo hergestellt werden, oft eine größere Suchfähigkeit, Fitness und Virulenzzeigen, hat die Aufzucht von Nematoden in vivo einen intrinsischen Wert. Umgekehrt stoßen EPNs, die durch In-vitro-Ansätze hergestellt werden, während ihrer Entwicklung nicht auf lebende Insekten, was den Nematoden effektiv die Möglichkeit verwehrt, eine hohe Pro-Kopf-Letalität zu erhalten (ein wichtiger Wert ihres Werts als biologisches Kontrollmittel)7,21,22. Die Kosteneffektivität unserer Methoden sollte im Vergleich zu anderen in vivo Techniken sowie zur Kostenwirksamkeit kommerzieller EPNs berücksichtigt werden. Feldwirksamkeit und -kosten sind wichtige Faktoren für jedes Biokontrollprogramm.

Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Wir danken Stacy Byrd für die technische Unterstützung. Die Erwähnung von Handelsnamen oder kommerziellen Produkten in dieser Publikation dient ausschließlich der Bereitstellung spezifischer Informationen und impliziert keine Empfehlung oder Empfehlung durch das US-Landwirtschaftsministerium.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Clear plastic ContainersSterile Crop, Townsend MAhttps://www.sterilite.com/
Clear plastic ContainersIris USA, Inc, Pleasant Prairie, WIhttps://www.irisusainc.com/
BaumwolleMedLine Cotton Rolls, 1 × 8,5 ft Rollenhttps://athome.medline.com/en/medline-sterile-cotton-roll-1in-x-8-5ft-1lb-10ct-non6028
Heterorhabditis georgianaUSDA ARS Vegetable Crops Research Unit, Madison, WIN/A
Ocheius oniriciUSDA ARS Vegetable Crops Research Unit, Madison, WIN/A
Polyacrylamid-GelpulverSoil Moist, JRM Chemical, Cleveland OHhttps://www.soilmoist.com/
Polymerbeschichtete Baumwolle (Pferdegaz)Leggett & PlattBB Satin Star 12'S, 30 × 36 Zoll Rolle
Steinernema carpocapsae (Alle Stämme) Heterorhabditis bacteriophora (VS-Stamm)USDA ARS Southeastern Fruit and Tree Nut Research Laboratory, Byron, GA.N/A

Referenzen

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