Ein Abonnement von JoVE ist erforderlich, um diesen Inhalt anzuzeigen. Melden Sie sich an oder beginnen Sie noch heute mit einer kostenlosen Testphase.

Methodenartikel

Orale Gavage bei neonatalen Mauswelpen und funktionelle Beurteilung der Integrität der Darmbarriere mittels Ussing-Kammern

1.2K Aufrufe

⸱

DOI:

10.3791/69751

⸱

9. Januar 2026

 ,  ,  , 
1INSERM U1149, Center of Research on Inflammation, Université Paris Cité, 2CHRU Nancy, IHU Infiny

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieser Artikel beschreibt: (1) die orale Abgabe von Testmolekülen an Neugeborenenmäuse bereits ab DOL 6; und (2) ex-vivo-Bewertung der Funktion der Colonepithelbarriere in Biopsien von DOL 10 bis zum Abstillen (DOL 20) Jungen durch Bewertung der parazellulären und transzellulären Permeabilität mit Ussing-Kammern.

Zusammenfassung

Immer mehr Belege unterstreichen die Bedeutung der ersten 1.000 Lebenstage für die Gestaltung der Darm-Mikrobiom-Achse. Dieses frühe Lebensfenster ist entscheidend für die Etablierung langfristiger physiologischer Verläufe und immunologischer Anpassungen und kann die Anfälligkeit für Krankheiten im Zusammenhang mit Dysbiose und Barrieredysfunktion beeinflussen. Ein tieferes Verständnis der zugrunde liegenden Mechanismen erfordert eine umfassende Bewertung wichtiger physiologischer Parameter, einschließlich der parazellulären und transzellulären Permeabilität des neonatalen Darms. Die Bewertung dieser Parameter ist entscheidend, um zu klären, wie frühe Expositionen gegenüber exogenen Molekülen die Darmintegrität und langfristige Gesundheitsergebnisse beeinflussen können. Daher beschreibt der erste Teil dieses Artikels die orale Verabreichung von interessierenden Molekülen bei Mauswelpen bereits ab Lebenstag 6, wobei Stress, Verletzungsrisiko und Kannibalismus minimiert werden. Schmierte, rundspitzige 24-G-Futternadeln werden verwendet, um Mauswelpen mit einem Gewicht von mindestens 2,5 g zu messen. Der zweite Teil beschreibt die ex vivo Bewertung der parazellulären und transzellulären Permeabilität mittels Ussing-Kammer-Assays an Darmproben von Jungtieren zwischen DOL-10 und Abstillen. Stiftlose Schieber, die für kleine Biopsien angepasst sind, werden in Kombination mit Ussing-Kammern verwendet, um neonatale Dickdarmproben zu montieren. Die parazelluläre Sonde FITC-Dextran 4 kDa und der transzelluläre Marker Meerrettichperoxidase 44 kDa Typ VI werden zu Beginn des Tests dem apikalen Kompartiment des Systems hinzugefügt. Die Proben werden im basolateralen Kompartiment bei 0 Minuten, 30 Minuten, 60 Minuten, 90 Minuten und 120 Minuten entnommen, um den Sondendurchgang zu quantifizieren. Der Durchgang beider Marker wird direkt (FITC) und indirekt (HRP) durch einen Plattenleser quantifiziert, berechnet mit Standardkurven und als Fluss ausgedrückt.

Einleitung

Die Integrität der Darmbarriere spielt eine grundlegende Rolle bei der Erhaltung der allgemeinen Gesundheit, indem sie die schleimhautige Immunantwort koordiniert und die selektive Durchlässigkeit des Darmepithels reguliert. Dieses Barrieresystem kontrolliert den Fluss von Nährstoffen und verhindert gleichzeitig die Verlagerung von Krankheitserregern, Antigenen und Toxinen in den systemischen Kreislauf1. Eine chronische Störung dieser Grenzfläche, verbunden mit erhöhter Darmdurchlässigkeit, allgemein als "undichter Darm" bezeichnet, wird heute nicht nur als Folge, sondern auch als Treiber chronischer entzündlicher Zustände und einer Reihe von außerintestinalen Erkrankungen identifiziert2.

So wurde beispielsweise gezeigt, dass eine beeinträchtigte Funktion der Darmbarriere ein Schlüsselfaktor für Autoimmun- und Stoffwechselerkrankungen wie entzündliche Darmerkrankungen (IBD), jugendliche idiopathische Arthritis (JIA) und Typ-1-Diabetes (Typ-1-Diabetes) ist. Dies hebt den Zustand der Darmbarriere als wichtigen Biomarker hervor, aber auch als therapeutisches Ziel, um den Beginn pathophysiologischer Prozesse so früh wie möglich zu verhindern und das Fortschreiten der akuten Entzündung in einen chronischen Zustandzu verhindern 3,4,5,6.

In diesem Zusammenhang stellt die neonatale Periode ein einzigartiges und hochsensibles Entwicklungsfenster dar, in dem die Etablierung und Reifung der Darm-Mikrobiota-Schnittstelle tiefgreifende Auswirkungen auf die lebenslange Gesundheit des Darms und des Systemshat 7. In diesem frühen Stadium zeigen das Darmepithel und das Immunsystem eine erhöhte Empfindlichkeit gegenüber sowohl endogenen als auch exogenen Faktoren, durchlaufen ein rasches Wachstum und eine Differenzierung und passen sich gleichzeitig an mikrobielle Besiedlung und Ernährungsumstellungen an. Störungen, die die Integrität der Darmbarriere während dieses kritischen Entwicklungsfensters beeinträchtigen, können eine entscheidende Rolle beim Auftreten eines breiten Spektrums akuter und chronischer Erkrankungen später im Leben spielen. Zu diesen Erkrankungen gehören immunvermittelte Erkrankungen wie Nahrungsmittelallergien und schwerwiegendere chronische Erkrankungen wie IBD, JIA und T1D 7,8,9. Diese Krankheiten unterstreichen, wie pathophysiologische Prozesse oft früh entstehen, da der primäre Beginn meist zwischen Kindheit und frühem Erwachsenenalter stattfindet10,11. Daher ist das Verständnis der Mechanismen, die die Funktion der Darmbarriere bei Neugeborenen steuern, unerlässlich, um präventive und therapeutische Strategien zu entwickeln, die darauf abzielen, die Last vieler chronischer Krankheiten zu verringern.

Vor diesem Hintergrund besteht ein dringender Bedarf an zuverlässigen, physiologisch relevanten Werkzeugen zur Untersuchung der Integrität von Darmbarrieren, chronischen Krankheitsmechanismen und Entzündungen speziell im neonatalen Bereich. Solche Werkzeuge müssen die Replikation bereits im Erwachsenenkontext bewiesener experimenteller Assays ermöglichen, ohne Präzision und Wirksamkeit zu opfern. Darüber hinaus wird es zunehmend dringend, sowohl kurz- als auch langfristige Effekte vieler interessierender molekularer Kandidaten zu untersuchen, die voraussichtlich positive oder schädliche Auswirkungen auf die Darmhomöostase im neonatalen Kontext haben. Unter den verfügbaren Werkzeugen stellt die orale Gavage-Verabreichung bei neonatalen Mauswelpen eine mehr als zuverlässige Methode zur Abgabe von interessierenden Molekülen in einer definierten Entwicklungsphase dar. Sie ermöglicht kontrollierte Untersuchungen zu den Auswirkungen verschiedener bioaktiver Verbindungen, Medikamente oder mikrobieller Metaboliten auf die Darmreifung und Barrierenfunktion.

Der erste Teil dieses Artikels beschreibt eine Methode zur Gabe von Mauswelpen bereits am Day Of Life (DOL) 6, die die Untersuchung von Interventionen vor, während und nach der massiven Ausweitung der Artenzahl der Darmmikrobiota ermöglicht, die durch die Nahrungsdiversifizierung induziert wurde. So ermöglicht diese Technik longitudinale Analysen der Behandlungseffekte auf die Darmgesundheit, während die Welpen wachsen und sich entwickeln.

Im zweiten Teil dieses Artikels und als Ergänzung dieses Ansatzes liefert die ex vivo Bewertung der Funktion der colonischen Epithetelbarriere mit Ussing-Kammern ein sensibles und quantitatives Maß für Permeabilitätsmerkmale. Die Bewertung sowohl der parazellulären als auch der transzellulären Permeabilität in Darmbiopsien von Neugeborenenmäusen (z. B. DOL 10-Welpen) ermöglicht eine präzise Bestimmung des Einflusses mehrerer Schlüsselkandidaten auf die Integrität und Funktion der epithelialen Barriere. Parazellulärer Transport ist ein im Wesentlichen passiver Mechanismus, der durch den interzellulären Raum der Epithelschicht stattfindet. Sie ermöglicht den Durchgang kleiner gelöster Stoffe, die durch elektrochemische und osmotische Gradienten vom Lumen zur basolateralen Seite angetrieben werden. Dieser Mechanismus wird hauptsächlich von Proteinen aus der Familie der engen Junctionen wie Claudin und Occludin reguliert. Der transzelluläre Transport hingegen ist ein aktiver Mechanismus, der die Aufnahme größerer gelöster Stoffe ermöglicht und über die Epithelzellen über spezifische Kanäle, Träger und Pumpen erfolgt.

Fluorescein-Isothiocyanat (FITC)-Dextran (4 kDa) wird aufgrund seiner Größe überwiegend parazellulär transportiert, während Meerrettichperoxidase (HRP; 44 kDa) selektiv über transzelluläre Wege zur basolateralen Seite transportiert wird. Die Quantifizierung dieser nicht-endogenen Marker ermöglicht somit eine unterschiedliche Bewertung der parazellulären bzw. transzellulären Permeabilität. Der Ussing-Kammer-Test mit FITC und HRP bewahrt die Gewebearchitektur und ermöglicht eine Echtzeitmessung der parazellulären bzw. transzellulären Permeabilität jedes Segments des Darmtrakts. Diese Kombination aus neonatalem Gavage und Ussing-Kammeranalyse bietet eine wirkungsvolle Strategie, um zu untersuchen, wie bestimmte Moleküle die Funktion der Darmbarriere sowohl unmittelbar als auch über längere Zeiträume beeinflussen, und informiert Strategien zur Entzündungsminderung und zur Vorbeugung chronischer Erkrankungen von den frühesten Lebensphasen an.

Zusammenfassend beschreibt dieses Protokoll zwei komplementäre experimentelle Verfahren, die folgendes ermöglichen: (1) die Verabreichung von interessierenden Molekülen in der frühen neonatalen Periode an Mausjungen (Schritt 1); (2) Beurteilung sowohl der Para- als auch der transzellulären Permeabilität in Darmsegmenten von neonatalen bis zu absetzenden Welpen mittels Ussing-Kammern (Schritte 2-6).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle Tierverfahren wurden gemäß den geltenden nationalen Vorschriften durchgeführt und vom französischen Ministerium für Hochschulbildung, Forschung und Innovation über die APAFIS-Plattform (Autorisierungsnummer: APAFIS#23855) sowie Zuschüsse der Agence Nationale pour la Recherche (ANR) genehmigt: 11-IDEX-0005-02, ANR-24-CE15-7152 und 18-IDEX-0001. Die Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Gavage bei neonatalen Mauswelpen

HINWEIS: Die folgende Methode basiert auf Francis et al.12. Während das ursprüngliche Protokoll die Gavage von Mauswelpen bereits ab DOL 2 erlaubte, wurde Gavage hier vor DOL 6 nicht durchgeführt, da die technischen Anforderungen in früheren Jahren das Verfahren erheblich herausfordernd machen. Außerdem erschwert der Einsatz jüngerer Welpen die Studien, da dies das Risiko eines Tierverlusts in den ersten Behandlungstagen erhöht und somit größere Kohorten erfordert.

  1. Vorbereitung und Aufbau von Gavage-Lösungen
    1. Wiegen Sie jeden Welpen einzeln.
    2. Stellen Sie die Konzentration und das Volumen der Gavage-Lösung so an, dass das insgesamt verabreichte Volumen 20 μL pro Gramm Körpergewicht nicht überschreitet.
      HINWEIS: Unter Standardbedingungen wiegen Mauswelpen bei DOL 6 selten weniger als 2,5 g.
    3. Waschen Sie eine 24-G-Rundspitzen-Futternadel, indem Sie sie gründlich mit deionisiertem Wasser spülen, anschließend 70 % Ethanol mit einer Spritze verwenden und sie dann autoklavieren.
      HINWEIS: Es wird empfohlen, für jede Behandlungsgruppe eine separate Futternadel zu verwenden, um Kreuzkontaminationen zu vermeiden.
    4. Legen Sie saubere Papiertücher auf ein desinfiziertes Heizkissen, das auf ~38 °C eingestellt ist.
    5. Waschen Sie die Handschuhe vor dem Öffnen der Tierkäfige mit 70 % Ethanol, um die Geruchsübertragung auf die Welpen zu minimieren und das Risiko von Kannibalisierung zu verringern.
    6. Bringen Sie die Mutter in einen separaten Käfig in einem anderen Raum, um den Stress durch mögliche Lautäußerungen der Welpen zu minimieren.
    7. Reiben Sie gereinigte Handschuhe mit Nistmaterialien, um das Risiko der Übertragung äußerer Gerüche auf die Welpen während der Gavage zu minimieren.
    8. Messen Sie die Länge zwischen dem Xiphoid-Prozess (unteres Ende des Brustbeins) und der Schnauze eines Welpen, um die maximale Einstichlänge an der Futternadel zu markieren (Abbildung 1A,B).
  2. Intraösophageale Gavage von Mauswelpen
    1. Befestigen Sie den Nadelkopf steril an einer Spritze und nehmen Sie mehr als das gewünschte Volumen Gavagelösung ab, um das gesamte erforderliche Volumen zu verabreichen, ohne das Risiko von Luftblasen, da diese das Aspirationsrisiko erheblich erhöhen.
    2. Mit Daumen und Zeigefinger der nicht-dominanten Hand kneifen Sie sanft die Haut zwischen den Schulterblättern, um den Welpen anzuheben.
      HINWEIS: Ziehen Sie nicht zu viel Haut vom Rücken des Welpen, da dies zu Ersticken führen kann.
    3. Halten Sie den Welpen nahezu horizontal und führen Sie die Futternadel vorsichtig in die Mundhöhle, wobei Sie sie senkrecht zum Rachen vorschieben, bis sie den hinteren Teil des Rachens erreicht (Abbildung 1C).
    4. Während Sie den gleichen Winkel und dieselbe Tiefe beibehalten, schieben Sie die Nadel in den rechten oder linken Teil der Mundhöhle, um die Zunge zu vermeiden.
    5. Stellen Sie langsam den Winkel der Nadel an, während Sie den Kopf des Welpen sanft nach hinten neigen, bis Spritze, Kopf und Rücken ausgerichtet sind und der Kopf leicht nach hinten geneigt ist (Abbildung 1D).
    6. Ohne Druck auszuüben, lassen Sie die Spritze langsam unter ihrem eigenen Gewicht sinken, bis die maximale Einstichmarke nahe oder bis zur Schnauze liegt (Abbildung 1E).
      HINWEIS: Wenn Widerstand auftritt, drehen Sie die Spritze sanft, indem Sie sie zwischen den Fingern hin und her rollen, um den Abstieg zu erleichtern. Wenn die Spritze immer noch nicht vorrückt, versuchen Sie, den Einführungswinkel anzupassen oder den Eingriff mit einer mit der Gavage-Lösung geschmierten Zuführnadel neu zu starten. Die Nadel sollte nicht länger als 20 Sekunden eingesetzt bleiben, um eine Erstickung zu vermeiden.
    7. Sobald die maximale Einführungsmarke erreicht oder geschlossen ist, geben Sie schnell das gewünschte Volumen ab. Wenn beim Abgeben des Volumens Widerstand besteht, überprüfen Sie die Ausrichtung von Spritzenkopf und Rücken und passen Sie die Einführungstiefe leicht an.
      HINWEIS: Eine schnelle Abgabe des Volumens wird empfohlen, da ein längeres Nadeleinsetzen das Erstickungsrisiko, Kämpfen und mögliche Verletzungen des Tieres erheblich erhöht.
    8. Sobald das richtige Volumen verabreicht ist, ziehen Sie die Nadel vorsichtig im gleichen Winkel wie beim Einführen heraus.
    9. Lege den Welpen auf das zuvor auf dem Heizkissen liegende Papiertuch und beobachte die Erholung. Ein normales Atemmuster sollte in weniger als 20 Sekunden zurückkommen.
      HINWEIS: Das Apparieren von Blasen aus dem Schnüffel oder Maul des Tieres deutet auf Aspiration hin und erfordert eine sofortige Euthanasie bei Welpen, die jünger als DOL 14 sind. Das Vorhandensein einer sehr kleinen Menge Blut im Maul des Tieres, verursacht durch eine Läsion zwischen Oropharynx und Speiseröhre, erfordert eine Überwachung des Tieres, aber keine systematische Euthanasie. Wenn die Erholung des Welpen unsicher ist, legen Sie ihn auf die Seite. Wenn es nicht versucht, sich zu richten, wird sofort eingeschläfert.
    10. Sobald die Wiederherstellung des Tieres bestätigt ist, setzen Sie den Jungen zurück ins Nest und gruppieren ihn mit seiner Mutter zusammen.
      HINWEIS: Bis DOL 10 haben die Welpen eine geringe Mobilität und können auf dem Heizkissen bleiben, bis die Gabe aller Welpen im Käfig abgeschlossen ist. Ältere Welpen dürfen nicht unbeaufsichtigt auf der Matte bleiben, da sie versuchen könnten zu entkommen.

Abbildung 1
Abbildung 1: Schenke des Neugeborenen Mäusewelpen bei DOL 10. Der Abstand zwischen der Schnauze und dem Xyphot-Prozess wird gemessen (A), was die Markierung der maximalen Einführungslänge auf der Futternadel (B) ermöglicht. Die Fütterungsnadel wird in den linken oder rechten Teil der Mundhöhle (C) eingeführt. Sobald der hintere Teil des Rachens erreicht ist, wird der Winkel der Nadel angepasst, bis Spritze, Kopf und Rücken des Tieres ausgerichtet sind (D). Die Nadel darf sanft ohne Widerstand nach unten gleiten, bis die maximale Einstichmarke fast erreicht oder erreicht ist (E). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

2. Neonatale Mausjungen-Euthanasie und Darmentnahme

  1. Führen Sie die Euthanasie nach der von der nationalen Gesetzgebung vorgeschriebenen Methode durch.
    HINWEIS: Die Enthauptung von Welpen bis DOL 10 und eine zervikale Verrenkung bei Welpen im höheren Alter als DOL 10 wird empfohlen. Eine Euthanasie mitCO2 oder Anästhetika wird nicht empfohlen, da die Welpen eine große Toleranz gegenüber diesen Methoden zeigen.
  2. Legen Sie das eingeschläferte Tier unter ein Fernglasmikroskop.
  3. Tragen Sie 70 % Ethanol auf den Bauch des Tieres auf.
  4. Mit einer Pinzette wird die Bauchhaut und das darunterliegende Peritoneum eingeklemmt und mit feiner Schere (senkrecht zur rostral-kaudalen Achse) ein großer querer Bauchschnitt gemacht, ohne den Darm zu durchtrennen.
  5. Führe die feine Schere vorsichtig in den Schnitt ein und verlängere den Schnitt seitlich durch das Peritoneum auf beiden Seiten.
  6. Mit einer Zange und einer feinen Schere werden sowohl obere als auch untere Teile des Peritoneums vom Brustbereich bis zum unteren Beckenbereich aufgeschnitten (Abbildung 2A).
  7. Identifizieren Sie den distalen Teil des Dickdarms und machen Sie einen Schnitt parallel zu seiner Achse hin zum Enddarm.
  8. Machen Sie einen Schnitt im terminalen/rektalen Bereich des Dickdarms, um ihn zu mobilisieren.
  9. Ziehen Sie vorsichtig den Dickdarm und bewegen Sie sich in Richtung des Blinddarms, wobei Sie mögliche Binde- oder Fettstücke entfernen.
  10. Lösen Sie den Dickdarm vom Bauch, indem Sie am Ileozekalübergang oberhalb des Felskörpers schneiden (Abbildung 2B).
  11. Entsorgen Sie das Dekum und die ersten paar Millimeter des proximalen Dickdarms und entnehmen Sie dann ein bis zwei Proben aus dem proximalen Kolon, die größer sind als die Öffnungsgröße des Ussing-Schiebes (Abbildung 2C).
    HINWEIS: Es wird empfohlen, zwei übergroße Biopsien zu sichern, da der neonatale Dickdarm äußerst empfindlich ist und während der Reinigung und Montage leicht gerissen, aufgerissen oder durchstochen werden kann.
  12. Mit geschlossener Schere entferne vorsichtig den Stuhlinhalt aus der abgeflachten Biopsie, indem du leichten Druck ausübst und vom proximalen zum distalen Ende gleitst.
  13. Lege das leere Dickdarmstück in einen eiskalten KRB-Puffer.

Abbildung 2
Abbildung 2: Dissektion des Dickdarms des DOL 10 Welpen. Die Epidermis und das Peritoneum des Jungtiers werden in zwei Schritten durchtrennt und geöffnet, um einen unwillkürlichen Inzision des Dickdarms zu vermeiden, bis die gesamte Bauchhöhle freigelegt ist (A). Der Dickdarm wird durch einen ersten Schnitt des distalen/rektalen Abschnitts aus dem Bauchraum befreit, gefolgt von einem zweiten Schnitt oberhalb des Cecum (B). Die Anfangsmillimeter des proximalen Dickdarms werden entsorgt, und ein bis zwei Darmproben, größer als die Aperturgröße der Ussing-Sliders, werden gesammelt (C). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

3. Colonpermeabilitätstest mit Mausbiopsien in Ussing-Kammern

  1. Vorbereitung des Tests
    1. Am Tag vor dem Tag des Ussing-Experiments. Um optimale Prüfbedingungen zu gewährleisten, wird empfohlen, mehrere Lösungen am Tag vor dem Experiment vorzubereiten. Diese Lösungen werden wie in Tabelle 1 angegeben vorbereitet.
      HINWEIS: Die folgenden Tabellen zeigen die erforderlichen Beträge für 12 Ussing-Kammern, wobei KRB 10-fach im Überschuss ist, um Aliquotierung zu ermöglichen.
      HINWEIS: Die KRB 10x-Lösung kann bei 4 °C bis zu 6–12 Monaten gelagert werden.
    2. Am Versuchstag, 30 Minuten vor der Euthanasie der Tiere:
      1. Bereiten Sie 400 mL KRB-Puffer vor, wie in Tabelle 2 angegeben.
        HINWEIS: Das KRB 10x, deionisiertes Wasser und Bicarbonat müssen 15 Minuten vorgemischt und mit Carbogengas (95% O2; 5 % CO2) vorgemischt und geblasen werden, bevor CaCl2 hinzugefügt wird, um Niederschlag zu vermeiden.
      2. Mit einem Carbogen-System (95% O2; 5 %CO2) lässt man den frischen KRB-Puffer 15 Minuten blasen.
      3. Teilen Sie den 400 ml KRB-Puffer in zwei Teile und bereiten Sie 200 ml Krebs-Glukose, 200 ml Krebs-Mannitol und die HRP-Lösung wie in Tabelle 3 beschrieben her.
    3. Ussing-Systemaufbau
      1. Vorheizen Sie das Ussing-System auf 37 °C.
      2. Vormontage der Kammern wie folgt:
        1. Heben Sie die Verschlüsse jedes Schlitzes an.
        2. Platziere die Kammern in ihre Schlitze, ohne das System festzuziehen.
        3. Führen Sie die beiden gaszuführenden Rohre in jeden Teil der Kammern ein.
        4. Führe die vier Elektroden in die vorderen Öffnungen ein (falls verfügbar – hier nicht abgedeckt) oder versiegele die vier Öffnungen mit 200-μL-Kegeln, die vor dem Experiment mit Leim gefüllt sind.
        5. Stellen Sie Tabletts unter die Kammern in Erwartung möglicher Undichtigkeiten.
      3. Gewebemontage
        1. Trocknen Sie die zuvor gereinigte Darmprobe leicht mit einem Papiertuch, um überschüssige Feuchtigkeit zu entfernen.
        2. Legen Sie das Dickdarmstück unter eine Lupe und führen Sie sehr vorsichtig eine der Klingen der feinen Schere in den Lampenbereich, um sie zu öffnen (Abbildung 3A).
          HINWEIS: Der Schnitt kann in einer Bewegung erfolgen, sobald die Schere vollständig eingesetzt ist. Der verwendete Darmabschnitt muss so gerade wie möglich sein, ohne Torsion zu vermeiden.
        3. Mit feiner Pinzette montiere du das Gewebe auf dem weißen Teil des Schiebers, während du den luminalen Teil nach oben hältst, zum Bediener hin. Das Gewebe muss frei von Fett-, Kot-, Falten-, Perforationen und Schnittwunden sein und die Öffnung weit bedecken (Abbildung 3B).
        4. Schließen Sie den Schieberegler unter dem Fernglasmikroskop und prüfen Sie eine mögliche Verschiebung des Gewebes. Eine leichte Verformung des Gewebes muss sichtbar sein, wenn Druck auf den Schieber ausgeübt wird, was darauf hinweist, dass der Schieber fest geschlossen ist.
          HINWEIS: Installieren Sie die Schieber in der Ussing-Kammer (Abbildung 4) und starten Sie den Gleichgewichtsschritt einzeln, sobald er bereit ist, um eine Probendehydrierung zu verhindern.
        5. Während man leichten Druck auf den Schieberegler aufrechterhält, um ihn geschlossen zu halten, stecke den Schieberegler in die Ussing-Kammer und stelle sicher, dass das Lumen (der transparente Teil des Schiebers) nach links zeigt.
        6. Schließen Sie beide Verschlüsse und ziehen Sie die Schraube rechts fest, bis die Kammer luftdicht ist und sich der Schieberegler nicht mehr bewegen kann.
      4. Endgültiger Aufbau und Ausbalancierung
        1. Gib 4 ml Krebs-Mannitol in das linke (apikale) Fach der Kammer.
        2. Fügen Sie 4 ml Krebs-Glukose in das rechte (basolaterale) Fach der Kammer hinzu.
        3. Lege ein kleines Stück Parafilm zwischen beide Fächer, um Kreuzkontaminationen zu vermeiden.
        4. Öffnen Sie die Gasaufnahme (95 % O2 / 5 % CO2) und stellen Sie die Ausgabe auf 1-2 Blasen pro Sekunde.
        5. Entfernen Sie alle großen Blasen auf dem Gewebe oder im System mit einer Pasteur-Pipette.
        6. Lass das System bis zu 20–30 Minuten ausbalancieren.
        7. Bereiten Sie die FITC 4kDa + HRP + Mannitol-Lösung wie in Tabelle 4 beschrieben vor.
  2. Beginn des Colon-Permeabilitätstests
    1. Sobald das Gleichgewicht des Systems erreicht ist, ersetzen Sie 200 μL Krebs-Mannitol aus dem apikalen Kompartiment (links) durch 200 μL FITC 4Kd + HRP + Mannitol Lösung und starten sofort einen Timer. Waschen Sie die Spitze, indem Sie sanfte Auf- und Abbewegungen im Fach machen und die Spitze zwischen den einzelnen Kammern entsorgen.
    2. Für jede Kammer werden 2 x 100 μL (Duplikate) aus dem basalen (rechten) Kompartiment gesammelt und die Volumina in einer schwarzen 96-Well-Platte abgelagert. Decken Sie die Platte mit Alufolie ab, um eine Photodegradation des in der Platte vorhandenen FITC zu vermeiden.
    3. Ersetzen Sie sofort die zuvor gesammelten 200 μL durch 200 μL frisches Krebs-Glukose.
    4. Wiederholen Sie die Schritte (2) und (3) alle 30 Minuten, bis der 2-Stunden-Zeitpunkt erreicht ist, um die Zeitpunkte zu erhalten: T0, T30, T60, T90 und T120.
    5. Versiegeln Sie die Platte mit Alufolie, um eine Photodegradation des FITC zu vermeiden, und fahren Sie mit der FITC-Quantifizierung fort.
MgCl2 1M
MW (g/mol)Endvolumen = 20 mLAbschließende Schwerpunkte
milli-Q H2OBring zum letzten Band
MgCl2, 6H2O203.34,066 g1 M
KRB 10X
MW (g/mol)Endvolumen = 1LAbschließende Schwerpunkte
milli-Q H20Bring zum letzten Band
NaCl58.4470 g1.198 M
KCl74.553,4 g45,6 mM
Na2HPO4 , 2H2O177.991 g5,62 mM
NaH2PO4 , 2H2O156.012,3 g14,7 mM
MgCl2 1M5 mL5 mM
Bicarbonat 750 mM
MW (g/mol)Endvolumen = 250 mLAbschließende Schwerpunkte
milli-Q H2OBring zum letzten Band
NaHCO38415,75 g750 mM
CaCl2 2M
MW (g/mol)Endvolumen = 50 mLAbschließende Schwerpunkte
milli-Q H2OBring zum letzten Band
CaCl211111,098 g2 M

Tabelle 1: Lösungsvorbereitung am Tag vor dem Ussing-Experiment.

KRB-Puffer (400 mL)
VolumenAbschließende Schwerpunkte
KRB 10X40 mL1X
H2O (milli-Q)352 mL
Bicarbonat 750 mM8 mL15 mM
CaCl2 2M240 μL1,2 mM

Tabelle 2: KRB-Puffervorbereitung am Tag des Ussing-Experiments.

Krebs-Glukose/Mannitol (jeweils 200 ml)
Endvolumen = 200 mLAbschließende Schwerpunkte
KRB-PufferBring zum letzten Band
Glukose360 mg10 mM
oder
Mannitol364 mg10 mM
HRP-Lösung
Endvolumen = 1480 μLAbschließende Schwerpunkte
Krebs-MannitolBring zum letzten Band
HRP13 mg8,8 mg/mL

Tabelle 3: Herstellung von Krebs-Glukose/Mannitol- und HRP-Lösungen am Tag des Ussing-Experiments.

FITC 4kDa + HRP + Mannitol Lösung
Für 12 KammernVolumenAbschließende Schwerpunkte
HRP (8,8 mg/ml)1345 μL
Krebs-Mannitol1155 μL
FITC 4KD166,6 mg16,66 mM

Tabelle 4: Zubereitung von FITC 4 kDa + HRP + Mannitol-Lösung am Tag des Ussing-Experiments.

Abbildung 3
Abbildung 3: Montage einer Dickdarmprobe eines DOL 9-Welpen. Eine Klinge einer feinen Schere wird in das luminale Segment der Probe eingeführt, um sie in einer Bewegung (A) zu schneiden. Die geöffnete Probe ist auf der Ussing-Schiebeöffnung montiert, wobei die Luminalseite zum Bediener (B) zeigt. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Abbildung 4
Abbildung 4: Bild der vollständig vorbereiteten Ussing-Kammern. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

4. Bewertung der colonischen parazellulären Permeabilität durch FITC-Quantifizierung

  1. Vorbereitung der FITC-Standards
    1. Verdünnen Sie die FITC-Lösung 4Kd + HRP + Mannitol in Krebs-Glukose, um die in Tabelle 5 und Abbildung 5 beschriebenen Standardverdünnungen herzustellen.
    2. Deponieren Sie 2 x 100 μL (Duplikat) jeder Standardverdünnung von N°1 bis N°7 in der Platte. Versiegeln Sie die Platte mit Alufolie, um sie vor Licht zu schützen, bis das Lesen der Platte beginnt.
  2. Datenerfassung: Mit einem Plattenleser stellen Sie die Anregungswellenlänge auf 485 nm und die Emission auf 535 nm ein und lesen Sie die Platte so schnell wie möglich aus.
    HINWEIS: Es wird empfohlen, die Platte sowohl mit optimaler Verstärkung als auch mit manuell eingestellter Verstärkung abzulesen, um den Vergleich zwischen den Plattenwerten zu erleichtern und die Interpolation der Daten bei Fehlern bei Standardverdünnungen zu ermöglichen.
  3. Plattenlagerung: Sobald die FITC-Quantifizierungsdaten gespeichert wurden, werden die Platten über Nacht mit Alufolie bei 4 °C versiegelt, falls eine HRP-Quantifizierung in den folgenden Tagen erfolgen soll, oder bei -80 °C eingefroren für eine längere Lagerung.

Abbildung 5
Abbildung 5: Visuelle Darstellung der FITC-Standardverdünnungsvorbereitung. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

FTIC-Standardverdünnungen
N°1234567
Verdünnung1:10.000 FITC-Stocklösung1:2 der Verdünnung Nr. 11:2 der Verdünnung Nr. 21:10 der Verdünnung Nr. 11:2 der Verdünnung Nr. 41:2 der Verdünnung Nr. 5
Krebs-Glukose
FITC (μM)1.660.830.4150.1660.0830.04150

Tabelle 5: Vorbereitung der FITC-Standardverdünnungen am Tag des Ussing-Experiments.

5. Colon-Transzelluläre Permeabilitätsbewertung mittels HRP-Quantifizierung

  1. Am Tag vor dem Tag des HRP-Quantifizierungstests:
    1. Optimale Bedingungen am Tag des Tests sicherstellen; Die Vorbereitung mehrerer Lösungen ist am Tag vor dem Experiment erforderlich. Diese Lösungen werden wie in Tabelle 6 beschrieben vorbereitet.
      HINWEIS: Die folgenden Tabellen geben die erforderlichen Mengen für eine 96-Well-Platte an. HRP-Standards können aliquotiert und bei -20 °C oder -80 °C für mehrere Monate gelagert werden. Aufgrund der Instabilität verwenden Sie nur frische Karbonat-/Bikarbonatpuffer.
    2. Nach der Herstellung der Anti-HRP-Antikörperlösung wird eine Clear 96-Well-Clear Flat Bottom High Binding Mikroplatte sofort mit 100 μL pro Bohrung beschichtet. Wickle es in Alufolie und brüte es über Nacht bei 4 °C.
  2. Am Tag des HRP-Quantifizierungstests:
    1. Bereiten Sie den 5%-BSA-Blockierungspuffer wie in Tabelle 7 beschrieben vor.
    2. Verwerfen Sie den Inhalt des Tellers und waschen Sie viermal mit 280 μL PBS Tween und 1 Minute Schütteln bei 350 U/min zwischen jedem Wasch.
    3. Fügen Sie jedem Bohrloch 200 μL BSA-Blockierungspuffer hinzu.
    4. Versiegeln Sie die Platte mit Alufolie und inkubieren Sie auf einem Shaker mit 500 U/min für mindestens eine Stunde. In der Zwischenzeit tauen und verdünnen Sie Proben (1:10 oder 1:50) und bereiten die in Tabelle 8 beschriebenen Standardverdünnungen vor.
    5. Verwerfen Sie den Inhalt des Tellers und waschen Sie viermal mit 280 μL PBS Tween und 1 Minute Schütteln bei 350 U/min zwischen jedem Wasch.
    6. Fügen Sie 50 μL Standard- oder verdünnte Proben hinzu, versiegeln Sie die Platte und inkubieren Sie mit 300 U/min für 1 Stunde bei RT.
    7. Während der Inkubation bringen Sie die QuantaBlu-Reagenzien zu RT und bereiten Sie die Arbeitslösung wie in Tabelle 9 beschrieben vor.
    8. Verwerfen Sie den Inhalt des Tellers und waschen Sie viermal mit 280 μL PBS Tween und 1 Minute Schütteln bei 350 U/min zwischen jedem Wasch.
    9. Gib jedem Bohrloch bei RT oder 37 °C (durchschnittlich 1,5–90 Min, 30 Min) 100 μL QuantaBlu-Arbeitslösung hinzu.
      HINWEIS: Der Fortschritt des Tests kann durch das Auftreten einer starken blauen Fluoreszenz unter einer UV-Lichtquelle begleitet werden.
    10. Gib jedem Brunnen 100 μL QuantaBlu Stop Solution hinzu, um die Peroxidase-Aktivität zu stoppen. Versiegeln Sie die Platte und inkubieren Sie 10 Minuten bei RT unter Rühren bei 350 U/min.
    11. Mit einem Plattenleser stellen Sie die Anregungswellenlänge auf 315 nm und die Emission auf 470 nm ein. Lies das Kennzeichen so schnell wie möglich.
      HINWEIS: Es wird empfohlen, die Platte sowohl mit optimaler Verstärkung als auch mit manuell eingestellter Verstärkung abzulesen, um den Vergleich zwischen den Plattenwerten zu erleichtern und die Interpolation der Daten bei Fehlern bei Standardverdünnungen zu ermöglichen. Alternativ zum QuantaBlu Fluorogenic Peroxidase-Substrat-Kit können auch andere Peroxidase-Substrate wie Tetramethylbenzidin verwendet werden (gemessen bei 450 bzw. 650 nm mit oder ohne Verwendung einer Stop-Lösung), aber die Verwendung dieser Alternative geht auf Kosten einer geringeren Empfindlichkeit.
BSA-Lösung
MW (g/mol)Endvolumen = 12,7 mLAbschließende Schwerpunkte
Milli-Q H2OBring zum letzten Band
BSA664301,27 g100 mg/mL
Krebs-Glukose + BSA
MW (g/mol)Endvolumen = 30 mLAbschließende Schwerpunkte
Krebs-GlukoseBring zum letzten Band
BSA-Lösung60 μL0,2 mg/mL
PBS Tween
MW (g/mol)Endvolumen = 500 mLAbschließende Schwerpunkte
PBS 1XBring zum letzten Band
Tween-20500 μL0.1%
Natriumcarbonat-Sol.
MW (g/mol)Endvolumen = 3,22 mLAbschließende Schwerpunkte
Milli-Q H2OBring zum letzten Band
Na2CO3105.9934,13 mg0,1 M
Natriumbicarbonat-Sol.
MW (g/mol)Endvolumen = 12,7 mLAbschließende Schwerpunkte
Milli-Q H2OBring zum letzten Band
NaHCO384106,68 mg0,1 M
Beschichtungspuffer pH 9,6
Endvolumen ≈ 11 mL
Natriumcarbonat-Sol.2,58 mL
Natriumbicarbonat-Sol.Hinzufügen bis pH = 9,6 (~8,4 mL)
10 μM HRP Standard
AnfangskonzentrationEndvolumen = 5 mLAbschließende Schwerpunkte
Krebs-GlukoseBring zum letzten Band
HRP-Lösung8,8 mg/mL50 μL0,088 mg/mL
BSA-Lösung100 mg/mL10 μL0,2 mg/mL
1,5 nM HRP Standard
AnfangskonzentrationEndvolumen = 15 mLAbschließende Schwerpunkte
Krebs-GlukoseBring zum letzten Band
2,0 μM HRP Standard0,088 mg/mL2,25 μL13,2 ng/mL
BSA-Lösung0,2 mg/mL3 μL40 ng/mL
Anti-HRP-Antikörperlösung
AnfangskonzentrationEndvolumen = 10 mLAbschließende Schwerpunkte
BeschichtungspufferBring zum letzten Band
Anti-HRP-Antikörper5,6 mg/mL8,93 μL5 μg/mL

Tabelle 6: Lösungsvorbereitung am Tag vor dem HRP-Experiment.

BSA-Blockpuffer
AnfangskonzentrationEndvolumen = 25 mLAbschließende Schwerpunkte
PBS 1X12,5 mL
BSA-Lösung100 mg/mL12,5 mL50 mg/mL

Tabelle 7: BSA-Blockpuffervorbereitung am Tag des HRP-Experiments.

StandardKrebs-Glukose + BSA1,5 nM HRP StandardFmol HRP/50 μL
Leer1000 μL0 μL0
1993,75 μL6,25 μL0.09375
2987,5 μL12,5 μL0.1875
3975 μL25 μL0.375
4950 μL50 μL0.75
5900 μL100 μL1.5
6850 μL150 μL2.25
7800 μL200 μL3
8700 μL300 μL4.5
9600 μL400 μL6
10400 μL600 μL9
11200 μL800 μL12

Tabelle 8: HRP-Standardvorbereitung am Tag des HRP-Experiments.

QuantaBlu-Arbeitslösung
Endvolumen = 12 mL
QuantaBlu-Substratlösung10,8 mL
QuantaBlu Stabile Peroxidlösung1,2 mL

Tabelle 9: QuantaBlu-Arbeitslösung am Tag des HRP-Experiments.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

Standardkurven- und Brunnenkonzentrationsquantifizierung
Der durchschnittliche Wert der Rohlinge wurde von jedem Brunnen der Platte abgezogen. Mit Absorptionswerten auf der Y-Achse und Konzentrationen auf der X-Achse wurde eine Standardkurve mit der Funktion "Interpolieren einer Standardkurve" aus GraphPad Prism erstellt. Wenn alle Standardpunkte ausgerichtet sind, liefert das "Linien"-Modell die besten Ergebnisse. Alternativ bietet das Modell "Sigmoidal, 4 PL, X ist Konzentration" große Flexibilität ...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Orale Gavage ermöglicht die wiederholte Verabreichung einer präzisen, definierten Luminaldosis an einzelne neonatale Mäuse. Im Gegensatz dazu erfordert freiwillige Fütterung, obwohl eine praktikable Alternative, eine längere Verabreichungszeit pro Tier, um eine geringere Menge mit reduzierter Dosierungspräzision12 zu liefern. Darüber hinaus nimmt orales Gavage größere Volumen auf, als über Injektionswege möglich sind, was höhere Gesamtdosen bei niedrigere...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass sie keine konkurrierenden finanziellen Interessen haben.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde mit finanzieller Unterstützung des ANR-11-IDEX-0005-02 Laboratoire d'excellence INFLAMEX, einer Auszeichnung der Fondation de l'avenir (2025, AP-RM-24-012) und ANR-Stipendien Diab1GUT (ANR-24-CE15-7152) durchgeführt. Die Studie wurde im Rahmen des INFIBREX-Konsortiums durchgeführt und profitierte von der Unterstützung des Investitionsplans "France 2030", der von der französischen Regierung gestartet und von der Université Paris Cité im Rahmen ihres IdEx-Programms "Initiative of Excellence" (ANR-18-IDEX-0001) umgesetzt wurde. Wir danken der Ussing Chamber Technical Platform am Inflammation Research Center für ihre unschätzbare Unterstützung und richten besonderen Dank an Alexandra Willemtz und Maude Le Gall für ihre fachkundige Unterstützung. Wir möchten außerdem der Animal Facility Platform des Inflammation Research Center unseren aufrichtigen Dank für ihre unverzichtbare Unterstützung aussprechen, mit besonderem Dank an Isabelle Renault und Guillaume Anselmet.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
10x DPBS OHNE CA & MgDulbeccos14200091
Anti-HRP-AntikörperNordisches BiositeGTX10183Monoklonale Maus-Meerrettichperoxidase IgG [2H11]
Fernrohr-LupeOlympus SZ61Keine Spezifikation erforderlich.
Schwarze 96-Wellen-Platte mit flachem BodenThermoFisher Scientific137101Die Platten müssen schwarz sein und an Fluoresenzwerte angepasst sein. Der Deckel muss beim Lesen abgenommen werden.
BSAMerckA4503
C57BL/6J-MäuseCharles River632C57BL/6J 
CaCl2Merck2382
Durchsichtige 96-Bohrloch-Klarer Flachboden-HochbindungCorning9018
D-(+)-GlukoseMerckG8270 
Destillierte H2O
D-MannitolMerckM4125
Feine PinzetteFST11445-12
Feine SchereFST14058-09
FITC-Dextran 4KdFD4TdB LabsEmpfindlich gegenüber Photodegradation.
HeizpolsterMinerve20 031 01
HRPMerckP8375
MgCl2, 6H2OMerckM2670 
Milli-Q H2O
P2300 EasyMount Ussing-System & KammernPhysiologische InstrumenteEM6-C-CESysteme, Kammern und Schieber müssen alle kompatibel sein.
P2306 Ussing-KammerschieberPhysiologische InstrumentePI-P2306Verschiedene Modelle von Slider sind für unterschiedliche Gewebegrößen und -formen erhältlich.
QuantaBlu Fluorogenperoxidase-Substrat-KitThermoFisher Scientific15169
Wiederverwendbare Futternadeln Runde SpitzeFST18061-2424 Gauge, 1,25 mm Spitzendurchmesser, runde Spitze. Sie muss mit sterilem Wasser, 70 % Ethanol gewaschen und vor der Anwendung autoklaviert werden.
NatriumbicarbonatMerckS6297
NatriumcarbonatMerckS7795
SpektrophotometerTECAN Spark 10MEin Kennzeichenleser mit Top-Erfassung ist erforderlich, wenn die 137101 schwarzen Platten verwendet werden.
Tween-20MerckP7949

Referenzen

  1. Di Vincenzo, F., Del Gaudio, A., Petito, V., Lopetuso, L. R., Scaldaferri, F. Gut microbiota, intestinal permeability, and systemic inflammation: A narrative review. Intern Emerg Med. 19 (2), 275-293 (2024).
  2. Mu, Q., Kirby, J., Reilly, C. M., Luo, X. M. Leaky gut as a danger signal for autoimmune diseases. Front Immunol. 8, 598(2017).
  3. Sorini, C., et al. Loss of gut barrier integrity triggers activation of islet-reactive T cells and autoimmune diabetes. Proc Natl Acad Sci U S A. 116 (30), 15140-15149 (2019).
  4. An, J., et al. The role of intestinal mucosal barrier in autoimmune disease: a potential target. Front Immunol. 13, 871713(2022).
  5. Picco, P., et al. Increased gut permeability in juvenile chronic arthritides: a multivariate analysis of the diagnostic parameters. Clin Exp Rheumatol. 18 (6), 773-778 (2000).
  6. Dunleavy, K. A., Raffals, L. E., Camilleri, M. Intestinal barrier dysfunction in inflammatory bowel disease: underpinning pathogenesis and therapeutics. Dig Dis Sci. 68 (12), 4306-4320 (2023).
  7. Borrego-Ruiz, A., Borrego, J. J. Early-life gut microbiome development and its potential long-term impact on health outcomes. Microbiome Res Rep. 4 (2), 20(2025).
  8. Di Costanzo, M., De Paulis, N., Biasucci, G. Butyrate: A link between early life nutrition and gut microbiome in the development of food allergy. Life (Basel). 11 (5), 384(2021).
  9. Kindgren, E., Ahrens, A. P., Triplett, E. W., Ludvigsson, J. Infant gut microbiota and environment associate with juvenile idiopathic arthritis many years prior to disease onset, especially in genetically vulnerable children. eBioMedicine. 93, 104654(2023).
  10. Borowitz, S. M. The epidemiology of inflammatory bowel disease: clues to pathogenesis. Front Pediatr. 10, 1103713(2023).
  11. Leete, P., et al. The effect of age on the progression and severity of type 1 diabetes: potential effects on disease mechanisms. Curr Diab Rep. 18 (11), 115(2018).
  12. Francis, F., et al. Probiotic studies in neonatal mice using gavage. J Vis Exp. (143), e59074(2019).
  13. McClain, R. M., et al. Neonatal mouse model: review of methods and results. Toxicol Pathol. 29 (Suppl), 128-137 (2001).
  14. Thomson, A., et al. The Ussing chamber system for measuring intestinal permeability in health and disease. BMC Gastroenterol. 19, 98(2019).
  15. Clarke, L. L. A guide to Ussing chamber studies of mouse intestine. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 296 (6), G1151-G1166 (2009).
  16. Westerhout, J., Wortelboer, H., Verhoeckx, K. Ussing chamber. The Impact of Food Bioactives on Health: in vitro and ex vivo models. , (2015).
  17. Hempstock, W., Ishizuka, N., Hayashi, H. Functional assessment of intestinal tight junction barrier and ion permeability in native tissue by Ussing chamber technique. J Vis Exp. (171), e62468(2021).
  18. Sjögren, E., Eriksson, J., Vedin, C., Breitholtz, K., Hilgendorf, C. Excised segments of rat small intestine in Ussing chamber studies: A comparison of native and stripped tissue viability and permeability to drugs. Int J Pharm. 505 (1), 361-368 (2016).
  19. Moussaoui, N., et al. Changes in intestinal glucocorticoid sensitivity in early life shape the risk of epithelial barrier defect in maternal-deprived rats. PLoS One. 9 (2), e88382(2014).
  20. Gleeson, J. P., et al. The enhanced intestinal permeability of infant mice enables oral protein and macromolecular absorption without delivery technology. Int J Pharm. 593, 120120(2021).
  21. Birchenough, G. M. H., et al. Postnatal development of the small intestinal mucosa drives age-dependent, regio-selective susceptibility to Escherichia coli K1 infection. Sci Rep. 7 (1), 83(2017).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Tags

KolonpermeabilitätFITC-Dextran-AssayMeerrettichperoxidaseparazelluläre Permeabilitättranszelluläre PermeabilitätMicroRNA-Therapeutika
Orale Gavage bei neonatalen Mauswelpen und funktionelle Beurteilung der Integrität der Darmbarriere mittels Ussing-Kammern
Kontaktieren Sie uns
Der Bibliothek empfehlen

Datenschutz

Nutzungsbedingungen

Richtlinien

Urheberrecht © 2026 MyJoVE Corporation. Alle Rechte vorbehalten.