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Methodenartikel

Schnellscan-zyklische Voltammetrie für ex-vivo-Aufnahme der Dopaminfreisetzung

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DOI:

10.3791/69790

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17. März 2026

 ,  , 
1Department of Clinical and Biomedical Sciences, University of Exeter Medical School, Hatherly Laboratories

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Die Schnellscan-zyklische Voltammetrie (FCV) misst schnelle Dopamindynamik mit Auflösung unter einer Sekunde unter Verwendung von Mikroelektroden aus Kohlenstofffasern. Dieses Protokoll beschreibt FCV in akuten Hirnschnitten der Maus, einschließlich Elektrodenherstellung, Schnittvorbereitung, Kalibrierung und stimulationsbasierten Tests, um zu untersuchen, wie cholinerge Interneuronen die striatale Dopaminfreisetzung unter physiologischen Bedingungen regulieren.

Zusammenfassung

Die Schnellscan-Zyklische Voltammetrie (FCV) ist eine elektrochemische Technik, die den Echtzeit-Nachweis oxidierbarer Neurotransmitter wie Dopamin (DA), Noradrenalin und Serotonin mit zeitlicher Auflösung unter einer Sekunde ermöglicht. Durch das Anlegen einer schnell abtastenden dreieckigen Spannungswellenform auf eine Kohlenstofffaser-Mikroelektrode ermöglicht FCV eine hochsensible Messung schneller, vorübergehender Veränderungen der extrazellulären Neurotransmitterkonzentrationen mit ausgezeichneter zeitlicher Präzision. Dies macht FCV besonders geeignet zur Aufzeichnung schneller neuromodulatorischer Signalereignisse. Dieser Artikel beschreibt die Anwendung von FCV zur Messung der evokierten DA-Freisetzung in ex-vivo-Hirnschnitten von Maus. Das Protokoll beschreibt wesentliche Schritte für die Herstellung von Kohlenstofffaser-Mikroelektroden, die Vorbereitung von akuten Gehirnschnitten, die Elektrodenkonditionierung, die Datenerfassung und die Nachbearbeitung der Stromsignale in absolute DA-Konzentrationen. Mit dem selektiven, β2-haltigen nikotinischen Acetylcholinrezeptor (nAChR)-Antagonisten Dihydro-β-Erythroidin (DHβE) zeigen wir, dass die nAChR-Aktivität einen starken modulatorischen Einfluss auf die striatale DA-Freisetzung hat. Gemeinsam hebt diese Arbeit FCV als einen kraftvollen Ansatz zur Untersuchung der Monoaminübertragung über Gehirnregionen hinweg hervor.

Einleitung

Die Schnellscan-zyklische Voltammetrie (FCV) ist eine elektrochemische Technik, die entwickelt wurde, um schnelle Schwankungen elektroaktiver Neurotransmitter zu überwachen1. Im Gegensatz zur traditionellen zyklischen Voltammetrie, die langsame Scanraten1 verwendet, wendet FCV eine dreieckige Potentialwellenform mit einer deutlich schnelleren Scanrate (typischerweise 400 V/s) über eine mikrometergroße Kohlenstofffaser-Mikroelektrode an, was subsekundengenaue Messungen der Neurotransmitterkonzentration2 ermöglicht. Diese hohen Scanraten erzeugen einen großen, aber stabilen Hintergrundladestrom, der digital subtrahiert werden kann, um die faradaischen Ströme zu isolieren, die durch Oxidations- und Reduktionsreaktionen von Neurotransmittern erzeugt werden 2,3.

FCV ermöglicht die Echtzeitmessung der extrazellulären Neurotransmitterkonzentrationen in bestimmten Hirnregionen und ermöglicht eine hohe zeitliche Auflösung sowie moderate chemische Selektivität4. Diese Eigenschaften machen FCV gut geeignet für die Untersuchung der schnellen neurochemischen Signalübertragung sowohl in vivo als auch in ex-vivo-Präparaten, einschließlich frei beweglicher oder betäubter Tiere sowie akuter Gehirnschnitte 5,6,7. Diese Technik bietet mehrere Vorteile: (1) kontrollierte Stimulationsprotokolle können verwendet werden, um definierte dopaminerge Reaktionen hervorzurufen; (2) der kleine Durchmesser von Kohlenstofffaser-Mikroelektroden minimiert Gewebeschäden und ermöglicht präzise räumliche Aufzeichnungen; (3) FCV ist hochkompatibel mit pharmakologischen Manipulationen und ermöglicht eine effiziente Untersuchung der Monoaminominfreisetzungs- und -aufnahmekinetik; und (4) die Kombination aus chemischer Selektivität und hoher zeitlicher Auflösung ermöglicht eine verbesserte Detektion im Vergleich zu anderen elektrochemischen Methoden wie Amperometrie und Probenahmemethoden wie der Mikrodialyse, die oft nicht schnell genug sind, um schnelle, vorübergehende Neurotransmitter-Ereignisse zu erfassen oder Schwierigkeiten bei der Identifizierung und Quantifizierung spezifischer Moleküle haben5.

Dopamin (DA) ist ein zentraler Neuromodulator, der an Belohnung, Motivation, motorischer Kontrolle sowie mehreren Aspekten von Lernen und Gedächtnis beteiligt ist, und zeichnet sich durch schnelle und vorübergehende Freisetzungsdynamikenaus. Im FCV wird eine dreieckige Spannungswellenform, typischerweise von -0,4 V bis +1,2 V, wiederholt auf eine Kohlenstofffaser-Mikroelektrode angelegt. Während des anodischen (aufwärts) Sweeps wird DA nahe der Elektrodenoberfläche bei etwa +0,6 V oxidiert, wodurch zwei Elektronen freigesetzt werden und Dopamin-o-Chinon entsteht. Während des kathodischen (abwärts) Sweeps wird diese Verbindung bei etwa -0,2 V auf DA reduziert und nimmt zwei Elektronen9 ein. Die resultierende Strom-Spannungs-Signatur ermöglicht eine präzise Detektion und Quantifizierung der schnellen DA-Freisetzung und -Clearance mit hoher räumlicher und zeitlicher Auflösung und zeigt Sekunden-zu-Sekunde-Schwankungen der extrazellulären DA-Werte. In unseren Experimenten wurden FCV-Aufzeichnungen bei 10 Hz für 15–30 Sekunden aufgenommen, was ausreichte, um die durch elektrische Stimulation ausgelöste DA-Freisetzung zu erfassen.

Im Striatum wird die Freisetzung von DA streng durch lokale cholinerge Interneuronen (ChIs) reguliert. Obwohl ChIs nur ~1 % bis 2 % der striatalen Neuronen ausmachen, arborisieren sie umfangreich und haben eine starke Kontrolle über dopaminerge Axone durch axo-axonale Interaktionen10,11. Diese Regulierung wird wahrscheinlich eine entscheidende Rolle beim striatalen Lernen spielen. Während des Lernens zeigen Mittelhirn-DA-Neuronen phasisches Feuer als Reaktion auf Belohnungs- oder belohnungsvorhersagende Hinweise12, während ChIs ein hochsynchronisiertes, multiphasisches Erregungs-Pause-Rebound-Muster13 zeigen. Die zeitliche Koinzidenz zwischen der ChiI-Pause und der phasischen DA-Aktivität unterstreicht zusätzlich die Bedeutung der ChiI-vermittelten Regulation der DA-Freisetzung über nikotinische Acetylcholinrezeptoren (nAChRs)14,15. Über die Regulierung der DA-Freisetzung hinaus hat sich gezeigt, dass diese zeitliche Koinzidenz notwendig für die Induktion der lernbezogenen synaptischen Plastizität im Striatum16 ist, was die Bedeutung der Klärung der Wechselwirkungen zwischen ChIs- und DA-Signalisierung innerhalb dieses Schaltkreises unterstreicht.

ChIs beeinflussen die DA-Freisetzung durch mindestens zwei unterschiedliche Mechanismen. Erstens kann die synchrone Aktivierung von ChIs eine schnelle, kurzverzögerte DA-Freisetzung hervorrufen, die unabhängig von dopaminergem somatischem Zünden durch Aktivierung von nAChRs auf DA-Axonen 17,18,19 erfolgt. Diese Form der axonalen DA-Freisetzung wird wahrscheinlich durch die Entstehung von ektopischen Aktionspotentialen innerhalb von DA-Axonen17 vermittelt. Zweitens kann die ChI-Aktivierung die nachfolgende DA-Freisetzung stark unterdrücken, indem sie die Depolarisation derDA-Axone 20 verhindert. Bemerkenswert ist, dass diese Unterdrückung mit sehr kurzer Latenz auftritt und durch relativ niedrige ChI-Aktivitätsniveaus induziert werden kann, die selbst keine nachweisbare DA-Freisetzung hervorrufen, was darauf hindeutet, dass die Aktivierung von nAChRs wirksamer ist, um die laufende DA-Freisetzung zu unterdrücken als die Auslösung der DA-Freisetzung. Daher deuten diese Faktoren darauf hin, dass ChIs unter physiologischen Bedingungen einen insgesamt unterdrückenden Einfluss auf die Freisetzung von DA haben kann. Allerdings können ChIs auf einer feineren räumlichen Ebene lokal die axonale Freisetzung von DA erleichtern.

Zusammen zeigen diese Ergebnisse eine fein abgestimmte regulatorische Rolle für ChIs bei der Kontrolle der striatalen DA-Signalisierung20. FCV bietet einen leistungsstarken Ansatz zur Analyse dieser Chl-DA-Interaktionen, da seine hohe zeitliche Auflösung eine präzise Messung sowohl der unterstützenden als auch der unterdrückenden Wirkung der ChiI-Aktivität auf die DA-Freisetzung ermöglicht.

Dieser Artikel beschreibt die wesentlichen Verfahren zur Herstellung von Kohlenstofffaser-Mikroelektroden und zur Messung der extrazellulären DA-Konzentrationen mittels FCV in ex-vivo-Präparaten .

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Protokoll

Alle Tierverfahren wurden vom Animal Welfare and Ethical Review Board der University of Exeter genehmigt und unter der Lizenz des Home Office [PP262252] durchgeführt. Die Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Herstellung von Kohlenstofffaser-Mikroelektroden

  1. Fülle einen sauberen Glasbehälter mit Aceton. Tauchen Sie die Glaskapillaren vollständig in das Aceton, um sicherzustellen, dass jede Kapillare gefüllt ist.
  2. Mit einer Pinzette wird eine einzelne Kohlenstofffaser in eine acetongefüllte Kapillare eingeführt. Entfernen Sie die Kapillaren aus dem Aceton und lassen Sie sie vollständig an der Luft trocknen.
  3. Laden Sie das getrocknete Kapillarrohr in einen vertikalen Mikroelektrodenzieher und positionieren Sie den Mittelpunkt des Rohrs in einer Linie mit dem Heizfaden.
  4. Aktivieren Sie den Puller und stellen Sie den Heizspiegel auf 58,1 ein, um zwei Kohlenstofffaser-Elektroden aus einem einzigen Kapillarrohr zu erzeugen. Sammle die herausgezogenen Elektroden zum Trimmen.
    HINWEIS: Es gibt keine universellen Einstellungen für Heiztemperatur oder Zugkraft. Diese Parameter variieren zwischen den Instrumenten und müssen durch Versuch und Irrtum für jede Laboreinrichtung optimiert werden.
  5. Legen Sie die ausgezogene Elektrode unter ein Mikroskop mit einem 10×-Retikel. Mit einem Skalpell wird die Faserspitze auf eine Länge von ~100 μm zugeschnitten (Abbildung 1A).
  6. Entfernen Sie etwa 1 cm Isolierung an jedem Ende eines leitfähigen Drahtes. Tragen Sie eine dünne Schicht leitfähiger Silbertinte auf ein freiliegendes Ende auf.
  7. Führen Sie das silberbeschichtete Ende des Drahtes in das hintere Ende der Kohlefaser-Elektrode ein und sorgen Sie für einen festen Kontakt zwischen Draht und Faser. Versiegeln Sie die Verbindung mit Sekundenkleber und lassen Sie sie vollständig trocknen.

2. Vorbereitung von Lösungen

  1. Bereiten Sie die auf Saccharose basierende Schneidelösung vor.
    1. Um 1 Liter saccharosebasierte Schneidelösung (pH 7,4, ~300 mOsm/L) herzustellen, lösen Sie folgende Komponenten (in mM): 85 NaCl, 25 NaHCO3, 2,5 KCl, 1,25 NaH2PO4, 7 MgCl2, 10 Glukose und 65 Saccharose.
    2. Übertragen Sie 200 ml der saccharosebasierten Schneidelösung in eine saubere Flasche. Fügen Sie 200 μL von 1 M CaCl2· hinzu H2O, um eine endgültige CaCl2-Konzentration von 1 mM zu erreichen. Blasen Sie die Lösung mit einer Gasmischung von 95 % O2 / 5 %CO2 für mindestens 30 Minuten vor der Verwendung.
  2. Bereiten Sie künstliche Rückenmarksflüssigkeit (aCSF, pH 7,4, 300 mOsm/L) zur Aufzeichnung vor.
    1. Bereiten Sie eine 10× aCSF-Lagerlösung vor, indem Sie Folgendes in 1 L destilliertem Wasser auflösen: 1300 mM NaCl, 250 mM NaHCO3, 25 mM KCl und 12,5 mM NaH2PO4. Die Brühlösung bei 4 °C aufbewahren.
    2. Zur Herstellung von 1× aCSF werden 100 mL der 10× aCSF-Lagerlösung mit 52 mL 0,5 M NaHCO3 kombiniert. Verdünnen Sie die Mischung auf 1 L mit destilliertem Wasser. Fügen Sie 2 ml 1 M CaCl2· hinzu. H2O, um eine Endkonzentration von 2 mM CaCl2 zu erreichen. Lassen Sie die Lösung mindestens 30 Minuten vor der Anwendung mit 95 % O2/5 % CO2 blasen.
  3. Bereite 2,5 mM DA Standardlösung für die Kalibrierung vor.
    1. Bereiten Sie 0,1 mM Perchlorsäure vor, indem Sie 20 μL 0,1 M Perchlorsäure in 20 mL destilliertes Wasser verdünnen. Gründlich mischen, um eine vollständige Verdünnung zu gewährleisten.
    2. Wägen Sie 9,48 mg DA-Hydrochloridpulver und lösen Sie es in der oben hergestellten 0,1 mM Perchlorsäure, um eine Endkonzentration von 2,5 mM zu erhalten. Lagern Sie die Lösung bei 4 °C und schützen Sie sie vor Licht, um Oxidation zu verhindern.

3. Zubereitung von Gehirnschnitten

  1. Eliminieren Sie die Tiere, entnehmen Sie dann schnell das Gehirn und übertragen es sofort in eine eiskalte, saccharosebasierte Schneidelösung.
  2. Man montiert das Gehirn auf der Vibratom-Plattform und schneidet 300 μm koronale Schnitte zwischen +1,5 mm und +0,5 mm relativ zum Bregma mit einer Schnittgeschwindigkeit von 0,34 mm/s.
  3. Die Scheiben werden in eine Rückgewinnungskammer mit aCSF bei 32 °C umgeleitet. Die Scheiben 30-40 Minuten bebrüten.
  4. Nach der Rückgewinnung werden die Scheiben bei Raumtemperatur in einem kontinuierlich sauerstoffhaltigen Nährstoff-CSF gelagert, bis sie wieder verwendet werden.

4. Aufbau der Anlage und Elektrodenkonditionierung

  1. Schalten Sie das Perfusionssystem ein. Die gesamte Anlage mindestens 10 Minuten mit destilliertem Wasser perfundieren. Schalten Sie das Heizsystem ein und stellen Sie die Temperatur auf 32 °C.
    HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass der Temperatursensor vollständig in die Lösung eingetaucht ist, bevor Sie die Heizung aktivieren.
  2. Aktivieren Sie die Stimulusgenerator-Software, die Kamera, den Mikromanipulator und die Hintergrundbeleuchtung des Mikroskops.
  3. Öffnen Sie die HDCV-Software zur FCV-Datenerfassung. Stellen Sie die Spannungsparameter auf eine dreieckige Wellenform ein, die von -0,4 V bis +1,2 V mit einer Scanfrequenz von 400 V/s bei 10 Hz angelegt wird.
  4. Legen Sie die Gehirnscheibe in die Mitte der Schnittkammer und sichern Sie sie mit einer Harfe.
  5. Mit dem Mikromanipulator wird die Elektrodenspitze ins Sichtfeld des Mikroskops gebracht.
  6. Überprüfe die Elektrodenspitze unter dem Mikroskop, um sicherzugehen, dass sie intakt und nicht gebrochen ist.
  7. Beginnen Sie mit der Datenerhebung und prüfen Sie das Strom-Spannungs-Diagramm.
  8. Konditionieren Sie die neue Elektrode, indem Sie sie in kortikales Gewebe legen und eine dreieckige Wellenform mindestens 30 Minuten lang durchlaufen lassen, bevor Sie aufgenommen werden.
    HINWEIS: Ein ordnungsgemäßes zyklisches Voltammogramm sollte eine charakteristische Ladekurve anzeigen (Abbildung 1B). Ersetzen Sie die Elektrode, wenn das Voltammogramm verzerrt ist (Abbildung 1C-E) oder wenn der Hintergrundstrom instabil ist. Wenn die Instabilität weiterhin besteht, überprüfen Sie die Erdungsverbindung.

5. Messung der extrazellulären DA-Konzentration

  1. Mit dem Mikromanipulator bewegt man die Aufzeichnungselektrode von ihrer Konditionierungsstelle zum Zielaufnahmepunkt innerhalb der Gehirnscheibe.
  2. Positionieren Sie eine konzentrische bipolare Stimulationselektrode an der gewünschten Aufnahmestelle. Platzieren Sie die Aufzeichnungselektrode etwa 50 μm von der Stimulationselektrode entfernt (Abbildung 2A,B).
  3. Liefern Sie eine einpulsige elektrische Stimulation bei 0,65 mA mit einer Pulsbreite von 200 μs und einem Interstimulusintervall von 150 s. Überprüfen Sie, dass die Oxidations- und Reduktionsspitzen bei den erwarteten Spannungen auftreten (Abbildung 2C) und dass der DA-Transient typische Freigabe- und Freigabekinetik zeigt (Abbildung 2D).
  4. Zeichnen Sie 10 Baseline-DA-Signale auf und überprüfen Sie die letzten drei Baseline-Leiterbahnen. Bestätigen Sie, dass die Variation zwischen diesen Signalen weniger als 5 % beträgt.
    HINWEIS: Wenn die Signalamplitude niedrig ist oder weiter abnimmt, überprüfen Sie das Carbogen-Angebot, die Temperaturstabilität sowie die Osmolarität und den pH-Wert des aCSF.
  5. Erzeugen Sie Stimulationsimpulse mithilfe einer pseudorandomisierten Sequenz, die sowohl Einzelpuls- (1p) als auch Vierpuls-Paradigmen (4p, 100 Hz) umfasst.
    HINWEIS: Die 4p 100-Hz-Stimulation ahmt das natürliche Hochfrequenz-Feuer der DA-Neuronen11 nach und wird häufig verwendet, um die maximale Stärke der ChiI-abhängigen Depression zu beurteilen, die etwa 7–8 ms nach ChI-Aktivierung20 auftritt. Wechseln Sie während der gesamten Aufnahme Stimulationsmuster, um Sequenzverzerrungen zu minimieren.
  6. Lösen Sie das gewünschte pharmakologische Mittel in aCSF auf und lassen Sie die Lösung mindestens 10 Minuten lang mit 95 % O2/5 % COblasen .
  7. Tragen Sie das Medikament in die Badekammer auf und inkubieren Sie, bis die volle pharmakologische Wirkung erreicht ist (z. B. 10–15 Minuten für DHβE). Wiederholen Sie die Stimulations- und Aufzeichnungsverfahren unter medikamentös behandelten Bedingungen.

6. Kalibrierung

  1. Bereiten Sie eine 2 μM DA-Kalibrierungslösung vor, indem Sie 20 μL des 2,5 mM DA-Materials in 25 mL sauerstoffhaltigen aCSF verdünnen.
  2. Positioniere die Elektrode in der Nähe des Einlasss. Stellen Sie den Mikroskopfokus an, um die oberen und unteren Ränder des Einlasss klar zu sehen. Fokussiere dich neu auf die Mitte des Einlassrohrs und stelle den Mikromanipulator (anheben oder senken), bis die Elektrodenspitze deutlich sichtbar ist.
  3. Perfundieren Sie die Elektrode mit sauerstoffhaltigem aCSF bei hoher Durchflussrate für etwa 10 Sekunden, um die Elektrodenoberfläche zu reinigen. Während Sie den Schalter unter dem Mikroskop beobachten, wechseln Sie die Perfusionsleitung von aCSF zur DA-Kalibrierungslösung.
  4. Halten Sie die Perfusion mit der DA-Lösung 30-60 Sekunden aufrecht. Wechsle den Schlauch wieder auf aCSF und setze die Perfusion fort, um den DA auszuwaschen. Wiederhole das gesamte Kalibrierungsverfahren dreimal.
  5. Berechnen Sie den Kalibrierungsfaktor (nA/μM) unter Verwendung der durchschnittlichen Stromantwort (ΔI) der drei DA-Anwendungen (Abbildung 2E). Für jede Anwendung berechnet man ΔI mit: ΔI = IDApeak− IDAbase. Mitteln Sie die ΔI-Werte und teilen Sie durch die bekannte DA-Konzentration (2 μM), um den Kalibrierungsfaktor der Elektrode zu erhalten.
  6. Beschrifte die Elektrode mit dem Experimentdatum und speichere alle Kalibrierungsdaten für die spätere Referenz.
    HINWEIS: Jede Aufzeichnungselektrode wird am Ende des experimentellen Tages kalibriert und für weitere Aufnahmen nicht wiederverwendet, um optimale Empfindlichkeit und Genauigkeit zu gewährleisten.

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Ergebnisse

DA-Freisetzungsamplituden wurden aus im Hintergrund subtrahierten FCV-Aufnahmen quantifiziert. Für jede Studie wurde das Hintergrundsignal erzeugt, indem im Mittelwert fünf stabile Vorstimulations-Voltammogramme erzeugt wurden, was eine klare Isolierung des Oxidationspeaks ermöglichte. Die DA-Freisetzung wurde als Spitzenoxidationsstrom bei etwa +0,6 V gemessen. Am Ende jedes Experiments wurden Elektroden kalibriert, und die Spitzen-Oxidationsströme wurden mit dem elektrodenspezifischen ...

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Diskussion

Dieses Protokoll beschreibt die grundlegenden Verfahren zur Messung der evokierten DA-Freisetzung mittels FCV in akuten Mäus-Gehirnschnitten und bietet einen umfassenden Leitfaden zum wesentlichen Arbeitsablauf. Neben DA-spezifischen Anwendungen kann FCV auch zur Detektion anderer Neurotransmitter wie Noradrenalin und Serotonin verwendet werden, sowohl in ex vivo als auch in vivo Präparaten 21,22,23.<...

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Offenlegungen

Yan-Feng Zhang ist der Gründer von Oxbio.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch einen Zuschuss (SBF009\1125) des Springboard Award der Academy of Medical Sciences finanziert, der von der British Heart Foundation, Diabetes UK, dem Government Department for Science, Innovation and Technology (DSIT) und Wellcome to Y. -F. Z. unterstützt wird.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
AcetonSigma-Aldrich534064-500ml
CalciumchloridSigma-Aldrich21115-100ml1M-Lösung
KohlefaserGoodfellow Cambridge LimitedLS596012 Fahndung
Konzentrische bipolare ElektrodeFHC300197Stimulus-Elektrode
Dihydro-β-Erythroidin-HydrobromidTocris Biosciences12A/295293
Dopamin HClapexbtB1482
Schnellscan-zyklisches Voltammetrie-Potentiostat-SystemWaveNeuroAF01FSCV1
Glaskapillaren Harvard-ApparatGC200F-10
GlukoseSigma-AldrichSLCQ7550
HalogennetzteilOlympus TH4
Isolierter StromstimulatorDigitimerDS3
MagnesiumchloridhexahyratSigma-AldrichM2670
Multicore-Kabel Multicomp Pro3372784
PerchlorsäureFisher-WissenschaftUN29200,1 M in Gletscheressigsäure
Peristaltische PumpenGilson MINIPLUS 3
KaliumchloridSigma-AldrichP9541
Prime BSI ExpressTeledyne01-PRIMZAHL-BSI-EXP
SilberleitfarbeRS-KomponentenRS 186-3600
Silber/Silberchlorid-ReferenzWeltpräzisionsinstrumente0226EReferenzelektrode
SliceScopeScientificaPro 2000
NatriumbicarbonatSigma-AldrichS5761
NatriumchloridFisher-Wissenschaft2402665
Natriumphosphat-MonobasikSigma-AldrichS5011
StimulusgeneratorMehrkanalsystemeSTG5 
SucroseMillipore84100
Vertikaler Mikroelektrodenzieher NarishigePC-100

Referenzen

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