Methodenartikel

Ein Atherosklerosemodell bei Mäusen, induziert sowohl durch partielle Karotisligation als auch durch Überexpression von PCSK9

548 Ansichten

DOI:

10.3791/69862

27. Februar 2026

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Ein reproduzierbares Mausmodell induziert Karotisatherosklerose durch Kombination des PCSK9-adenoassoziierten Virus (PCSK9-AAV) – eine fettreiche Diät vermittelte Hypercholesterinämie und partielle linke Karotisligation (PCL) und rekapituliert die menschliche Pathophysiologie. Dies ermöglicht eine schnelle Induktion menschenähnlicher carotis-atherosklerotischer Läsionen bei Wildtypmäusen ohne genomische Editierung und bietet ein standardisiertes Werkzeug zur Erforschung der Karotis-Atherosklerose.

Zusammenfassung

Das Fehlen schneller, reproduzierbarer carotisspezifischer Arteriosklerose-Modelle bei Wildtypmäusen schränkt translationale Studien zur Plaquebiologie und Therapien ein. Dieses Protokoll beschreibt eine nicht-genomisch editierte, zeiteffiziente Methode, um reproduzierbare Karotisatherosklerose bei C57BL/6-Mäusen zu induzieren, indem adenoassoziierte Virus-(AAV)-vermittelte PCSK9-Überexpression , eine atherogene fettreiche Diät und eine partielle Ligatur der linken Karotislinie (PCL) kombiniert wird. Das Ziel ist es, einen standardisierten Arbeitsablauf bereitzustellen, der wichtige pathophysiologische Merkmale der menschlichen Karotiserkrankung – Hyperlipidämie plus gestörter Durchfluss – reproduziert, ohne dass genetisch veränderte Tiere erforderlich sind. Zu den Methoden gehören die Dosierung und Verabreichung von PCSK9-AAV, die perioperative Vorbereitung, eine schrittweise chirurgische Ligierung der linken Karotis, postoperative Versorgung, Ernährungsschema, Gewebeentnahme sowie histologische Beurteilung einschließlich Oil Red O und Verhoeff-Van Gieson Färbung. Die Ergebnisse zeigen erhöhte zirkulierende Cholesterinwerte und niedrigdichte Lipoproteinwerte im Vergleich zu Referenzwerten. An der linken ligierten Halsschlagader entwickeln sich ausgeprägte atherosklerotische Plaques, mit signifikant erhöhter Lipidansammlung und signifikanter arterieller Intimamedia-Verdickung im Vergleich zur rechten nicht-ligierten Kontrollarterie. Dieses standardisierte Protokoll verbessert die Reproduzierbarkeit und Zugänglichkeit für Forscher, die die Bildung und das Fortschreiten von Karotisplaque, Interventionsstrategien untersuchen, und erleichtert laborübergreifende Vergleiche experimenteller Therapien.

Einleitung

Herz-Kreislauf-Erkrankungen (CVDs) bleiben die Hauptursache der globalen Sterblichkeit, wobei Arteriosklerose als gemeinsame pathologischeGrundlage dient. Die Halsschlagader ist ein kritischer Ort für arteriosklerotische Läsionen; Die Untersuchung der Karotisarteriosklerose ist unerlässlich, um die Pathogenese von Herz-Kreislauf-Erkrankungen zu verstehen undtherapeutische Strategien zu entwickeln. Tiermodelle sind unverzichtbare Werkzeuge für die Atheroskleroseforschung in vivo , doch bestehende Modelle haben oft Einschränkungen hinsichtlich Bequemlichkeit und ihrer Fähigkeit, menschliche pathophysiologische Merkmale zu reproduzieren.

Im Vergleich zur Atherosklerose an anderen arteriellen Stellen (z. B. Aorta, Oberschenkelarterie) wird die Bildung der Karotis-Atherosklerose stärker von der Hämodynamik beeinflusst. Die Halsschlagader unterliegt einer hohen Scherspannung (10–15 dyn/cm², dyne pro Quadratzentimeter), nur die Koronararterie (6–45 dyn/cm²)3. Insbesondere an der Karotisbifurkation tritt ein Wirbelstrom auf, der durch eine gestörte, oszillierende Scherspannung gekennzeichnet ist. Dieses abnormale hämodynamische Umfeld löst eine anhaltende proinflammatoriske Aktivierung lokaler Endothelzellen aus, gekennzeichnet durch eine hochregulierte Expression von Adhäsionsmolekülen und Chemokinen, die die Rekrutierung von Monocyten und den Beginn der Atherosklerose3 erleichtern. Außerdem weisen hochriskante menschliche carotis-atherosklerotische Läsionen oft einen Stenosegrad von über 70 % auf, was als prozentuale Verringerung des luminalen Durchmessers durch diePlaque 4 definiert ist. Daher sind Tiermodelle, die eine schwere atherosklerotische Stenose auslösen können, wichtig.

Das Modell der partiellen Karotisligation (PCL) ist ein Atherosklerose-Modell, das durch anhaltende Blutflussstörungen induziert wird und die Vorteile einer kurzen Modellierungszeit und schwerer Läsionenhat. Apolipoprotein E (ApoE) ist ein Schlüsselprotein, das am Stoffwechsel und der Entfernung von zirkulierendem Cholesterin und triglyzeridreichen Lipoproteinen beteiligt ist und eine entscheidende Rolle bei der Aufrechterhaltung der Plasmalipid-Homöostase spielt. Das traditionelle PCL-Modell mit ApoE-knockout (ApoE⁻/⁻)-Mäusen ist jedoch schwierig und kostspieligzu erzeugen. Wenn ein Zielgen-Knockout erforderlich ist, ist ein Doppelgen-Knockout (sowohl des Zielgens als auch des ApoE-Gens) notwendig, was den Modellierungsprozess weiter erschwert. Im Gegensatz dazu zeigt das Modell bei der Verwendung nur Wildtyp-C57BL/6-Mäuse für PCL keine Hypercholesterinämie, einen zentralen Risikofaktor für humane Arteriosklerose, und es entstehen selten prominente lipidreiche atherosklerotische Läsionen 6,7. Andere Modelle, wie ApoE⁻/⁻ oder LDLR-Knockout (LDLR⁻/⁻) Mäuse, die mit einer fettreichen Ernährung (HFD) gefüttert werden, werden in der Atheroskleroseforschung weit verbreitet zur Untersuchung der Aortenatherosklerose eingesetzt. Dennoch versäumen diese Modelle es, die Wirkung einer gestörten Durchblutung zu berücksichtigen, und können in kurzer Zeit keine schwere Arteriosklerose entstehen. Frühere Studien haben gezeigt, dass nach 3 Monaten HFD-Fütterung ApoE⁻/⁻- oder LDLR⁻/⁻-Mäuse nur milde atherosklerotische Plaques in den Aorten- oder Brachiozephhalarterieregionen entwickeln, während in den Halsschlagadernkeine offensichtlichen Plaque-Läsionen entstehen.

Proprotein-Convertase-Subtilisin/Kexin Typ 9 (PCSK9) ist ein wichtiger Regulator des LDL-Cholesterin-Stoffwechsels (Low Density Lipoprotein) Cholesterin: Es fördert den Abbau von LDL-Rezeptoren und erhöht dadurch den Serum-LDL-C-Spiegel10. Das rekombinante, adenoassoziierte Virus, das PCSK9 exprimiert (PCSK9-AAV), ermöglicht dosiskontrollierbare Hypercholesterinämie bei WT-Mäusen ohne genetische Modifikationen11. Die Kombination von PCSK9-AAV-induzierter Hypercholesterinämie, HFD (die Lipidstoffwechselstörungen weiter verschlimmert) und PCL (das lokale hämodynamische Störungen induziert) ermöglicht die Erstellung eines Tiermodells, das zwei zentrale Risikofaktoren für humane Arteriosklerose einbezieht: Hypercholesterinämie und Flussstörung.

Aufbauend auf früheren Forschungsfortschritten12 etabliert dieses Protokoll eine standardisierte Methode zur Auslösung von Karotisarteriosklerose bei C57BL/6-Mäusen. Im Vergleich zu bestehenden Modellprotokollen bietet es drei wichtige Vorteile: (1) Pathophysiologische Relevanz: Es rekapituliert gleichzeitig Hypercholesterinämie und Flussstörungen, was zu Karotisläsionen führt, die Merkmale aufweisen, die der mittleren bis späten Arteriosklerose des Menschen ähneln; (2) Reproduzierbarkeit: Eine detaillierte Parametrisierung der AAV-Dosierung, chirurgischer Eingriffe und diätetischer Kontrolle reduziert die interlaborative Variabilität; (3) Terminion: Die gesamte Modellierungszeit beträgt 5 Wochen, was die für die Modellentwicklung benötigte Zeit erheblich verkürzt.

Dieses Protokoll eignet sich für Forschende, die die Biologie der Gefäßwand untersuchen, die Wirksamkeit von anti-atherosklerotischen Medikamenten bewerten und die Wechselwirkung zwischen Hämodynamik und Lipidstoffwechsel bei Atherosklerose untersuchen. Bemerkenswert ist, dass dieses Protokoll ein karotisfokussiertes Modell ist, das nicht alle Aspekte systemischer menschlicher Risikofaktoren für Arteriosklerose vollständig replizieren kann, einschließlich, aber nicht beschränkt auf Rauchen, Diabetes mellitus, Bluthochdruck und Fettleibigkeit. Im Folgenden finden Sie eine Schritt-für-Schritt-Anleitung zur Modellbildung und zur Läsionsbewertung.

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Protokoll

Alle Verfahren wurden vom Tierethikausschuss des Ethikausschusses für Tierversuche am Peking Union Medical College (ACUC-A02-2024-006) genehmigt und entsprechen dem Leitfaden zur Pflege und Nutzung von Labortieren.

1. Versuchstierpräparation

  1. Kauf männliche C57BL/6 Mäuse im Alter von 6-8 Wochen (Körpergewicht: 22-25 g).
  2. Hausmäuse in einer bestimmten krankheitserregerfreien (SPF) Umgebung unter streng kontrollierten Bedingungen: Temperatur (23 ± 1°C), Luftfeuchtigkeit (50 ± 5 %) und ein 12-stündiger Hell/Dunkel-Zyklus (Beleuchtung: 07:00–19:00).
  3. Vor dem Experiment bieten Sie den Mäusen eine Standard-Chow-Diät (10 % Fettenergieverhältnis) und steriles Wasser mit freiem Zugang zu Futter und Wasser für eine einwöchige Akklimatisationsphase.

2. Vorbereitung und Durchführung von PCSK9-AAV

VORSICHT: Behandeln Sie AAV als Biosicherheitsgefahr und führen Sie alle Verfahren unter dem entsprechenden institutionellen Biosicherheitsniveau (typischerweise BSL-2) durch. Tragen Sie doppelte Handschuhe, Augenschutz und Schutzkleidung. Vermeiden Sie die Aerosolbildung während der Handhabung. Dekontaminieren Sie AAV-kontaminierte Materialien mit geeigneten Desinfektionsmitteln (z. B. 10 % Bleichmittel) und folgen Sie klar definierten Verantwortlichkeits- und Einsatzprotokollen. Alle viruskontaminierten Abfälle müssen durch Eintauchen in chlorhaltige Desinfektionsmittel inaktiviert werden.

  1. Kauf rekombinante PCSK9-AAV (rAAV8-HCRApoE/hAAT-D377Y-mPCSK9).
  2. Verifizieren Sie den AAV-Titer durch quantitative Echtzeit-PCR, die auf den CMV-Promotor zielt: Der Endtiter betrug 6,10×10¹³ vg/mL (Vektorgenome pro Milliliter). Lagere AAV bei -80°C und vermeide wiederholte Gefrier-Tau-Zyklen (≤3 Gefrier-Tau-Zyklen).
  3. Aav 15-20 Minuten auf Eis auftauen lassen, dann das Zentrifugenrohr 3-5 Mal sanft umkehren, um zu mischen (Vortex vermeiden).
  4. Verdünnen Sie PCSK9-AAV mit steriler phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS) auf eine Endkonzentration von 2×10¹¹ vg/200 μL pro Maus.
  5. Verabreichen Sie durch Schwanzveneninjektion (i.v.): Fixieren Sie die Maus mit einem venen-visualisierenden Halter für die Mausschwanzinjektion und injizieren Sie langsam 200 μL verdünntes AAV mit einer Insulinspritze (Injektionsrate: 10 μL/s). Der Injektionszeitpunkt ist eine Woche vor PCL (Abbildung 1A).

3. Präoperative Vorbereitung auf eine partielle Karotisligatur

VORSICHT: Tribromoethanol ist ein kontrolliertes Reagenz mit einem Überdosisrisiko. Verabreichen Sie streng nach Körpergewicht, vermeiden Sie wiederholte Injektionen und dokumentieren Sie Dosierungszeit und -volumen genau. Lagern Sie in einem verschlossenen Behälter und stellen Sie sicher, dass die Zubereitung und Nutzung ausschließlich von geschultem Personal durchgeführt werden. Bei Verdacht auf Überdosis leiten Sie das Notfallmanagement ein und dokumentieren Sie den Vorfall.

  1. Betäuben Mäuse durch intraperitoneale Injektion (i.p.) von Tribromoethanol (2,5 % Avertin, 0,18 mL/10 g), bis der Aufrichtreflex verloren geht (ca. 2–3 Minuten). Dann wird die Maus auf ein Heizkissen (37 ± 0,5°C) gelegt. Überprüfen Sie die anästhetische Wirkung, indem Sie die Zehen zusammenkneifen.
    HINWEIS: Eine Anästhesie ist entscheidend für eine erfolgreiche Operation. Um das Anästhesierisiko zu minimieren, sollten mehrere Narkoseinjektionen vermieden werden. Vor Beginn der Operation sollte die Anästhesiedosis anhand der erwarteten Operationsdauer bestimmt werden. Zusätzlich wird empfohlen, dass die Operationsdauer für jede Maus <30 Minuten beträgt, um die Risiken längerer Eingriffe zu minimieren.
  2. Während der Operation überprüfe die Atemfrequenz der Maus (normal: 40–60 Atemzüge pro Minute) und den Plantarreflex, indem du alle 5 Minuten sanft mit der Pinzette die Hinterpfotenpolster kneifst.
  3. Tragen Sie die Enthaarungscreme gründlich auf die vordere Halshaut der Maus auf. Nach 2–3 Minuten entferne ich das vordere Halshaar mit Wattestäbchen und reinige das restliche Haar mit normaler Kochsalzlösung. Desinfizieren Sie die freiliegende Haut dreimal mit 5 % Povidon-Jod.
  4. Führen Sie eine Operation in einem Biosicherheitsschrank in einem aseptischen Mausraum durch. Sterilisieren Sie den Operationsraum mit ultraviolettem Licht, um die Asepsis möglichst aufrechtzuerhalten, und autoklavieren Sie alle Metallinstrumente.
    HINWEIS: Eine aseptische Umgebung und gründliche Desinfektion sind unerlässlich, um das Überleben nach der Operation und die physiologische Stabilität der Maus zu gewährleisten.

4. Partielle Karotisligation – chirurgischer Eingriff

  1. Mache einen Mittellinienschnitt (etwa 1,0–1,5 cm lang) am Hals der Maus mit steriler chirurgischer Schere; Trennen sie subkutanes Gewebe und den Musculus sternocleidomastoideus mit stumpfer Pinzette, um die linke Arteria common carotis (LCCA) freizulegen.
    HINWEIS: Der Operationsbereich sollte kontinuierlich mit erwärmter Kochsalzlösung befeuchtet werden, um weitere Traumata durch Gefäß- oder Gewebeaustrocknung zu verhindern.
  2. Trennen Sie den LCCA stumpf vom Vagusnerv (der an der Arterie angrenzt), um eine Schädigung des Vagusnervs zu vermeiden (was Atemdepression verursachen kann).
  3. Schneiden Sie entlang der LCCA nach oben, um die arteria carotis interna (ICA), die arterie carotis external (ECA), die arterie occipitalis (OA) und die arterie superior thyroid arterie (STA) freizulegen (Abbildung 1B).
  4. Verwenden Sie 6-0 sterile Seidennähte, um die linke äußere Halsschlagader oberhalb der STA zu ligieren. Anschließend verwenden Sie eine weitere 6-0 sterile Seidennaht, um die Wurzeln von ICA und OA gleichzeitig zu verbinden.
    HINWEIS: Vermeiden Sie das Ligaieren von Nerven und anderem umliegenden Gewebe. Blockieren Sie den Shuntfluss von ECA/ICA/OA vollständig, während ein gewisser Grad an rückläufigem Fluss in LCCA erhalten bleibt. Der Ligationseffekt wird durch Beobachtung des Blutungs-/Blutflussstatus und der distalen arteriellen Pulsation bewertet.
  5. Überprüfen Sie an der Operationsstelle auf Blutungen. Wenn Blutungen auftreten, drücken Sie vorsichtig mit sterilen Wattestäbchen 30 bis 60 Sekunden, um eine Hämostase zu erreichen. Nähen Sie die Haut mit Gewebeklebstoff oder chirurgischer Naht.
    HINWEIS: Vermeiden Sie, dass übermäßiger Gewebeklebstoff in das subkutane Gewebe eindringt.

5. Pflege nach partieller Karotisligation und Intervention in der fettreichen Diät

  1. Verabreichen Sie 0,5 ml warme, normale Kochsalzlösung per intraperitonealer Injektion zur Flüssigkeitsersatz postoperativ.
  2. Schmerzen lindern durch subkutane Injektion von Meloxicam (0,1 mg/kg) unmittelbar nach der Operation und 12 Stunden nach der Operation.
  3. Setzen Sie die Maus in einen erhitzten Erholungs-Käfig (37 °C), bis der Aufrichtreflex wiederhergestellt ist (ca. 15–30 Min). Überwachen Sie die Maus innerhalb von 24 Stunden nach der Operation auf abnormale Verhaltensweisen (z. B. Lethargie, Dyspnoe).
  4. Antibiotika zur Verhinderung von Infektionen nach der Operation bereitstellen, wie von Tierärzten empfohlen, zum Beispiel antibiotikahaltiges Trinkwasser für 7 Tage nach der Operation.
  5. Füttern Sie mit westlichem Stil (mit 40 % Fettenergieverhältnis und 1,25 % Cholesteringehalt) bis zur Läsionsbeurteilung (4 Wochen nach der Operation).
    HINWEIS: Bewahren Sie das HFD bei 4°C auf, um eine Fettoxidation zu verhindern, und verwenden Sie es innerhalb von 2 Wochen nach Öffnen. Ersetzen Sie das HFD alle 2 Tage, um die Frische zu gewährleisten, und überwachen Sie die tägliche Nahrungsaufnahme der Mäuse (normale Nahrungsaufnahme: ca. 4-5 g pro Maus und Tag). Die Synchronisation der HFD-Ernährung mit PCSK9-AAV-induzierter Hypercholesterinämie maximiert die Lipidablagerung in der Halsschlagader; die Verzögerung des Beginn der HFD verringert die Schwere der Läsion.

6. Probenentnahme und -verarbeitung

VORSICHT: Paraformaldehyd gibt giftige Dämpfe ab. Vorbereitung, Anwendung und Entfernung müssen in einer chemischen Abzugshaube erfolgen, während geeignete PSA (Handschuhe, Schutzbrille und Laborkittel) getragen werden. Entsorgen Sie Abfälle mit etablierten Neutralisierungs- und chemischen Abfallsammlungsverfahren. Fixierungsmittel sollten neutralisiert und zentral gemäß institutionellen Protokollen zur Entsorgung von flüssigen Abfällen eingesammelt werden.

HINWEIS: Die humanen Carotis-Atherosklerotikproben in dieser Studie stammen von Patienten mit Karotisarterienstenose, die sich einer Carotid-Endarteriektomie unterzogen haben. Diese Studie entspricht der Erklärung von Helsinki und wurde vom Institutional Ethics Review Board des Peking Union Medical College Hospital (PUMCH) genehmigt (Nr. JS-2966). Alle Studienteilnehmer gaben schriftliche informierte Einwilligung ab.

  1. Vier Wochen nach der Operation betäuben Sie die Mäuse mittels intraperitonealer Injektion von Tribromoethanol.
  2. Führen Sie eine beidseitige Thorakotomie an narkosierten Mäusen durch und durchstoßen Sie das Herz, um Blutproben für Blutlipidtests zu entnehmen. Anschließend wird der linke Ventrikel mit 20 ml eiskaltem PBS perfundiert, um Restblut aus den Blutgefäßen in 3–6 mL/min zu spülen. Beobachte Veränderungen der Gewebefarbe als visuellen Indikator für die Vollendung der Perfusion.
    HINWEIS: Wenn dies durch institutionelle Ethik/Vorschriften erlaubt ist, können alternative Methoden angewendet werden, sofern sie klar formuliert und gemäß den Anforderungen des örtlichen Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) durchgeführt werden. Tierkadaver müssen vom institutionellen Tierarztteam oder autorisierten Auftragnehmern gemäß den Bioabfallvorschriften verbrannt oder nach genehmigten Biohazard-Entsorgungsverfahren verarbeitet werden.
  3. Schneiden und entnehmen Sie die Halsschlagader zusammen mit dem Herzen, isolieren Sie die beidseitige Halsschlagader unter dem Mikroskop und fixieren Sie sie in 4 % Paraformaldehyd (PFA) bei 4 °C für 24 Stunden.
  4. Übertragen Sie die fixierte Karotisarterie auf eine 30%ige Saccharoselösung (gelöst in PBS) und inkubieren Sie bei 4°C für 24 Stunden (bis das Gewebe absinkt). Stecken Sie die Arterie in eine optimale Schnitttemperatur (OCT)-Substanz ein und lagern Sie sie bei -80°C.
  5. Verwenden Sie einen Kryostat, um 5 μm dicke Querschnitte der linken Halsschlagader zu durchschneiden (Schnittstelle: 1 mm proximal zur Ligaturstelle; Schneidtemperatur: -20°C ~ -22°C, Feinjustierung basierend auf dem Gewebewassergehalt). Mit einer vorgekühlten feinen Bürste überträgt man den Abschnitt vorsichtig auf die Antirollplatte des Kryostat, damit er flach liegt. Halten Sie einen mit Poly-L-Lysin beschichteten Objektträger nahezu senkrecht und bringen Sie ihn langsam in Kontakt mit dem Schnitt.
    HINWEIS: Der Perfusionsschritt ist entscheidend für die Entfernung von Restblut; Andernfalls stört es die Läsionenverfärbung. Vollständige arterielle Fixierung innerhalb von 30 Minuten nach der Euthanasie zur Erhaltung der Gewebemorphologie.

7. Untersuchung der atherosklerotischen Läsion 1 - Ölrot-O-Färbung

  1. Die Stücke 30 Minuten bei Raumtemperatur (20–25 °C) an der Luft trocknen; 1 Minute in 60 % Isopropanol einweichen, dann in Oil Red O Arbeitslösung (3:2 verdünnt mit 60 % Isopropanol) bei Raumtemperatur (20–25 °C) für 10 Minuten inkubieren.
  2. Unterscheiden Sie, indem man den Objektträger vollständig in 60 % Isopropanol bei Raumtemperatur für ~5–10 Sekunden eintaucht und dabei sanft bewegt, um ungebundene Farbstoffe zu entfernen; 30 S. mit Hämatoxylin färben; Mit Leitungswasser 5 Sekunden lang abspülen (um die Zellkerne zu bläuen).
  3. Aufnahme von Schnittbildern mit einem Diascanner oder optischen Mikroskop mit Vergrößerung 5x, 10x und 20x; Quantitative Analyse der Lipidablagerungsfläche mit der ImageJ-Software (Version 1,54p) – berechnet den Prozentsatz der Oil Red O-positiven Fläche relativ zur gesamten intimen Fläche.
  4. Bild-J-Quantifizierungsverfahren
    1. Öffnen Sie das Bild; Wählen Sie das Freihandauswahl-Werkzeug , um den Bereich intim-media manuell zu umrissen. Navigieren Sie zu Analyse > Tools > ROI Manager und klicken Sie auf Hinzufügen.
    2. Gehe zu Bild > Anpassung > Farbschwellenwert; passe die Farbton - und Helligkeitsparameter an, um die O-positiven Bereiche von Oil Red anzupassen. Klicken Sie auf Auswählen und dann auf Hinzufügen zum ROI-Manager.
    3. Wählen Sie sowohl den Intime-Media-ROI als auch den gefleckten ROI, klicken UND klicken, um den Oil Red O-positiven Bereich im Intima-Media-Bereich zu erhalten.
    4. Klicken Sie auf Addieren und Messen, um die Flächen der Intima-Media- und Oil Red O-positiven Regionen zu berechnen.
    5. Berechnungsformel:
      Ölrote O-Fläche (%) = (Ölrot O_positive_area / intimal_media_area) × 100

8. Bewertung der atherosklerotischen Läsion 2 – Verhoeffs Van-Gieson-Färbung

  1. Entnahme von OCT-Compound-eingebetteten gefrorenen Schnitten auf Objektträgern.
  2. Tauchen Sie die Folien 10-15 Minuten lang in destilliertes Wasser bei Raumtemperatur (20-25°C) mit sanftem Rühren (2-3 Mal), um die OCT-Verbindung vollständig aufzulösen.
  3. Entsorge Wasser mit OCT-Substanz und spüle dann Abschnitte 2 Minuten mit frischem destilliertem Wasser ab, um die Reststoffe der OCT zu entfernen.
  4. Inkubieren Sie die Abschnitte mit Verhoeff-Färbung (mit Hämatoxylin, Jod und Eisenchlorid) bei Raumtemperatur (20–25°C) für 15 Minuten und schütteln Sie das Foliengestell während der Inkubation vorsichtig 2–3 Mal, um eine gleichmäßige Färbung zu gewährleisten.
  5. Spülen Sie die Stücke zweimal schnell mit destilliertem Wasser, jeweils 10 Sekunden.
  6. Differenzieren Sie in einer 2%igen Eisenchloridlösung für 30–60 Sekunden; Beobachten Sie unter dem Mikroskop, bis elastische Fasern blau-schwarz erscheinen und der Hintergrund grau erscheint. Zweimal mit destilliertem Wasser spülen, jeweils 1 Minute.
  7. Behandeln Sie die Schnitte 1-2 Minuten in einer 5%igen Natriumthiosulfatlösung, um den Restjod zu entfernen.
  8. 2 Minuten mit destilliertem Wasser abspülen, dann 5 Minuten mit Van Gieson-Farbstoff (Säurefuchsin + Pitricsäure) abfärben, um die Kollagenfasern leuchtend rot zu färben.
  9. Dehydrieren Sie nacheinander in 95 % Ethanol (zweimal, jeweils 1 Minute) und 100 % Ethanol (zweimal, jeweils 1 Minute); 5 Minuten lang in Xylen reinigen; Abschnitte wurden mit einem synthetischen Harz-Montagemedium mit einem Deckmantel verschliffen.
  10. Aufnahme von Abschnittsbildern; Verwenden Sie digitale Bildanalyse-Software, um die Intimmediendicke oder Intimdicke von Plaques in vier Richtungen (vorder, hinter, links, rechts) mit dem Längenmesswerkzeug zu messen, und berechnen Sie anschließend den Durchschnittswert.
    1. Öffnen Sie die Folie, zoomen Sie auf den Querschnitt des Zielschiffs und klicken Sie auf das Messwerkzeug.
    2. Klicken Sie auf die Innenseite der Intima und die äußeren Ränder des Intima/Mediums in vorderer, hinterer, linker und rechtser Richtung nacheinander und notieren Sie die vier Dickenwerte.
    3. Berechnen Sie den Durchschnittswert und notieren Sie die Messungen.
      Durchschnittswert = (anterior + posterior + links + rechts) ÷ 4

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Ergebnisse

Die Ergebnisse der Ölrot-O-Färbung zeigten, dass die ligaierten Arterien eine starke Atherosklerotische Plaquebildung, offensichtliche Lipidkerne und nekrotische Bereiche aufwiesen. Der Anteil der Lipidregionen war in der linken Halsschlagader signifikant höher als in der rechten Halsschlagader-Kontrollarterie (p < 0,001) (Abbildung 2A). Die VVG-Färbung zeigte die Zerstörung oder das Verschwinden elastischer Fasern im Intima sowie eine deutliche Verdickung d...

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Diskussion

Dieses Protokoll beschreibt eine standardisierte Methode zur Etablierung eines Karotis-Atherosklerose-Modells bei C57BL/6-Mäusen, indem PCSK9-AAV-induzierte Hypercholesterinämie, fettreiche Diät (HFD) und eine partielle Ligation der Arterie Halsschlagader (PCL) kombiniert wird.

Im Vergleich zu traditionellen Modellen wie dem ApoE-/- oder LDLR-/- Modell oder PCL-Modellen mit WT-Maus5 bietet dieses Modell einzigartige Vorteile in...

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Offenlegungen

Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (82470516, 8227022021), dem Sonderforschungsfonds für zentrale Universitäten, dem Peking Union Medical College (3332025111), der National High-Level Hospital Clinical Research Funding (2025-PUMCH-A-181, 2025-PUMCH-D-001) und der Natural Science Foundation of Sichuan Province (2024NSFC0715) gefördert.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
6-0 sterile NylonnahtJinhuan MedicalF602NA
C57BL/6 MäuseShanghai Model Organisms Center, Inc. (SMOC)SM-001NA
Chow deitXietong-BiografieNein. XT93GNA
Cryostat Leica CM1950NA
EnthaarungscremeVeetRB Health LLCNA
Fettreiche DiätXietong-BiografieXT108cNA
OCTSakura4582NA
Oil Red O-LösungServiceBio&NBSP;G1017-100mLNA
Optisches MikroskopLeicaDM4BNA
Paraformaldehyd Servicebio G1101-500mLNA
PCSK9-AAVWZBioscience AV208001-AV8NA
Poly-L-Lysin-beschichtete ObjektträgerSigmaP0425NA
Dia-Scanner3DHISTECHPannoramischer SCHANDNA
SulfamethoxazolSelleckS1915 NA
Gewebeklebstoff3M Vetbond1469SBNA
Venen-visualisierender Mausschwanz-Injektionshalter Jinan Yiyan Wissenschaft & Technology Development Co., LtdYLS-Q9GNA

Referenzen

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Schlagwörter

PCSK9 berexpressionfettreiche Ern hrungC57BL 6 M useadeno assoziiertes VirusPlaquebildungOil Red O F rbungVerhoeff Van Gieson F rbungHyperlipid mie

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