Methodenartikel

Entwurf und Standardisierung eines Mandibular-Verletzungsmodells zur Untersuchung der kraniofacialen Geweberegeneration im Ambystoma mexicanum-Modell

DOI:

10.3791/69895

⸱

24. April 2026

 , 
1Departamento de Estudios Básicos Integrados, Facultad de Odontología, Universidad de Antioquia, 2Grupo Genética, Regeneración y Cáncer, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Antioquia, 3Instituto de Biología, Universidad de Antioquia

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

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Ziel dieser Studie war es, einen sicheren und reproduzierbaren chirurgischen Ansatz für eine vollständige transversale Amputation des Unterkiefers in Ambystoma mexicanum für die Untersuchung der kraniofazialen Geweberegeneration zu standardisieren.

Zusammenfassung

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Der kraniofaciale Komplex ist ein anatomischer Bereich, der beim Menschen durch Entwicklungsfehlbildungen, Traumata und Pathologien wie Krebs betroffen sein kann, was zum Verlust betroffener Gewebe führt. Dies schafft die Notwendigkeit, Strategien zur Regeneration dieser verlorenen Gewebe zu finden. Dies hat die Untersuchung zellulärer und molekularer Mechanismen gefördert, die die regenerative Reaktion verletzter kraniofacialer Strukturen bei regenerierenden Arten orchestrieren, wobei Ambystoma mexicanum (A. mexicanum) eine Art von großem Interesse darstellt.

Entsprechend wurde ein reproduzierbares chirurgisches Läsionsmodell im Kiefer von Axolotls entwickelt und standardisiert, um die regenerative Reaktion verletzter Gewebe zu untersuchen und einen kritischen Defekt wie beim Menschen zu simulieren. Daher wurden jugendliche/adulte Tiere zwischen 12 und 15 cm mit 0,1 % Tricain für 20 bis 30 Minuten betäubt. Anschließend wurde eine vollständige transversale Amputation mit einer vierhändigen Technik am distalen Drittel des Unterkiefers, einschließlich der symphysären und parasymphysären Region, durchgeführt, wobei Skelettstrukturen wie Zahnknochen und Meckel-Knorpel sowie weiche Gewebe wie Muskel, Bindegewebe, Nerven und Haut entfernt wurden. Anschließend wurden Knochenreste reguliert und 0,5 % Sulfamerazin aufgetragen. Die Gewebereaktion wurde sowohl makroskopisch als auch durch Diaphanisierung bewertet. Alle durchgeführten Verfahren wurden vom Tierversuchsausschuss der Universität von Antioquia, Kolumbien, genehmigt. Die Ergebnisse zeigen, dass die amputierten Tiere in der Lage waren, die entfernten kraniofacialen Strukturen morphologisch, strukturell und funktionell zu regenerieren.

Von großer Bedeutung bietet diese Arbeit eine reproduzierbare chirurgische Technik mit 100%iger Überlebensrate amputierter und reamputierter Tiere, wenn die Sammlung regenerierender Gewebe erforderlich war. Daher stellt dieses chirurgische Design einen grundlegenden Input für vergleichende Analysen mit anderen Wirbeltieren dar, die kraniofaciale Strukturen regenerieren können, sowie für die Untersuchung der zellulären und molekularen Mechanismen, die dieser regenerativen Reaktion zugrundeliegen.

Einleitung

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Die Fähigkeit, Gewebe, Organe und komplexe Strukturen zu regenerieren, wurde im gesamten Tierreichbeschrieben 1,2,3. Daher steht das Interesse daran, wie diese Arten die regenerative Reaktion nach Verletzung oder Amputation verschiedener Strukturen in Gliedmaßen und Schwänzen aktivieren und regulieren können, im Mittelpunkt der Untersuchung der Biologie der Regeneration 4,5,6,7,8.

Von großer Bedeutung für diese Arbeit ist die Untersuchung der kraniofazialen Geweberegeneration weltweit ebenfalls von großem Interesse, da dieser anatomische Bereich stark von Gesichtstrauma, kraniofacialen Entwicklungsstörungen, Infektionskrankheiten und Tumorerkrankungen, einschließlich Mundkrebs, betroffenist. Im Vorhandensein von Tumoren ist die Exzision von Strukturen oder großen Gewebeflächen erforderlich, entweder im Kiefer oder in anderen Gesichtsregionen, was wiederum die Notwendigkeit zur Rekonstruktion und Förderung der Reparatur des betroffenen Bereichs 10,11,12 erzeugt. Folglich hat sich in den letzten Jahrzehnten die Erforschung der kraniofacialen Geweberegeneration verstärkt, da die zellulären und molekularen Mechanismen untersucht und identifiziert werden müssen, die die regenerative Reaktion dieser Gewebe bei Arten mit geringer Regenerationskapazität, wie zum Beispiel Menschen13,14, verbessern können. Dies hat zur Verwendung von Tiermodellen geführt, die in der Lage sind, kraniofaziale Strukturen wie den Kiefer zu regenerieren, um die Mechanismen der regenerativen Reaktion nach der Entstehung kleiner Läsionen oder kritischer Defekte am Kieferzu erforschen und aufzuklären.

Frühere Studien zur Unterkieferamputation haben das Design verschiedener chirurgischer Ansätze hervorgehoben, die die Fähigkeit verschiedener Arten zur Regeneration dieser Struktur herausfordern16. Im Fall von Zebrafischen haben transversale Amputationen im distalen Drittel des Kiefers und laterale Zugänge zum Kiefer eine regenerative Reaktion gezeigt, bei der das amputierte Segment morphologisch und histologisch wiederhergestellt wird17,18. Andererseits haben bahnbrechende Studien an Amphibien, wie Notophthalmus viridescens, gezeigt, dass nach der transversalen Amputation des Unterkiefers, zu dem Strukturen wie Zunge und Pharyngealapparat in der Amputationsebene gehören, verlorene Gewebe, darunter Zahnbeen, Muskelgewebe und Zähne, sich regenerieren können. Allerdings können die linguale Struktur und der pharyngeale Apparat nicht regeneriert werden19,20. Dennoch wiederholen alle regenerierten Gewebe, wenn Zunge und Pharyngealapparat bei derselben Art nicht in der Amputationsebene enthalten sind, die Form und Struktur des amputierten Gewebes21,22. Darüber hinaus zeigen transversale Amputationen bei der Art Cynops pyrrhogaster, die die Zunge nicht in der Amputationsebene enthalten, eine regenerative Reaktion der amputierten Unterkieferstrukturen23. Andere Studien zeigen, dass vollständige transversale Amputationen im proximalen Drittel des Unterkiefers und laterale Rückgänge des Unterkiefers bei Arten wie Ambystoma maculatum, Desmognathus fuscus, Plethodon cinereus, Eurycea bislineata und Ambystoma opacum eine regenerative Reaktion im verletzten Gewebe fördern24,25. Dies zeigt, dass bei Amphibien der Erfolg der regenerativen Reaktion je nach Design und Ausdehnung der Gewebe in der Amputationsebene variieren kann.

Andererseits ist eine der Modellarten unter Amphibien, die als Referenz zur Untersuchung der Mechanismen der regenerativen Antwort dienen, der Urodeleamphibium A. mexicanum26,27. Frühere Berichte haben gezeigt, dass dies ein außergewöhnliches Modell ist, das kraniofaziale Strukturen regenerieren kann, darunter das Weichgewebe des Mundbodens, des Zahnbeins, Meckels Knorpel sowie Muskel- und Zahnstrukturen 28,29,30,31. Diese Befunde resultierten aus verschiedenen chirurgischen Ansätzen, darunter Schlagverletzungen am Mundboden, Zahndentektomie der Zähne sowie eines Teils des Zahnbeins sowie eines breiteren Ansatzes mit lateraler Amputation eines Teils des Unterkiefers 28,29,30,31. Bis heute wurde jedoch kein vollständiger transversaler chirurgischer Ansatz beschrieben, der einen kritischen Defekt erzeugt, der gleichzeitig den distalen Bereich der linken und rechten Hemimidibel sowie den Zahnbeen, Meckel-Knorpel, die vollständige Unterkiefersymphyse sowie Zahn- und Muskelgewebe beidseitig umfasst.

Daher beschreibt diese Arbeit den schrittweisen Prozess zur vollständigen transversalen Amputation des Kiefers von A. mexicanum, wodurch die regenerative Reaktion der amputierten Gewebe mit einer 100%igen Lebensfähigkeit bei den operierten Tieren überwacht werden kann. Angesichts fehlender Details zur Durchführung dieser Art von Amputation zielt dieser chirurgische Leitfaden darauf ab, die Reproduzierbarkeit dieses chirurgischen Ansatzes für jeden Forscher sicherzustellen, der vergleichende Analysen auf morphologischer, Gewebe-, zellulärer und molekularer Ebene bei dieser und anderen Arten, die diesem chirurgischen Ansatz ausgesetzt sind, sowie bei anderen Ansätzen, einschließlich lateraler Amputation des Unterkiefers. Letztlich bildet diese Arbeit eine Grundlage für die Identifizierung zukünftiger Moleküle, die die regenerative Antwort dieser Strukturen fördern, mit potenziellen Anwendungen in der kraniofacialen Regenerativmedizin.

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Protokoll

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Der in diesem Projekt verwendete Modellorganismus war der Salamander A. mexicanum, der endemisch in Xochimilco, Mexiko, vorkommt. Diese Tierkolonie wurde 2014 mit der Einfuhr von Elternsalamanden vom Ambystoma Genetic Stock Center der University of Kentucky offiziell gegründet und hat derzeit 32 Eltern und über 200 junge Tiere. Alle Verfahren wurden vom Ethikkomitee für Tierversuche der Universität Antioquia (UdeA) gemäß Gesetz Nr. 151 vom 27. März 2023 genehmigt, wobei nationale und internationale Standards für Tierversuche berücksichtigt werden, wie Kapitel VI des Gesetzes 84 von 1989 und Titel V der Resolution 8430 von 1993 des GesundheitsministeriumsKolumbiens 32,33.

1. Umgang mit Tieren

HINWEIS: Tiere mit einer Länge von etwa 12 bis 15 cm und einem wilden Phänotyp wurden verwendet, um dieses Protokoll zu standardisieren. Kleinere Tiere und Tiere mit anderen Phänotypen sind jedoch nicht ausgeschlossen.

  1. Wählen Sie Axolotls von etwa 12–15 cm Länge (von Schnauze bis Schwanz).
  2. Stellen Sie die Axolotls einzeln in einen Behälter, der groß genug ist, damit sie sich leicht bewegen können, idealerweise transparent und rechteckig.
  3. Halten Sie die Tiere vor dem Eingriff bei einer Temperatur zwischen 19 °C und 21 °C in 20 % Holtfreter-Lösung sowie in den Hell-Dunkel-Zyklen (12:12).
    HINWEIS: Wenn möglich, vermeiden Sie es, die Tiere 24 Stunden vor dem Eingriff zu überfüttern. Dies dient dazu, Erbrechen zu verhindern.

2. Vollständige transversale Amputation im distalen Drittel des Unterkiefers

  1. Vorbereitung der Anästhesie und Voroperation für Tiere
    1. Bereiten Sie eine 0,1%ige Tricain-Methanesulfonat-Anästhetiklösung vor: Mischen Sie 1 g Tricain-Methanesulfonat, 100 μL 1 M Ethylendiamintetraessigsäure (EDTA), pH 7,5, 50 μL 0,5% Phenolrot und stellen Sie bis zu 1 L mit 40% Holtfreter-Lösung her. Stellen Sie den pH-Wert mit NaOH auf 7,5 an.
    2. Bereiten Sie alle sterilen mikrochirurgischen Instrumente vor (Schere, Pinzette, Pinzette, 7A-Spatel, 1,5-ml-Röhrchen, Dentimeter, Pasteur-Pipette, Petrischale und ein Kunststofftablett, um das Tier später zur Operation zu platzieren).
    3. Reinigen Sie den Arbeitsbereich mit 70 % antiseptischem Alkohol, stellen Sie das direkte Licht entsprechend über dem Operationsfeld ein und positionieren Sie es.
  2. Anästhesie
    1. Geben Sie das Axolotl für 20-30 Minuten in einen Behälter mit etwa 500 ml 0,1 % Tricain-Methanesulfonat-Anästhesielösung, um eine tiefe Betäubung sicherzustellen.
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass das Tier vollständig in die Betäubungslösung eingetaucht ist.
    2. Überprüfen Sie Anzeichen einer Vollnarkose, indem Sie das vollständige Fehlen von Kiemenbewegungen und der Reaktion auf taktile Reize überprüfen.
      HINWEIS: Um die Kieferregeneration zu überwachen, machen Sie nach der Betäubung präoperative Fotos mit dem Stereomikroskop und folgen den Schritten in Abschnitt 4.
  3. Vollständige transversale Amputation des Kiefers
    HINWEIS: Die Amputation sollte so sorgfältig und schnell wie möglich mit einer Vierhandtechnik durchgeführt werden, also mit zwei Chirurgen.
    1. Legen Sie das Tier vorsichtig in die Rückenlage (mit dem Rücken nach oben) auf das Plastiktablett.
    2. Messen Sie den zu amputierenden Bereich mit einem Kaliper (endodontischem Zahnmessgerät) vom äußeren Rand des Kiefers bis zum proximalen Ende dieser Struktur, etwa 2,5 mm im Kinn-/Symphysebereich (Abbildung 1A).
      HINWEIS: Die Messung mit einem Kaliper wird auf der Tierhaut durchgeführt (extraoral).
    3. Machen Sie mit einem roten Wachsstift eine Markierung, um die Flugbahn der Amputationsebene und das Ausmaß des chirurgischen Defekts zu identifizieren.
    4. Heben Sie das Axolotl vorsichtig an und halten Sie es mit einer Hand fest, damit das Tier nicht aus dem Griff des Bedieners rutscht.
      HINWEIS: Diese Aktion sollte von einem der Operatoren (Operator 1) ausgeführt werden, während der andere Operator (Operator 2) für die Handhabung der chirurgischen Instrumente und das Schneiden verantwortlich ist.
    5. Positioniere ein direktes Licht über dem Kopfbereich des Axolotls, speziell über dem anatomischen Bereich, an dem operiert werden soll.
    6. Mit der anderen Hand wird die abgerunde, breitere Seite eines 7A-Spatels verwendet, um die Zunge vom Mundboden und dem zu operierenden Kieferbereich zu trennen. (Abbildung 1B).
      HINWEIS: Achten Sie darauf, dass die Zunge leicht über dem Oberkiefer liegt.
    7. Zuerst machen Sie (Operator 2) einen ersten Schnitt mit der chirurgischen Pinzette, vom äußeren Rand des Kiefers über Haut und hartes Gewebe (Zahnknochen und Meckel-Knorpel) (Abbildung 1C).
      HINWEIS: Stellen Sie sicher, dass die Instrumente ausreichend geschärft sind, um eine bessere Kontrolle beim Schneiden und Bearbeiten von Gewebe zu gewährleisten.
    8. Schneiden Sie weiter quer mit feiner chirurgischer Schere, sodass der Schnitt die gesamte Breite des Kiefers von der Stelle des ersten Schnitts bis zur kontralateralen Seite überquert, bis das distale Gewebe des Kiefers vollständig entfernt ist, entsprechend der geplanten Amputationsebene (vollständige transversale Amputation) (Abbildung 1D).
      HINWEIS: Bei größeren Axolotls mit robusteren Kiefern wird empfohlen, die Schnittebene mit einer Zange abzuschließen, um einen saubereren und weniger traumatischen Schnitt der Skelettstrukturen zu erzielen (Abbildung 1E).
    9. Beobachte die sofortige Rückziehung des verbleibenden Weichgewebes (Abbildung 1F).
    10. Sammeln Sie das amputierte Gewebe mit einer Dissektionszange und tauchen Sie es in ein 1,5-ml-Rohr mit der gewünschten Lösung gemäß dem durchzuführenden Verfahren: 4 % Paraformaldehyd (PFA) für die Fixierung und anschließende Histotechnologie oder Immunfluoreszenz, oder später in Trizol oder RNA für RNA-, DNA- oder Proteinextraktion, unter anderem (Abbildung 1F).
      HINWEIS: Dieses Gewebe kann als nicht-regenerierende Kontrolle zum Vergleich mit regeneriertem Gewebe aus histologischer Perspektive, zur basalen Genexpression oder zur Erkennung von Markern der finalen Gewebedifferenzierung verwendet werden.
    11. Setzen Sie den Axolotl in eine Petrischale, beobachten Sie sie unter dem Stereomikroskop und bearbeiten Sie die freiliegenden Knochen- und Knorpelgewebekanten mit einer Pinzette.
    12. Setzen Sie das Axolotl vorsichtig zurück in das Plastiktablett und geben Sie 12 Stunden lang 0,5 % Sulfametazin-Antibiotikabäder.

3. Postoperative Wiederherstellung von A. mexicanum

  1. Nach dem chirurgischen Eingriff wird das Axolotl in den transparenten Kunststoffbehälter mit 40 % Holtfreter-Lösung gelegt und Anzeichen der Genesung von der Vollnarkose beobachtet, wie Kiemenbewegungen, Aufrichtreflex oder Reaktion auf taktile Reize. Die vollständige Erholung dauert etwa 30–60 Minuten.
    HINWEIS: Halten Sie die 40%ige Holtfreter-Lösung kalt, bei einer Temperatur zwischen etwa 4 °C und 8 °C.
  2. Wechsle die kalte 40%ige Holtfreter-Lösung alle 24 Stunden für mindestens 8 Tage.
    HINWEIS: Die ersten 48 Stunden sind die wichtigsten für die Genesung des Tieres, daher muss sie täglich beobachtet werden.
  3. Nach 24–48 Stunden nach dem Eingriff füttere den Axolotl mit weich strukturiertem Futter, das leichter zu fangen ist und für das Tier weniger traumatisch ist.
    HINWEIS: Füttern Sie das Axolotl in den ersten 24 Stunden nach dem chirurgischen Eingriff nicht.

4. Bildaufnahme und Überwachung der regenerativen Reaktion

HINWEIS: Alle Bilder sollten so schnell wie möglich aufgenommen werden, um eine langwierige Handhabung des kürzlich operierten Tieres zu vermeiden.

  1. Sobald das Tier vollständig betäubt ist, nehmen Sie es vorsichtig auf und bringen es in einer Petrischuel zum Stereomikroskop und zur Digitalkamera, um Bilder vor und nach der Amputation zu machen.
    HINWEIS: Reinigen und desinfizieren Sie das Stereomikroskop vorher mit 70 % Alkohol.
  2. Verwenden Sie ein einfallendes Licht, das auf den Kopf des Axolotls zeigt, um den Kieferbereich besser zu beobachten.
  3. Halte den Körper des Axolotls mit einer Hand fest, um zu verhindern, dass er aus dem Bildaufnahmefeld rutscht.
    HINWEIS: Vermeiden Sie es, Fotos in einem wässrigen Medium zu machen, um Verzerrungen der tatsächlichen Größe zu vermeiden; verwenden Sie eine Petrischale ohne Flüssigkeit. Befeuchten Sie den Axolotl gelegentlich leicht mit 40 % Holtfreter-Lösung.
  4. Identifizieren Sie den Kieferbereich richtig und konzentrieren Sie sich entsprechend darauf.
    HINWEIS: Für die Tage nach dem (Follow-up) Eingriff sollten Sie auf die Notwendigkeit einer richtigen Konzentration achten, da die Geweberegeneration in den frühen Stadien oft sehr subtil und in manchen Fällen kaum wahrnehmbar ist.
  5. Optimieren Sie die Parameter für die Bildaufnahme, indem Sie die Programmwerkzeuge anpassen (Kontrast, Helligkeit, Belichtung, Gain, Weißabgleich usw.).
  6. Aufnahmen von Bildern mit einem Stereomikroskop (0,7x), um Messungen vorzunehmen und die Regeneration der Struktur zu überwachen.
  7. Nach Abschluss der Regenerationsphase wurden die regenerierten Gewebe gemäß dem zuvor berichteten Protokoll34 mit Alcian-Blau und Alizarin-Rot gefärbt.

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Ergebnisse

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Angesichts der Bedeutung und Relevanz der Untersuchung der potenziellen regenerativen Antwort kraniofacialer Strukturen nach der Amputation bei Arten wie A. mexicanum29 ist es notwendig, eine sichere und reproduzierbare chirurgische Technik zu besitzen, die nicht nur die Bewertung der regenerativen Reaktion von Geweben ermöglicht, sondern auch eine niedrige oder keine Sterblichkeitsrate bei den operierten Tieren bietet. Folglich stellt diese Studie die St...

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Diskussion

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Dieses Papier präsentiert den erfolgreichen chirurgischen Ansatz zur vollständigen transversalen Amputation des Unterkiefers im A. mexicanum-Tiermodell sowie mehrere notwendige Empfehlungen, um dieses chirurgische Modell zur Überwachung der regenerativen Reaktion dieser Strukturen und zur möglichen Identifikation von Faktoren zu reproduzieren, die diesen regenerativen Prozess steuern.

In dieser Studie wurde eine vollständige transversale Amputation am...

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Offenlegungen

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Die Autoren erklären, dass keine Interessenkonflikte vorliegen.

Danksagungen

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Wir möchten dem Vize-Rektor für Forschung an der Universität Antioquia für die aus dem Fonds für das erste Projekt für angeschlossene Lehrkräfte bereitgestellten Ressourcen danken. Wir möchten Sistema General de Regalias de Colombia und den 15. Stipendienaufruf der Universität Antioquia für die Finanzierung des Masterstudiums von Samanta Tarquino danken. Abschließend möchten wir auch jedem Studenten danken, der an der Pflege der Axolotl-Kolonie in unserem Labor beteiligt ist.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Axolotl (Ambystoma mexicanum)Ambystoma Genetic Stock CenterN/A15-18 cm und 16 g - 22 g Wildtyp
Calciumchlorid-DihydratDuksan1098CaCl2 2H2O
Digitalkamera MotiCAM 5MotiCAM https://www.motic.com/upload/File/201407/2014071115335993.pdf
EDTA - Natriumsalz, DihydratBiobasicEB0185C10H14N2O8Na2 . H2O
Petrischale aus Glasjeder HerstellerN/ABorosilikatglas
Magnesiumsulfat 7-HydratITW Reagents131404.1211MgSO4 7H2O
Mikrochirurgische InstrumenteN/AN/APinzette, Klemme, 7A-Löffel, Dezimeter und Schere
Pasteurpipettejeder HerstellerN/APolyethylen mit niedriger Dichte
KaliumchloridDuksan372KCl
Roter Wachsstiftjeder HerstellerN/A
NatriumchloridMerkK48297604 717NaCl
Software Motic Images Plus-Version 2.0Motic https://www.motic.com/As_Support_Download/d42.html
StereomikroskopOlympus SZX16 N/A
Sulfamerazine-NatriumsalzSigma- AldrichS08004-Amino-N-(4-methyl-2-pyrimidinyl)-benzolsulfonamid
Tricain-MethansulfonatSigma- AldrichE10521Ethyl-3-aminobenzoat-methansulfonat
Röhrchen 1,5 mLAxygenMCT150CReines Polypropylen

Referenzen

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  1. Agata, K., Inoue, T. Survey of the differences between regenerative and non-regenerative animals. Dev Growth Differ. 54 (2), 143-152 (2012).
  2. Alvarado, A. S., Tsonis, P. A. Bridging the regeneration gap:Genetic insights from diverse animal models. Nat Rev Genet. 7 (11), 873-884 (2006).
  3. Elchaninov, A., Sukhikh, G., Fatkhudinov, T. Evolution of regeneration in animals:A tangled story. Front Ecol Evol. 9 (1), 121(2021).
  4. Zhao, A., Qin, H., Fu, X. What determines the regenerative capacity in animals. Bioscience. 66 (9), 735-746 (2016).
  5. Poss, K. D. Advances in understanding tissue regenerative capacity and mechanisms in animals. Nat Rev Genet. 11 (10), 710-722 (2010).
  6. Riquelme-Guzmán, C., Sandoval-Guzmán, T. The salamander limb:A perfect model to understand imperfect integration during skeletal regeneration. Biol Open. 13 (2), bio060152(2024).
  7. Grigoryan, E. N., Markitantova, Y. V. Tail and spinal cord regeneration in urodelean amphibians. Life (Basel). 14 (5), 594(2024).
  8. Tazaki, A., Tanaka, E. M., Fei, J. F. Salamander spinal cord regeneration:The ultimate positive control in vertebrate spinal cord regeneration. Dev Biol. 432 (1), 63-71 (2017).
  9. Tahmasebi, E., et al. The current regenerative medicine approaches of craniofacial diseases:A narrative review. Front Cell Dev Biol. 11 (1), 1112378(2023).
  10. Chen, W. L., et al. Craniofacial resection and reconstruction in patients with recurrent cancer involving the craniomaxillofacial region. J Oral Maxillofac Surg. 75 (3), 622-631 (2017).
  11. Kim, Y. S., et al. Role of craniofacial resection for malignant tumors involving the anterior skull base:Surgical experience in a single institution. Brain Tumor Res Treat. 3 (2), 81-87 (2015).
  12. Wu, C. A., Dutta, R., Virk, S., Roy, N., Ranganathan, K. The need for craniofacial trauma and oncologic reconstruction in global surgery. J Oral Biol Craniofac Res. 11 (4), 563-569 (2021).
  13. Vignolo, S. M., et al. Strategies for craniofacial tissue engineering:Innovations for scalable bone regeneration. Plast Aesthet Res. 12, (2025).
  14. Charbonneau, Å, Salo, T., Roy, S., Tran, S. D. Axolotls' and mices' oral-maxillofacial trephining wounds heal differently. Cells Tissues Organs. 210 (4), 260-274 (2021).
  15. Vieira, W. A., McCusker, C. D. Regenerative models for the integration and regeneration of head skeletal tissues. Int J Mol Sci. 19 (12), 3752(2018).
  16. Ferretti, P. Re-examining jaw regeneration in urodeles:What have we learnt. Int J Dev Biol. 40 (4), 807-811 (1996).
  17. Wang, X., et al. Two origins of blastemal progenitors define blastemal regeneration of zebrafish lower jaw. PLoS One. 7 (9), e45380(2012).
  18. Ohgo, S., et al. Tissue regeneration during lower jaw restoration in zebrafish shows some features of epimorphic regeneration. Dev Growth Differ. 61 (7-8), 419-430 (2019).
  19. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration of lower jaws in adult newts. J Morphol. 102 (2), 289-309 (1958).
  20. Goss, R. J., Stagg, M. W. Regeneration in lower jaws of newts after excision of the intermandibular regions. J Exp Zool. 137 (1), 1-11 (1958).
  21. Finch, R. A. The influence of the nerve on lower jaw regeneration in the adult newt, Triturus viridescens. J Morphol. 129 (4), 401-413 (1969).
  22. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regenerative capability of upper and lower jaws in the newt. Int J Dev Biol. 38 (3), 479-490 (1994).
  23. Kurosaka, H., Takano-Yamamoto, T., Yamashiro, T., Agata, K. Comparison of molecular and cellular events during lower jaw regeneration of newt (Cynops pyrrhogaster) and West African clawed frog (Xenopus tropicalis). Dev Dyn. 237 (2), 354-365 (2008).
  24. Graver, H. T. Re-regeneration of lower jaws and the dental lamina in adult urodeles. J Morphol. 157 (3), 269-279 (1978).
  25. Graver, H. T. The polarity of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Embryol Exp Morphol. 30 (3), 635-646 (1973).
  26. Hincapie Agudelo, M., Carbonell Medina, B. A., Arenas Gómez, C. M., Delgado, J. P. Ambystoma mexicanum, un organismo modelo en biología del desarrollo y regeneración:Experiencia colombiana. Acta Biol Colomb. 27 (1), 113-126 (2022).
  27. Vieira, W. A., Wells, K. M., McCusker, C. D. Advancements to the axolotl model for regeneration and aging. Gerontology. 66 (3), 1-11 (2019).
  28. Kramer, J., et al. Axolotl mandible regeneration occurs through mechanical gap closure and a shared regenerative program with the limb. Dis Model Mech. 17 (9), dmm050743(2024).
  29. Charbonneau, A. M., Roy, S., Tran, S. D. Oral-facial tissue reconstruction in the regenerative axolotl. J Exp Zool B Mol Dev Evol. 326 (8), 489-502 (2016).
  30. Sader, F., Denis, J. F., Roy, S. Tissue regeneration in dentistry:Can salamanders provide insight. Oral Dis. 24 (4), 509-517 (2018).
  31. Makanae, A., et al. Neural regulation in tooth regeneration of Ambystoma mexicanum. Sci Rep. 10 (1), 1-15 (2020).
  32. Ley 84 de 1989. , Congreso de Colombia. https://www.funcionpublica.gov.co/eva/gestornormativo/norma.php?i=306 (1989).
  33. Resolución No 8430. , Ministerio de Salud y Protección Social. https://www.minsalud.gov.co/Normatividad_Nuevo/RESOLUCION%208430%20DE%201993.pdf (1993).
  34. Carbonell-M, B., Zapata Cardona, J., Delgado, J. P. Post-amputation reactive oxygen species production is necessary for axolotls limb regeneration. Front Cell Dev Biol. 10, 921520(2022).
  35. Ghosh, S., Thorogood, P., Ferretti, P. Regeneration of lower and upper jaws in urodeles is differentially affected by retinoic acid. Int J Dev Biol. 40 (6), 1161-1170 (1996).
  36. Graver, H. T. Origin of the dental lamina in the regenerating salamander jaw. J Exp Zool. 189 (1), 73-83 (1974).
  37. Kragl, M., Tanaka, E. M. Axolotl (Ambystoma mexicanum) limb and tail amputation. Cold Spring Harb Protoc. 2009 (8), (2009).

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Schlagwörter

Kraniofaziale Regenerationchirurgisches L sionsmodellKieferamputationskelettale Regenerationkraniofaziale Strukturenregenerative Antwortvergleichende Regeneration

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