Methodenartikel

Reinigung und Identifizierung des antimikrobiellen Proteins aus der grünen Alge Tetraspora Sp. CU2551

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⸱

DOI:

10.3791/70066

⸱

17. Februar 2026

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, School of Science, King Mongkut's Institute of Technology Ladkrabang, 2Division of Biology, Faculty of Science and Technology, Rajamangala University of Technology Thanyaburi, 3Bioenergy Research Unit, School of Science, King Mongkut's Institute of Technology Ladkrabang

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt einen Arbeitsablauf zur Untersuchung intakter antimikrobieller Proteine mit verschiedenen Techniken, darunter die Optimierung von Proteinextraktionspuffern, Algenzellstörung, Proteinfraktionierung durch Ionenaustauschchromatographie, Proteintrennung mittels SDS-PAGE und antimikrobielle Aktivitätstests. Das aktive Protein wurde anschließend mittels LC-MS/MALDI-TOF-analyse bestätigt und identifiziert.

Zusammenfassung

Antimikrobielle Resistenz (AMR) ist eine zunehmende globale Gesundheitsbedrohung, die die Entdeckung neuartiger antimikrobieller Wirkstoffe notwendig macht. Algenbasierte Proteine und Peptide erhalten zunehmend Aufmerksamkeit wegen ihres bioaktiven Potenzials; standardisierte Protokolle zur Untersuchung antimikrobieller Peptide (AMPs) bei Grünalgen, insbesondere Tetraspora sp. CU2551, bleiben jedoch begrenzt. Dieses Protokoll beschreibt einen Schritt-für-Schritt-Workflow zur Isolierung, Reinigung und Charakterisierung antimikrobieller intakter Proteine aus der Grünalge Tetraspora sp. CU2551. Das Verfahren integriert optimierte Proteinextraktion, chromatographische Fraktionierung, elektrophoretische Trennung, antimikrobielle Aktivitätsscreening und Proteinidentifikation. Die Bedingungen der Proteinextraktion werden zunächst optimiert, um Hintergrundhemmungseffekte aus Pufferkomponenten zu reduzieren. Wenn die Identität des aktiven Peptids unbekannt ist, wird ein Pull-down-Test durchgeführt, um die Proteinbindung zwischen verschiedenen Ionenaustauschharzen zu bewerten und die Auswahl einer geeigneten Reinigungsmatrix zu leiten. Die DEAE-Sepharose-Ionenaustauschchromatographie ist eine geeignete Methode zur Anreicherung antimikrobieller Proteinfraktionen. Alle Fraktionen werden systematisch auf antimikrobielle Aktivität untersucht und von SDS-PAGE analysiert. Das Proteinband, das der höchsten antimikrobiellen Aktivität entspricht, zusammen mit einem ausgeprägten elektrophoretischen Profil, wird entfernt und einer LC-MS/MALDI-TOF-Analyse zur Proteinidentifikation unterzogen. Der Workflow wird zusätzlich durch In-silico-Analysen ergänzt, um antimikrobielle peptidbezogene Eigenschaften mithilfe öffentlich zugänglicher bioinformatischer Tools vorherzusagen. Dieses Protokoll bietet einen vielseitigen Rahmen für die Entdeckung antimikrobieller Proteine und lässt sich leicht an andere Algenarten und verwandte biotechnologische Anwendungen anpassen.

Einleitung

Antimikrobielle Resistenz (AMR) stellt eine zunehmende globale Gesundheitsherausforderung1 dar und unterstreicht die Bedeutung fortlaufender Strategien zur Identifizierung neuartiger antimikrobieller Mittel aus natürlichen Quellen. Obwohl die Forschung zu den antimikrobiellen Eigenschaften von Proteinen und Peptiden aus Algen 2,3 zunehmend gefördert wird. Die meisten Studien konzentrieren sich auf peptid- oder hydrolysatbasierte Ansätze4, und standardisierte Methoden zur Erhaltung und Bewertung der Aktivität ganzer Algenproteine bleiben begrenzt5. Dieser Artikel beschreibt eine Methode zur Isolierung, Reinigung und Bewertung intakter Proteine aus der Grünalge Tetraspora sp. CU2551 für antimikrobielle Wirkung.

Das Protokoll beschreibt einen Schritt-für-Schritt-Prozess, der die Extraktion ganzer Proteine, die Fraktionierung durch Ionenaustauschchromatographie, die Bewertung antibakterieller Eigenschaften, gelbasierte Proteintrennung, die Proteinbestimmung mittels Massenspektrometrie und die Vorhersage antimikrobieller Peptide mittels in silico-Techniken umfasst. Die Wirksamkeit antibakterieller Wirkstoffe wird mit Standardtests zur Agardiffusion und Flüssigkeitswachstumshemmung an typischen grampositiven und gramnegativen Bakterienstämmenbewertet 4,6. Dieser Ansatz ermöglicht die Verbindung der identifizierten antimikrobiellen Aktivität mit spezifischen Proteinfraktionen oder elektrophoretischen Bändern, anstatt sich ausschließlich auf verdaute Peptidmischungen oder ausschließlich auf rechnerische Vorhersagen zu verlassen, die möglicherweise nicht antimikrobielle Proteine oder AMP-ähnliche Sequenzen außerhalb der kanonischen Datenbankdefinitionen 7,8 identifizieren.

Die Befolgung dieses Protokolls ermöglicht es den Lesern, zuverlässig bioaktive Proteinfraktionen mit potenziellen antimikrobiellen Proteinsequenzen zu erhalten, die für zukünftige Validierung und funktionelle Bewertung geeignet sind. Repräsentative Ergebnisse deuten auf die Identifizierung bioaktiver Fraktionen hin, die sowohl bekannte als auch unbekannte Proteinkandidaten enthalten. Dieses Protokoll bietet einen vielseitigen und praktischen Rahmen zur Identifizierung antimikrobieller Substanzen aus intakten Proteinen, die aus Algen und anderen biologischen Quellen gewonnen werden.

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Protokoll

Diese Studie umfasste keine menschlichen Teilnehmer, Tiere oder Wirbeltiere. Alle experimentellen Verfahren wurden gemäß den institutionellen Biosicherheits- und Forschungsethischen Richtlinien der School of Science des King Mongkut's Institute of Technology Ladkrabang (KMITL), Thailand, durchgeführt. Alle mikrobiellen Experimente wurden unter Laborbedingungen der Biosicherheitsstufe 2 (BSL-2) gemäß der WHO und dem nationalen Biosicherheitsstandard9 durchgeführt.

Tragen Sie während aller experimentellen Verfahren geeignete persönliche Schutzausrüstung, einschließlich Laborkittel, Handschuhe und Gesichtsmasken. Sammeln und entsorgen Sie chemische und silberhaltige Abfälle gemäß institutionellen Richtlinien zum Umgang mit gefährlichen Abfällen, bevor Sie sie an ein lizenziertes Abfallmanagementunternehmen senden.

Bereiten Sie konzentrierte Lagerlösungen gefährlicher Chemikalien, darunter Natriumdodecylsulfat, β-Mercapttoethanol und formaldehydhaltige Silberfärbungsreagenzien, in einer chemischen Abzugshaube her. Führen Sie Experimente mit niedrigen Arbeitskonzentrationen und kleinen Mengen auf der Laborbank gemäß den Standardstandards der Laborsicherheit durch.

1. Algenkultur

HINWEIS: Halten Sie während der gesamten Algenkultur aseptische Bedingungen aufrecht.

  1. Zubereitung der Starterkultur
    1. Bereiten Sie ein steriles TAP-Medium (pH 7,0)10 vor und geben Sie 150 ml in sterile 500 mL Erlenmeyer-Kolben ein.
    2. Inokulieren Sie das Medium mit einer 1%igen (v/v) Übernachtkultur von Tetraspora sp. CU2551 unter Verwendung einer aseptischen Technik in einem Klasse-I-Biosicherheitsschrank.
    3. Inkubieren Sie die Kulturen in einem lichtausgestatteten Schüttelinkubator bei 35 °C, 120 U/min und 45,9 μmol/m2/s für 48 Stunden. Nutze die ausgewachsene Kultur als Ausgangspunkt für die Scale-up-Kultur.
  2. Skalierungskultur und Zellentnahme
    1. Übertragen Sie 25 ml Starterkultur in 275 ml frisches, steriles TAP-Medium. Die Kulturen unter denselben Bedingungen 48 Stunden inkubieren.
    2. Ernten Sie die Algenzellen durch Zentrifugation bei 3.800 × g für 15 Minuten bei 25 °C.
    3. Waschen Sie die Zellpellets einmal mit sterilem destilliertem Wasser und zentrifugieren Sie erneut bei 3.800 × g für 15 Minuten bei 25 °C.
    4. Entfernen Sie den Supernatant vollständig und lagern Sie die Algenzellpellets bei −20 °C bis zur weiteren Verarbeitung.

2. Formulierung von Lysepuffern und Screening zur Hintergrundhemmung

VORSICHT: Behandeln Sie SDS und β-Merccaptoethanol mit Gummi- oder Nitrilhandschuhen. Öffnen Sie die konzentrierte β-Merccaptoethanol-Flasche in einer chemischen Abzughaube.

  1. Lysepuffervorbereitung
    1. Bereiten Sie den Referenz-Lysispuffer11 vor, der aus 10 mM Tris-HCl (pH 9,0) besteht, ergänzt durch 0,1 % w/v SDS und 38 mM β-Merkaptoethanol.
      HINWEIS: Entscheidender Schritt: Optimierung der SDS- und β-Merccaptoethanol-Konzentrationen, um falsch-positive antimikrobielle Aktivität zu vermeiden.
    2. Fertigen Sie vollständige fakultätielle Sets von Lysepuffern vor, indem Sie Natriumdodecylsulfat (SDS) (0, 0,01, 0,05 oder 0,1 % w/v) und β-Mercapttoethanol (0, 0,5, 1 oder 2 mM) variieren, wodurch 16 Formulierungen erzeugt werden.
      HINWEIS: Die Zusammensetzungen aller getesteten Lysepuffer-Formulierungen sind in Tabelle 1 zusammengefasst. Fügen Sie β-Mercaptoethanol direkt vor der Verwendung hinzu.
  2. Hintergrund-antimikrobielle Screening
    1. Verwenden Sie einen Papierstanzer, um 6-mm-Scheiben aus No. 42 Whatman-Papier herzustellen. Tragen Sie 5 μL jeder Lysepufferformulierung auf die Papierplatte auf und führen Sie Scheibendiffusionsassays gemäß CLSI-Richtlinien6 durch. Inkubieren Sie die Prüfplatten bei 37 °C für 20 Stunden und bewerten Sie die Hemmungszonen.
      1. Testformulierungen gegen Bacillus subtilis TISTR 1248, Staphylococcus aureus TISTR 746, Escherichia coli TISTR 074 und Pseudomonas aeruginosa TISTR 2370.
    2. Wählen Sie die Formulierung ohne inhibitorische Aktivität für die anschließende Protein-Extraktion aus.

3. Proteinextraktion

HINWEIS: Proben während der Sonikation und Zentrifugation bei niedriger Temperatur aufbewahren.

  1. Tauen Sie gefrorene Algenpellets (ab Schritt 1.2.5) bei 37 °C auf und frieren Sie sie bei −20 °C wieder ein. Wiederholen Sie Gefrier-Tau-Zyklen (-20 °C / 37 °C) dreimal.
  2. Fügen Sie einen optimalen Lysepuffer (10 mM Tris-HCl, pH 9,0, 0,01 % SDS, 2 mM β-Merccaptoethanol) zu einem Endvolumen von 5 mL hinzu und lassen Sie die Proben während der gesamten nachgelagerten Verarbeitung auf Eis. Stören Sie die Zellen durch Sonikation der Sonde (25 kHz, 500 W, 40 % Amplitude, 1 Sekunde Ein/Aus, 5 Min).
  3. Gib den Protease-Inhibitor-Cocktail gemäß den Anweisungen des Herstellers hinzu und vermische vorsichtig.
  4. Zentrifugieren Sie Lysate bei 3.800 × g für 15 Minuten bei 4 °C und sammeln Sie das Supernatant als Rohproteinextrakt.
  5. Klären Sie die Extrakte durch Zentrifugation bei 10.000 × g für 10 Minuten bei 4 °C. Sammeln und lagern Sie die Supernatanten bei 4 °C.

4. Bewertung der antimikrobiellen Aktivität

  1. Scheibendiffusions-Assays
    1. Kulturpathogene Bakterien (Bacillus subtilis TISTR 1248, Staphylococcus aureus TISTR 746, Escherichia coli TISTR 074 und Pseudomonas aeruginosa TISTR 2370) auf Nährstoffagar bei 37 °C für 16–18 Stunden.
    2. Mit einer sterilen Aluminiumschleife werden die Kolonien von Agaroberflächen abgekratzt und in 0,9 % (W/V) NaCl neu suspendiert. Stellen Sie die bakteriellen Suspensionen auf 0,5 McFarland-Standard an und abstreichen Sie gleichmäßig auf Mueller-Hinton-Agarplatten.
    3. Sterile Papierscheiben werden auf inokulierte Agarflächen gelegt und 5 μL Testproben aufgetragen. Inkubieren Sie die Platten bei 37 °C für 16–20 Stunden und messen Sie die Hemmungszonen mit einem Vernier-Bremssattel.
      HINWEIS: Halten Sie gleichmäßigen Abstand zwischen allen Festplatten bei.
  2. MIC- und MBC-Bestimmung
    1. Bakterielle Suspensionen mit 2 × 10⁶ CFU/mL in 4x Mueller-Hinton-Brühe vorbereiten.
    2. Pipettieren Sie 50 μL der bakteriellen Suspensionen und 100 μL der seriell verdünnten Proteinproben in 96-Well-Platten und stellen Sie alle Wells auf ein Endvolumen von 200 μL mit einem 10 mM Tris-HCl-Puffer (pH 7,5) ein.
    3. Verwenden Sie 5 μL Streptomycin (50 μg) als positive Kontrolldose. Verwenden Sie 10 mM Tris-HCl (pH 7,5) und 0,9 % (mit /v) NaCl als Negativkontrolle.
    4. Inkubieren Sie Platten bei 37 °C für 20 Stunden und bestimmen Sie MIC als niedrigste Konzentration ohne sichtbares Bakterienwachstum.
    5. Plattenaliquoten von klaren Brunnen auf Mueller-Hinton-Agar, um MBC zu bestimmen.
  3. Bestimmung der Bakterienwachstumskurve
    1. Bakterielle Suspensionen mit 1 × 10⁶ CFU/mL in 2x Mueller-Hinton-Brühe vorbereiten.
    2. Inkubieren Sie 100 μL Bakterienkultur mit 100 μL Proteinproben in einer 96-Well-Platte bei 37 °C für 20 Stunden.
    3. Verwenden Sie 5 μL Streptomycin (50 μg) als positive Kontrolldose. Verwenden Sie steriles destilliertes Wasser, 10 mM Tris-HCl (pH 7,5) und 500 mM NaCl in 10 mM Tris-HCl (pH 7,5) als Kontrollen.
    4. Messen Sie OD₆₀₀ alle 30 Minuten mit einem Mikroplattenleser mit orbitalem intermittierendem Schütteln (2 Minuten vor der Messung).
    5. Berechnen Sie Wachstumskurven und spezifische Wachstumsraten.
      HINWEIS: Hohe Proteinkonzentrationen können die Messungen der optischen Dichte beeinträchtigen.

5. Pull-down-Test und Proteinreinigung

  1. Pull-down-Assay
    1. DEAE-Sepharoseharz mit 10 mM Tris-HCl-Puffer (pH 8,0) oder CM-Sepharoseharz mit 10 mM Phosphatpuffer (pH 7,0) ausgleichen.
    2. Mischen Sie 100 μL ausgeglichenes Harz mit 500 μL Rohproteinextrakt und fügen Sie dann 100 μL des entsprechenden Gleichgewichtspuffers hinzu (10 mM Tris-HCl, pH 8,0 für DEAE; 10 mM Phosphatpuffer, pH 7,0 für CM). Inkubiere mit sanfter Inversion (10 Inversionen).
    3. Zentrifugieren Sie kurz, sammeln Sie das Supernatant und bewerten Sie die antimikrobielle Aktivität durch einen Scheibendiffusionsassay.
    4. Wählen Sie das Arbeitsharz (DEAE-Sepharose). Zur pH-Optimierung gleichen Sie Harz mit 10 mM Tris-HCl bei pH 7,0, 7,5, 8,0, 8,5 oder 9,0 aus und folgen Sie den Schritten 5.1.1-5.1.3.
    5. Wählen Sie die pH-Bedingung, die antimikrobielle Aktivität zeigt, für die Ionenaustauschchromatographie.
  2. Ionenaustauschchromatographie-basierte Proteinreinigung
    1. Packen Sie DEAE-Sepharoseharz in eine Glaschromatographiesäule (16 mL Bettvolumen) und gleichen Sie sich mit einem 10 mM Tris-HCl-Puffer (pH 7,5) bei 25 °C für 10 Säulenvolumen aus.
    2. Laden Sie 15 ml Rohproteinextrakt (Abschnitt 3,6) mit einer Durchflussrate von 8 mL/min ein.
    3. Waschen Sie die Säule mit einem Gleichgewichtspuffer, bis die Absorption bei 280 nm unter 0,05 fällt.
    4. Elute gebundene Proteine mit einem linearen NaCl-Gradienten von 0–500 mM in 10 mM Tris-HCl (pH 7,5) über 500 mL bei 8 mL/min.
    5. Sammeln Sie 5-ml-Fraktionen, überwachen Sie die Absorption bei 280 und 220 nm und halten Sie die Fraktionen auf Eis. Fraktionen bei 4 °C lagern, bis antimikrobielle Untersuchungen und Proteinanalysen durchgeführt werden.

6. SDS-PAGE und Silberfärbung

HINWEIS: Bereiten Sie Silberflecklösungen in einer chemischen Abzugshaube vor und tragen Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung. Bereiten Sie alle Lösungen frisch vor.

  1. Proteinfraktionen werden mit 12 % SDS-PAGE12 getrennt und die Bänder durch Silberfärbung13 sichtbar visualisiert.
  2. Entfernen Sie Zielproteinbänder und senden Sie Proben für die MALDI-TOF MS-Analyse ein.
  3. Identifizieren Sie Proteine durch Datenbanksuche gegen NCBInr.

7. Antimikrobielle Peptidvorhersage

  1. Kandidaten-Proteinsequenzen aus der NCBInr-Analyse abrufen.
  2. Bewerten Sie das antimikrobielle Potenzial mithilfe öffentlich verfügbarer AMP-Vorhersagetools (z. B. DBAASP, APD3, AMPScanner, CAMPR4) und Datenbanken.
  3. Extrahiere Vorhersageergebnisse, einschließlich antimikrobieller Wahrscheinlichkeitswerte, vorhergesagter Klassifikation und physikalisch-chemischen Eigenschaften (Nettoladung, hydrophober Rückstandsgehalt, GRAVY-Index [ExPASy ProtParam] und Amphipathizität).
  4. Integration von Rechenergebnissen plattformübergreifend, um potenzielle antimikrobielle Proteine für die nachgelagerte Validierung zu priorisieren.
    HINWEIS: In silico-Vorhersagen unterstützen die Auswahl der Kandidaten und stellen keine endgültige Klassifikation antimikrobieller Peptide dar.

8. Statistische Tests

  1. Führen Sie alle Experimente in biologischem Dreifach durch. Analysieren Sie die Daten mit Einweg-ANOVA, gefolgt von Duncans Mehrfach-Entfernungstest oder geeigneten Post-hoc-Analysen mit einem 95%igen Konfidenzniveau.

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Ergebnisse

Der entwickelte intakte-proteinbasierte Workflow, der optimierte Proteinextraktion, Ionenaustauschfraktionierung, antimikrobielle Screening und Proteinidentifikation integrierte, ermöglichte erfolgreich den Nachweis bioaktiver Proteinfraktionen aus Tetraspora sp. CU2551. Dieses Protokoll ist darauf ausgelegt, Hintergrundartefakte zu minimieren und gleichzeitig die Integrität des nativen Proteins zu erhalten, sodass antimikrobielle Aktivität direkt mit definierten chromatographis...

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Diskussion

Um mit diesem Protokoll zuverlässige antimikrobielle Werte zu erhalten, müssen mehrere kritische Schritte sorgfältig kontrolliert werden, insbesondere während der Protein-Extraktion und des frühen Bioaktivitätsscreenings. Die Optimierung des Lysispuffers ist unerlässlich, da die Hintergrundhemmung durch Pufferkomponenten eine häufige Quelle falsch-positiver Ergebnisse beim antimikrobiellen Proteinscreening ist. Die antimikrobielle Wirkung, die bei der ursprünglichen Pufferformulierung

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde durch Forschungsstipendien der School of Science des King Mongkut's Institute of Technology Ladkrabang unterstützt, die C. Maneeruttanarungroj (RA/TA-2566-M-013) und vom King Mongkut's Institute of Technology Ladkrabang an Y. Tonawut (KREF016329) vergeben wurden. Die massenspektrometrische Analyse wurde von der Proteomics Service Unit, Fakultät für Medizinische Technologie, Mahidol University, Thailand, durchgeführt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Acrylamid/Bisacrylamid-LösungBio-Rad Labore1610156Für SDS-PAGE Gelpräparat
Kategorie: Chemisch
Alkohollampe / BunsenbrennerVerschiedene—Für aseptische Technik
Kategorie: Instrument
AMPScannerGeorge Mason Universität (Veltri et al.)—Deep-Learning-basiertes AMP-Vorhersagewerkzeug
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Antimikrobielle Peptid-Vorhersagewerkzeuge (DBAASP, APD3, AMPscanner, CAMPR4)Verschiedene wissenschaftliche Quellen—In silico AMP-Analyse
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APD3Wang-Labor, Universität von Nebraska—Antimikrobielle Peptiddatenbank
Kategorie: Software / Datenbank
AutoklavTomy—Sterilisation von Medien und Materialien
Kategorie: Instrument
Biosicherheitsschrank Klasse I/IIVerschiedene—Aseptische Handhabung
Kategorie: Instrument
BioTool 2.0Bruker Daltonics—Werkzeug zur Visualisierung von MS-Spektren und Peptiden
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Bradford-ReagenzMerckB6916Proteinquantifizierung
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CAMPR4Indisches Institut für Technologie Bombay—Sammlung antimikrobieller Peptide
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Zentrifuge, Eppendorf 5415R Gekühlte MikrozentrifugeEppendorf—Mikrozentrifugation
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Zentrifuge, Thermo Scientific Megafuge 8RThermo Fisher Scientific—Großvolumen-Zentrifugation
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Chromatographiesäule (Glas)Verschiedene—Ionenaustauschchromatographie
Kategorie: Glaswaren
CM-Sepharose-HarzMerckCEF100Kationenaustauschharzharz
Kategorie: Chemisch (Harz)
WattestäbchenVerschiedene—Bakterielle Impfung
Kategorie: Kunststoffwaren
Cuvette, QuartzHellma Analytics—UV-Spektrophotometrie
Kategorie: Glaswaren
DBAASPInstitut für Bioorganische Chemie (Russland)—Datenbank der antimikrobiellen Aktivität und Peptidstrukturen
Kategorie: Software / Datenbank
DEAE-SepharoseharzMerckDEFF100Anionenaustauschharzharz
Kategorie: Chemisch (Harz)
Erlenmeyer-Kolben, 100 mLVerschiedene—Algenanbau
Kategorie: Glaswaren
Erlenmeyer-Flasche, 500 mLVerschiedene—Algenanbau
Kategorie: Glaswaren
Escherichia coli TISTR 074TISTR, Thailand—Testmikroorganismen
Kategorie: Biologisches Material
ExPASy ProtParamSchweizerisches Institut für Bioinformatik—Online-Tool zur Berechnung physikalisch-chemischer Eigenschaften von Proteinen
Kategorie: Software / Datenbank
FormaldehydMerck1.04002Silberfärbung
Kategorie: Chemisch
Gefrierschrank (-20 °C; C)Verschiedene—Sample-Speicher
Kategorie: Instrument
Gel-Elektrophoresesystem (Mini-PROTEAN Tetra)Bio-Rad Labore—SDS-PAGE
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Glasreagenzglas (16 & Times; 150 mm)Pyrex / Duran—Probenhandhabung
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Handschuhe, NitrilVerschiedene—Persönlicher Schutz
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Halt Protease-Inhibitor-Cocktail (100x)Thermo Fisher Scientific87786Protease-Hemmung
Kategorie: Chemisch
InkubatorVerschiedene—Bakterienkultur
Kategorie: Instrument
Inkubator-SchüttlerVerschiedene—Algenkultur
Kategorie: Instrument
InokulationsschleifeJeder Laborlieferant—Mikrobieller Transfer
Kategorie: Verbrauchbar
KClMerckP5405Puffervorbereitung
Kategorie: Chemisch 
MALDI-TOF Massenspektrometer (Reflex IV)Bruker Daltonics—Protein-Identifikation
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MASKOTTCHENMatrixwissenschaft—Suchmaschine für Proteinidentifikation mittels MS data
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MASCOT 2.2Matrixwissenschaft—Protein-Identifikation
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MesszylinderPyrex—Volumenmaß
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Mikropipette (1 & Strich; 10 & Mikro; L)-—Flüssighandhabung
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Mikropipette (1 & Strich; 5 & Mikro; L)-—Flüssighandhabung
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Mikropipette (1 & Strich; 5 mL)-—Flüssighandhabung
Kategorie: Instrument
Mikropipette (20 & Strich; 200 & Mikro; L)-—Flüssighandhabung
Kategorie: Instrument
MikroplattenleserBioTek —OD600 Maß
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Mueller– Hinton Agar/BrüheVerschiedene—Antimikrobielle Assays
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Nanodrop- / Biodrop-SpektrophotometerVerschiedene—Proteinmessung
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NCBInr-DatenbankNationales Zentrum für Biotechnologie-Information—Nicht-redundante Proteindatenbank
Kategorie: Software / Datenbank
Nährstoffagar-—Bakterienkultur
Kategorie: Medium
Papier-Scheibe (6 mm)Whatman Nr. 42—Diskdiffusions-Assay
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PetrischaleVerschiedene—Mikrobielle Kultur
Kategorie: Kunststoffwaren
pH-MeterMettler Toledo—pH-Anpassung
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Phosphatpuffer (10 mM, pH 7,0)-—Chromatographie-Puffer
Kategorie: Puffer
Sonde Sonicator (VCX500)Sonics & Materials Inc.—Zellstörung 500 W, 20 kHz, mit Sonde
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Kühlschrank (4 & Grad; C)Verschiedene—Sample-Speicher
Kategorie: Instrument
SilbernitratSisco Forschungslabore94118Silberfärbung
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Natriumchlorid (NaCl)MerckS9888Elutionspuffer
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Natriumdodecylsulfat (SDS)Bio-Rad Labore11667289001Lysis und PAGE
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SpektrophotometerShimadzu—Absorptionsmessung
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Spin-down-ZentrifugeEppendorf—Schnellzentrifugation
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Staphylococcus aureus TISTR 746TISTR, Thailand—Testmikroorganismen
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StreptomycinMerckS9137-25GPositive Kontrolle
Kategorie: Chemisch
Tetraspora sp. CU2551KMITL Kultursammlung—Algenstamm
Kategorie: Biologisches Material
Trisacetatphosphat (TAP) Medium-—Algenkultur
Kategorie: Medium
Tris-HClMerck—Puffervorbereitung
Kategorie: Puffer 
Vernier-BremssattelVerschiedene—Zonenmessung
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XMASSBruker Daltonics—MALDI-TOF Massenspektrometrie-Software
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α-Cyano-4-Hydroxycinnaminsäure (CHCA)Bruker Daltonics—MALDI Matrix
Kategorie: Chemisch

Referenzen

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