Isolierung und Kultivierung weißer und brauner Präadipozyten aus Mausembryonen

Zusammenfassung

Wir präsentieren einen neuartigen, robusten und reproduzierbaren Ansatz zur Isolierung und Kultivierung weißer und brauner Präadipozyten aus Mausembryonen, etablieren eine wirkungsvolle In-vitro-Strategie zur Analyse der zellulären und molekularen Mechanismen, die die Verpflichtung und Differenzierung der Adipozytenlinie steuern, und bieten einen Rahmen zur Untersuchung der Auswirkungen der Entwicklung von Fettgewebe.

Zusammenfassung

Fettgewebe spielt eine zentrale Rolle in der metabolischen Homöostase, und seine Eigenschaften werden während der embryonalen Entwicklung durch Adipozytendifferenzierung geprägt. Embryonale Präadipozyten stellen daher ein relevantes Modell zur Untersuchung früher Ereignisse bei der Bildung von Fettgewebe und der Linienspezifikation dar. Dieser Artikel beschreibt ein reproduzierbares Protokoll zur Isolierung und in vitro-Differenzierung von weißen und braunen Präadipozyten, die am embryonalen Tag 15.5 (E15.5) aus Mausembryonen isoliert wurden (E15.5), einer Entwicklungsphase, in der sich Fettdepots zu bilden beginnen. Die Methode bietet detaillierte Hinweise für Gewebemikrodissektionen, enzymatische Verdauung, Primärkultur und linienspezifische Differenzierungsbedingungen, die die Zelllebensfähigkeit und die adipogene Reifung unterstützen. Repräsentative Ergebnisse umfassen die Ansammlung von Lipidtröpfchen und die lineage-assoziierte Markerexpression, was eine erfolgreiche Differenzierung unter definierten Kulturbedingungen bestätigt. Mit diesem Ansatz können embryonale Präadipozyten auf weiße oder braune Adipozytenschicksale ausgerichtet werden, was vergleichende Analysen von Entwicklungszeitpunkten, Abstammungsmerkmalen und Genexpressionsprofilen ermöglicht. Dieses Protokoll bietet ein praktisches und entwicklungsrelevantes Werkzeug zur Untersuchung der Bildung von Fettgewebe und perinataler Programmierung in einem kontrollierten experimentellen Umfeld.

Einleitung

Fettgewebe spielt eine zentrale Rolle bei der Aufrechterhaltung der Ganzkörperhomöostase, indem es die Energiespeicherung, die endokrine Signalgebung und die adaptive Thermogenese reguliert und gleichzeitig intensiv mit lokalen und entfernten Organen interagiert ^1,2,3. Zwei Haupttypen von Fettgewebe lassen sich unterscheiden: das weiße Fettgewebe (WAT) und das braune Fettgewebe (BAT), die sich deutlich in zellulärer Linie, physiologischer Funktion, anatomischer Verteilung und metabolischer Aktivität unterscheiden⁴.

WAT bildet das primäre Energiereservoir des Organismus. Weiße Adipozyten sind hochspezialisiert auf die Lipidspeicherung und zeichnen sich durch das Vorhandensein eines einzelnen großen Lipidtropfens (LD) aus, der den Großteil des zytoplasmatischen Raums^einnimmt. Im Gegensatz dazu ist BAT auf nicht-zitternde Thermogenese spezialisiert. Braune Adipozyten enthalten mehrere kleine LDs und weisen eine hohe mitochondriale Dichte^{von 3,6} auf. Die thermogene Kapazität von BAT beruht auf dem Entkopplungsprotein 1 (UCP1), einem inneren mitochondrialen Membranprotein, das das Protonenleck über die Membran⁷ ermöglicht. Durch die Entkopplung der oxidativen Phosphorylierung von der ATP-Synthese dissipiert UCP1 den Protonengradienten als Wärme und trägt so zur Aufrechterhaltung der Körpertemperatur⁸ bei. Aufgrund ihrer vielfältigen Aufgaben haben WAT und BAT nicht nur als Schlüsselregulatoren und potenzielle therapeutische Ziele bei Stoffwechselerkrankungen, sondern auch in Entwicklungs- und Evolutionsbiologie, Immunologie und Alterung großes Interesse geweckt, was auf ihre komplexen und weitreichenden systemischen Interaktionen^{zurückzuführen ist.} Zunehmende Evidenz deutet außerdem darauf hin, dass die embryonale Stoffwechselprogrammierung eng mit der Entwicklung des Fettgewebes verbunden ist, da Störungen im intrauterinen Umfeld die Anzahl, Verteilung und Funktion der Adipozyten beeinflussen können und so Menschen später im Leben für Fettleibigkeit und Stoffwechselerkrankungen prädisponieren¹¹.

Um die Fettgewebebiologie zu untersuchen, ist die Verfügbarkeit reifer Adipozyten unerlässlich. In-vitro-Kultursysteme bieten eine kontrollierte Umgebung, die die Bewertung spezifischer Faktoren ermöglicht, die Adipogenese und Adipozytenfunktion beeinflussen. Es wurden mehrere Protokolle zur Isolierung und Differenzierung von Adipozyten aus erwachsenen Mäusen oder Neugeborenenjungen eingerichtet: 12,13,14,15. Diese Adipozytenvorläufer können sich jedoch von den ursprünglichen Zellpopulationen unterscheiden, die während der Entwicklung Fettgewebe hervorbringen. Bei Mäusen sind BAT-Depots die ersten, die sich während der Embryogenese entwickeln und den Neugeborenen eine nicht zitternde thermogene Kapazität bieten, die für die postnatale Kälteanpassung entscheidend ist. Depots von braunen Adipozyten können bereits am embryonalen Tag 14.5 (E14.5)¹⁶ im Interskapularbereich nachgewiesen werden. LDs beginnen sich bei E15,5 zu bilden, und die UCP1-Expression beginnt etwa bei E16,5. Im Mausembryo sind auch Präadipozyten des inguinalen WAT (iWAT) bereits in diesem^{Stadium 16} vorhanden.

Das hier beschriebene Protokoll konzentriert sich auf Preadipozyten, die bei E15,5 isoliert wurden. Dieses Stadium entspricht der embryonalen Phase, in der Vorläuferzellen die Differenzierung in vivo¹⁶ einleiten und damit die primären Vorläufer darstellen, die WAT und BAT hervorbringen. Im Gegensatz dazu könnten adipogene Vorläufer, die im Erwachsenen- oder Neugeborenenstadium isoliert wurden, bereits von Umweltfaktoren beeinflusst worden sein und zeigen wahrscheinlich eine eingeschränktere Plastizität. Daher verbessert der Einsatz embryonaler Vorläufer bei E15.5 die Fähigkeit, das in vivo adipogene Programm getreu nachzubilden, da diese Zellen einen hohen Entwicklungsgrad an Plastizität behalten und eher physiologische Differenzierungsbahnen folgen. Dieser Ansatz ist besonders interessant für entwicklungsbiologische Fragestellungen, insbesondere zur Untersuchung der Auswirkungen von Umweltfaktoren auf die Präadipozytendifferenzierung während der perinatalen Phase, und bietet ein wertvolles Modell zur Untersuchung, wie frühe Expositionen die Entwicklung von Fettgewebe und langfristige metabolische Ergebnisse beeinflussen können. Nutzer sollten jedoch bei dieser Stadien-Spezifität vorsichtig sein: Die Methode ist für E15.5-Embryonen optimiert, und Abweichungen im embryonalen Alter oder in der Dissektionspräzision können die Zellausbeute oder Lebensfähigkeit beeinträchtigen. Außerdem erfordert die Mikrodissektionstechnik Übung, um Kontaminationen mit nicht-fetthaltigem Gewebe zu vermeiden, insbesondere angesichts der geringen Größe der embryonalen Depots. Dieses Protokoll fasst alle Schritte und Verfahren zur Isolierung, Kultivierung, Amplierung und Differenzierung embryonaler Präadipozyten in reife braune und weiße Adipozyten zusammen.

Protokoll

Alle Tierverfahren wurden gemäß lokalen Vorschriften und den Richtlinien der Richtlinie des Europäischen Rates vom 22. September 2010 (2010/63/EU) (APAFIS#2617-2015110517317420) durchgeführt.

Alle biologischen Abfälle und enzymatischen Lösungen müssen gemäß institutionellen Biosicherheitsrichtlinien und -vorschriften für biogefährliche Materialien behandelt und entsorgt werden. Konkret:
- Biologische Abfälle: in zugelassenen Biohazard-Behältern gesammelt und durch Autoklavierung oder nach Anweisung des Biosicherheitsamt der Institution entsorgt.
- Enzymatische Lösungen: Inaktivierung der restlichen enzymatischen Aktivität durch Zugabe von 10 % Bleichmittel für 30 Minuten und Entsorgung als chemischer Abfall gemäß den örtlichen Vorschriften.
- Kontaminierte Verbrauchsmaterialien (Pipettenspitzen, Schläuche usw.): vor der Entsorgung in Biohazard-Beutel und Autoklaven gelegt.
- Fixierungsreagenzien: entsorgen als gefährlicher chemischer Abfall in bestimmten Behältern.

Tragen Sie beim Umgang mit Abfall immer geeignete PSA.

1. Entnahme von Mausembryonen

1. Euthanasiere die trächtigen Mäuse (C57Bl/6J) gemäß den Richtlinien des Institutional Animal Care and Use Committee.
2. Desinfizieren Sie den Bauchbereich trächtiger Mäuse mit 70 % Ethanol und machen Sie einen Mittellinienschnitt, um die Gebärmutter freizulegen.
3. Schneide die Bauchhöhle auf, um die Eigelbsäcke mit den Embryonen bei E15,5 zu entfernen, und lege sie in eine Agarose-Box mit kaltem (4 °C) 1x PBS.
4. Entfernen Sie die äußere Membran jedes Eigelbsacks und der Plazenta und schneiden Sie die Nabelschnur der Embryonen durch.
5. Setzen Sie die Embryonen in eine neue Agarosebox mit kaltem 1x PBS.
   HINWEIS: Obwohl die Strukturen des zentralen Nervensystems, die der bewussten Schmerzwahrnehmung zugrunde liegen, in dieser Gestationsphase noch nicht vollständig entwickelt sind, beginnen sich periphere Nozizeptoren zwischen E13 und E15 zu bilden. Gemäß den institutionellen Richtlinien zur Tierpflege empfehlen wir jedoch, um mögliche nozizeptive Reaktionen zu minimieren, die Embryonen vor jeglicher experimenteller Manipulation durch Enthauptung einzuschläfern.

2. Dissektion embryonales Fettgewebes (Abbildung 1)

1. Dissektion des interskapularen BAT (Abbildung 1A)
   1. Schneiden Sie ein Rechteck aus einer 5%igen Agaroseplatte heraus und legen Sie den Embryo hinein, um ihn zu immobilisieren. Fülle den Teller mit kaltem 1x PBS. Stellen Sie die Agarosebox mit dem Embryo unter ein Fernglasmikroskop.
   2. Entfernen Sie die Haut von der Rückseite des Embryos.
   3. Sezieren Sie die Interskapular-BAT mit einer feinen Pinzette und einer Mikroskopschere.
   4. Trennen Sie die BAT vorsichtig vom umgebenden Gewebe (Bindegewebe und Muskeln) mit einer Mikroskopschere, um eine BAT-Probe von etwa 4–6 mm x 2–3 mm zu erhalten.
   5. Setzen Sie den BAT in ein 2-mL-Rohr mit 1 mL kaltem (4 °C) Dulbeccos modifiziertem Eagle-Medium/Nährstoff-Gemisch F-12 (DMEM/F-12)-Glutamin mit 100 U/mL Penicillin/Streptomycin (P/S).
2. Dissektion von iWAT (Abbildung 1B)
   1. Legen Sie den Embryo auf die Seite (auf eine und dann auf die andere) auf die Agaroseplatte.
   2. Seziere das iWAT mit feiner Pinzette und einer kleinen Schere.
   3. Trennen Sie das iWAT vorsichtig vom umgebenden Gewebe (Bindegewebe und Haut), bis zwei Depots von etwa 2–4 mm x 0,5–0,8 mm vorliegen.
   4. Geben Sie die beiden WAT-Proben in ein 2-mL-Rohr mit 1 ml kaltem DMEM/F-12-Glutamin sowie 100 U/mL Penicillin/Streptomycin (P/S).
      HINWEIS: Alle Sektionen müssen unter einem Fernglasmikroskop in der sterilsten Umgebung durchgeführt werden, wobei zuvor desinfizierte Werkzeuge verwendet wurden.

3. Verdauung von Fettgeweben

1. Entfernen Sie das DMEM/F12 mit einer Pipette und fügen Sie in die Tuben 200 μL DMEM/F12-Glutamin mit 100 U/mL P/S, 0,2 % Rinderserumalbumin (BSA), 0,5 U Collagenase D und 0,5 U Dispase II hinzu.
2. Schneide die Gewebe mit einer Mikroskopschere in den Röhren, um die Gewebestücke so weit wie möglich zu reduzieren und den Verdauungsprozess zu unterstützen, indem du zehnmal auf und ab pipetterst.
   HINWEIS: Vollständig verdaute Proben sollten als trübe Suspension ohne sichtbare Gewebeklumpen erscheinen.
3. Inkubieren Sie bei 37 °C (in einem Wasserbad) für 15 Minuten.
4. Stoppen Sie die Reaktion, indem Sie 600 μL kaltes DMEM/F-12-Glutamin mit 100 U/mL p/s, 20 % fetalem Rinderserum (FBS) hinzufügen. Lassen Sie es gleichmäßig auf- und abhängen, indem Sie 10 Mal auf und ab pipetten.

4. Primärzellkultur

HINWEIS: Ab diesem Schritt müssen alle Verfahren unter strengen sterilen Bedingungen in einem Biological Safety Cabinet (BSC) durchgeführt werden, um eine Kontamination zu verhindern. Tragen Sie sterile Handschuhe, einen Laborkittel und eine Schutzbrille, um die Sterilität zu gewährleisten und sich vor möglichen Gefahren zu schützen. Verwenden Sie sterile Einwegplastikwaren, aseptische Techniken und stellen Sie sicher, dass alle Reagenzien und Medien steril sind. Vermeiden Sie Kontakt mit nicht-sterilen Oberflächen, um Kontaminationen zu vermeiden.

1. Die Zellen werden auf Bohrloch-Objektträger verplatet und unter Standardbedingungen (37 °C, 5 % CO2_{) für} 1 Stunde inkubiert; Für 8-Well-Platten geben wir 200 μL/Well. Nach der Inkubation überprüfen Sie, dass die Zellen haften, indem Sie die Platte sanft bewegen, während Sie unter dem Mikroskop beobachten.
   HINWEIS: In diesem Stadium können verschiedene BAT- oder WAT-Proben in einem einzigen Rohr zusammengelegt werden, um homogenisierte Kulturen in den verschiedenen Bohrlöchern zu erhalten (z. B. um die Wirkung einer Behandlung auf ähnliche Kulturen zu testen).
2. Ersetze das Medium durch vorgewärmtes (37 °C) DMEM/F-12 Glutamin mit 100 U/mL P/S, 10 % FBS und inkubiere die Zellen über Nacht bei 37 °C, 5 %_CO2.
   HINWEIS: Durch den Wechsel des Mediums werden tote/ungebundene Zellen und Gewebefragmente, die nicht zersetzt werden konnten, entfernt, sodass nur noch die angehefteten Zellen übrig bleiben.
3. Differenzierungsbehandlung (72 Stunden)
   1. Zur Differenzierung der braunen Adipozyten wechseln Sie das Medium mit vorgewärmtem (37 °C) DMEM/F-12-Glutamin mit 100 U/mL P/S, 10 % FBS, 125 nM Indomethacin, 0,5 mM 3-Isobutyl-1-Methylxanthin (IBMX), 1 nM Triiodothyronin (T3), 1 μM Rosiglitazon, 1 μM Dexamethason und 850 nM Insulin und inkubieren Sie bei 37 °C, 5 % CO₂ für 72 Stunden.
   2. Zur Differenzierung der weißen Adipozyten wechseln Sie das Medium mit vorgewärmtem DMEM/F-12-Glutamin mit 100 U/mL P/S, 10 % FBS, 0,5 mM IBMX, 1 μM Dexamethason und 850 nM Insulin und inkubieren Sie bei 37 °C, 5 % CO₂ für 72 Stunden.
4. Erhaltungsbehandlung (alle 48 Stunden)
   1. Wechseln Sie das Medium mit vorgewärmtem (37 °C) DMEM/F-12 Glutamin mit 100 U/mL p/s, 10 % FBS, 1 nM T3, 1 μM Rosiglitazon und 850 nM Insulin. Erneuere das Medium alle 48 Stunden.
      HINWEIS: Alle aufgeführten Konzentrationen beziehen sich auf die endgültigen Arbeitskonzentrationen der Reagenzien. Anpassen Sie die Endvolumen der Differenzierungs- und Wartungsmedien basierend auf der Anzahl der zu behandelnden Bohrungen, wobei 200 μL pro Bohrloch als Standardvolumen für 8-Bohrlochplatten verwendet wird.

5. Fixierung und Immunfärbung (Abbildung 2A)

1. Aspiriere das Medium und wasche die Zellen mit kaltem 1x PBS.
2. Reprigiere die Zellen 10 Minuten mit kaltem 4% Formaldehyd in 1x PBS.
3. Wasche die Zellen mit 1x PBS für 3 x 5 Minuten.
4. Permeabilisiere die Zellen mit 0,1 % Triton in 1x PBS für 10 Minuten.
5. Wasche die Zellen mit 1x PBS für 3 x 5 Minuten.
6. Blockiere unspezifische Stellen mit 5% normalem Eselserum (NDS) in 1x PBS für 1 Stunde bei Raumtemperatur (RT).
   HINWEIS: Die Auswahl der Spezies für das blockierende Serum hängt von der Art ab, bei der die sekundären Antikörper produziert werden.
7. Inkubieren Sie primäre Antikörper, die in 5 % NDS in 1x PBS über Nacht bei 4 °C verdünnt werden.
   HINWEIS: Geben Sie keinen primären Antikörper in einen der Brunnen – dies dient als negative Kontrolle.
8. Wasche die Zellen mit 1x PBS für 2 x 5 Minuten.
9. Wasche die Zellen mit 5 % NDS in 1x PBS für 5 Minuten.
10. Inkubieren Sie mit den sekundären Antikörpern DAPI und Bodipy für 1 Stunde bei RT, abgedeckt zum Schutz vor Licht.
11. Wasche die Brunnen mit 1x PBS für 3 x 5 Minuten.
12. Halten Sie die Zellen im Dunkeln bei 4 °C, bis die Bilder aufgenommen sind.

6. Kryokonservierung von Präadipozyten

HINWEIS: Es ist möglich, die Kultur zu stoppen und die Zellen vor oder nach dem Differenzierungsprozess einzufrieren, um sie zu speichern und für nachfolgende Zellkulturen wiederzuverwenden.

1. Bereite Gefriermedium vor: 50 % FBS, 40 % DMEM/F-12 Glutamin mit 100 U/mL p/s, 10 % Dimethylsulfoxid (DMSO).
   VORSICHT: DMSO ist eine gefährliche Chemikalie. Es ist ein Haut- und Augenreizstoff, kann die Aufnahme anderer giftiger Substanzen über die Haut erleichtern und kann bei Einatmen oder Verschlucken Schäden verursachen. Führen Sie DMSO immer innerhalb der BSC durch, um Exposition und Kontamination zu minimieren. Tragen Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung (PSA) (sterile Handschuhe, Laborkittel und Schutzbrillen, um Kontakt zu vermeiden). Vermeiden Sie Hautkontakt. Bei Kontakt sofort mit ausreichend Wasser waschen. Bewahren Sie das DMSO in einem fest verschlossenen Behälter innerhalb des BSC auf, wenn sie nicht verwendet werden, und sorgen Sie für eine ordnungsgemäße Entsorgung gemäß den Laborsicherheitsprotokollen.
2. Wasche die Zellen mit vorgewärmtem (37 °C) 1x PBS.
3. Fügen Sie vorgewärmtes (37 °C) 0,05 % Trypsin hinzu, um die Zellen chemisch abzutrennen, und inkubieren Sie 5 Minuten bei 37 °C, 5 %_CO2. Überprüfen Sie visuell unter dem Mikroskop auf Zellablösung.
4. Stoppen Sie die Reaktion, indem Sie das dreifache Volumen vorgewärmtes (37 °C) DMEM/F-12 Glutamin mit 100 U/mL p/s, 10 % FBS hinzufügen. Gleichmäßig wieder aufhängen.
5. Zentrifugiere 7 Minuten bei RT, 300 × g und entsorge das Supernatant.
6. Die Zellen in 10 ml Gefriermedium wieder suspendieren. Zentrifugiere 7 Minuten bei RT, 300 × g und entsorge das Überlagerungsmittel, sodass ungefähr 3 ml übrig bleiben.
   HINWEIS: Messen Sie das genaue Volumen, um nach dem Zählen die Gesamtzahl der Zellen zu berechnen.
7. Verdünne ein kleines Volumen 1:2 mit Trypan Blue und zähle lebende Zellen mit einer Neubauer-Kammer.
8. Stellen Sie das Volumen mit Gefriermedium ein, um 5 × 10⁴ – 1 × 10⁵ Zellen pro Fläschchen zu erreichen (Endvolumen: 1 mL/Fläschchen).
9. Phiolen in einen Gefrierbehälter umgeben (Abkühlrate: -1 °C/min) und über Nacht bei -80 °C lagern.
10. Übergabe in flüssigen Stickstoff zur Langzeitlagerung.
    HINWEIS: Dieses Protokoll erlaubt eine Lebensfähigkeit von über 90 % nach dem Auftauen.
11. Tauen Sie die Zellen bei Bedarf auf, indem Sie das Fläschchen schnell in einem 37 °C Wasserbad auftauen.
12. Übertragen Sie den Inhalt des Fläschchens auf 4 ml vorgewärmtes (37 °C) DMEM/F-12 Glutamin mit 100 U/mL P/S, 10 % FBS. Gleichmäßig aufhängen, indem du vorsichtig 10 Mal auf und ab pipettierst. Inkubiere über Nacht bei 37 °C, 5 %_CO2.
13. Ersetze das Medium durch frisches DMEM/F-12-Glutamin mit 100 U/mL p/s, 10 % FBS und erneuere alle 48 Stunden.
    HINWEIS: Es ist entscheidend, diesen Mediumwechsel durchzuführen, um DMSO-Überreste zu entfernen, da eine längere Exposition die Lebensfähigkeit der Zellen, Differenzierung und Funktion beeinträchtigen kann. Stellen Sie einen vollständigen Mediumersatz sicher, um zytotoxische Effekte zu vermeiden.
14. Fahren Sie mit Experimenten oder Passagezellen fort, wenn sie eine 80%ige Konfluenz erreichen.

Ergebnisse

Wie in Abbildung 1 dargestellt, können intakte BAT- und iWAT-Depots effizient aus Embryonen bei E15.5 isoliert werden. Obwohl BAT in E15.5-Embryonen leicht nachweisbar ist, kann die Erkennung von iWAT Training erfordern. In beiden Fällen ist es unerlässlich, nach der groben Dissektion das umliegende Gewebe mikrodissektioniert zu machen, um die Kultivierung anderer Zelltypen zu vermeiden.

Die Anfangsstadien der Verdauung und Kultur...

Diskussion

Die Kultur von Präadipozyten wurde in verschiedenen experimentellen Kontexten ausführlich beschrieben. Bestehende Protokolle basieren jedoch überwiegend auf adulten Geweben oder embryonalen Fibroblasten, und es gibt derzeit keine standardisierten Methoden zur Isolierung und Kultivierung embryonaler Präadipozyten direkt aus sich entwickelndem Fettgewebe. Die Untersuchung dieser Zellen ist besonders wichtig, da sie die authentischen Präadipozytenpopulationen darstellen, die in ihrem natürl...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
3,5,3'-Triiodothyronin	Sigma	709719	T3
3-Isobutyl-1-Methylxanthin	Sigma	I7018	IBMX
Agarose	Sigma	A0169
Alkohol	VWR	1.59010.0500
Anti-UCP1-Antikörper	Abcam	AB10983
Binokularmikroskop	Leica	MZ9.5
Biologischer Sicherheitsschrank	Thermowissenschaftlich	51022482	BSC, HeraSafe KS Klasse II Sicherheitsschrank
Bodipy	Invitrogen	D3922	Anregung/Emission 493/504 nm
Rinderserumalbumin	Euromedex	04-100-812-C	BSA
Zentrifuge	Eppendorf	5430 R
Klemmen	FST (Deutschland Edelstahl)
Kollagenase D	Sigma	11088882001
Kryoröhren	Sarstedt	72.379
Kulturplatten (8-Brunnen)	Ibidi	80826
Kulturplatten (12 Brunnen)	Corning-Costar	CLS3513	Polystyrolplatten, flacher Boden, steril
Dexamethason	Sigma	D2915
Dispase II	Sigma	4942078001
DMEM/F12	Gibco	31331	Glutamin hinzugefügt
DMSO	Sigma	D2438
Esel-Anti-Kaninchen-Antikörper	Invitrogen	A32795	Alexa Fluo Plus 647
Eppendorfs 1,5 mL	Eppendorf	15625367
FBS	Gibco	A5256701
Formaldehyd 37 %	Thermowissenschaftlich	119690010
Gefrierbehälter	Thermowissenschaftlich	5100-0001
Hoechst	Invitrogen	H3570
Inkubator	Thermowissenschaftlich	50116048	Heracell 150i CO2-Inkubator
Indomethacin	Sigma	I7378
Insulin	Sigma	I9278
Invertiertes Mikroskop mit einem 10&Times; Objektiv- und Halogenbeleuchtung	Carl Zeiss Axio Vert.A1
Mäuse C57BL/6J	Charles River
Mikroskopische Schere	FST (Deutschland Edelstahl)
NDS	Sigma	D9663
Neubauer Kammer	Thermowissenschaftlich	10195580
PBS 10x	Gibco	14200
PBS 1x	Gibco	14190
Penicilin/Streptomicin	Gibco	15140-122
Petrischalen	Sarstedt	83.3902
qPCR-Platten	Thermowissenschaftlich	AB-0600
qPCR-Sonde für Fabp4	Thermowissenschaftlich	4331182	TaqMan prüft: Mm00445878_m1
qPCR-Sonde für Pparg	Thermowissenschaftlich	4331182	TaqMan prüft: Mm00440940_m1
qPCR-Sonde für Ucp-1	Thermowissenschaftlich	4331182	TaqMan prüft: Mm01244861_m1
Reverse-Transkriptionskit	Thermowissenschaftlich	4368813	CDNA-Kit mit hoher Kapazität
RNA-Extraktionsset	Omega Bio-Tek	R6934-02	E.Z.N.A. Gesamt-RNA-Kit II
Rosiglitazon	Sigma	R2408
Triton X-100	Thermowissenschaftlich	A16046
Trypan Blau	Sigma	T8154
Trypsin-EDTA	Gibco	25300054
Wasserbad	Grant	SAP12	12-Liter-Fassung