Methodenartikel

Bewertung der koronaren Flussreserve in einem Mausmodell der Herzinsuffizienz mit erhaltener Auswurffraktion mittels Doppler-Echokardiographie

381 Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/70135

⸱

24. März 2026

 ,  ,  , 
1Department of Cardiology, Nanjing Drum Tower Hospital, Nanjing Drum Tower Hospital Clinical College of Nanjing Medical University, 2Department of Cardiology, Nanjing Drum Tower Hospital, The Affiliated Hospital of Nanjing University Medical School, MOE Key Laboratory of Model Animal for Disease Study, Nanjing University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt einen schnellen, nicht-invasiven Ansatz zur Beurteilung der koronaren mikrovaskulären Dysfunktion in einem Mausmodell der Herzinsuffizienz mit erhaltener Auswurffraktion (HFpEF). Die koronare Flussreserve (CFR) wird durch Doppler-Ultraschall-gesteuerte Lokalisierung der linken Koronararterie bestimmt, berechnet als Verhältnis von hyperämischer zu Ausgangsgeschwindigkeit des koronaren Flusses.

Zusammenfassung

Herzinsuffizienz mit erhaltener Ejektionsfraktion (HFpEF) stellt aufgrund des Fehlens wirksamer Therapien eine erhebliche globale Gesundheitsbelastung und eine große klinische Herausforderung dar, und die zugrundeliegende Pathophysiologie bleibt schwer fassbar. Die koronare mikrovaskuläre Dysfunktion (CMD), die bei Patienten mit HFpEF sehr häufig vorkommt, löst eine Myokardischämie aus, die sowohl die diastolische als auch die systolische Funktion des linken Ventrikulars beeinträchtigt. Da mikrovaskuläre Dysfunktion ein zentrales Merkmal von HFpEF ist, gilt CMD heute als wichtiger Faktor für ihre Pathogenese. Die koronare Flussreserve (CFR), definiert als das Verhältnis der maximalen hyperämischen zu der Ruheblutflussgeschwindigkeit, ist ein äußerst wertvoller Marker für Myokardischämie. Darüber hinaus dient es als umfassender Indikator für koronare vasomotorische Dysfunktion und misst die kombinierten hämodynamischen Effekte sowohl epikardischer als auch mikrovaskulärer Koronararterien auf die Myokardperfusion. Dieses Protokoll konzentrierte sich darauf, die Veränderungen der CFR in einem Mausmodell von HFpEF mittels Doppler-Echokardiographie zu bewerten. In dieser Studie zeigten Kontrollmäuse eine mehr als das Zweifache der maximalen koronaren Blutflussgeschwindigkeit bei isofluraninduzierter Vasodilatation im Vergleich zu Ruhewerten, während diese Reaktion bei HFpEF-Mäusen signifikant abgeschwächt war. Bei HFpEF sagt eine reduzierte CFR unerwünschte Ergebnisse voraus und spiegelt die zugrunde liegende mikrovaskuläre Dysfunktion wider, wodurch sie als zentrales Werkzeug zur Untersuchung des Krankheitsverlaufs und zur Patientenauswahl etabliert wird.

Einleitung

Herzinsuffizienz (HF) mit erhaltener Ejektionsfraktion (HFpEF) ist die dominante Form von HF und ist mit einer schlechten Prognose verbunden. Es gibt jedoch keine nachgewiesene Behandlung zur Senkung der damit verbundenen Morbidität und Mortalität 1,2. Das Vorhandensein mehrerer Risikofaktoren, darunter fortgeschrittenes Alter, Bluthochdruck, Diabetes, Dyslipidämie und Fettleibigkeit, liegt der Komplexität und Heterogenität von HFpEF3 zugrunde. In den letzten Jahren hat sich zunehmende Evidenz ergeben, dass koronare mikrovaskuläre Dysfunktion (CMD) ein unabhängiger und direkter Risikofaktor für HFpEF ist, und nicht eine Komorbidität 4,5,6. Koronare mikrovaskuläre Dysfunktion, die sowohl funktionelle als auch strukturelle Anomalien betrifft, liegt der subendokardialen Ischämie, diffuser interstitieller Fibrose und linkerventrikulärer Dysfunktion bei HFpEF 7,8 zugrunde. Umfangreiche Forschungen zur pathologischen Rolle der CMD bei Herz-Kreislauf-Erkrankungenwurden durchgeführt 9,10. Eine klinische Studie zeigte, dass mikrovaskuläre Dysfunktion (belegt durch eine gestörte CFR <2.0) direkt mit einer schlechteren diastolischen Funktion des linken Ventrikulars assoziiert ist und ein vielversprechendes therapeutisches Ziel bei HFpEF11 sein könnte. Die echokardiographische Untersuchung der Prävalenz von mikrovaskulärer Dysfunktion bei Herzinsuffizienz mit erhaltener Ejektionsfraktion (PROMIS-HFpEF) zeigte, dass 75 % der Patienten mit HFpEF eine CMD hatten, basierend auf CFR-Messungen in der linken Koronararterie12. Darüber hinaus korrelierte die abnormale CMD mit einem erhöhten Risiko für unerwünschte Ergebnisse, einschließlich signifikant erhöhter Sterblichkeitsrate13,14. Daher erleichtert die Verwendung von CMD als Schlüsselbiomarker in Tiermodellen die Untersuchung der HFpEF-Pathophysiologie erheblich und unterstützt die erfolgreiche Replikation des Krankheitsphänotyps.

Derzeit sind Methoden zur Beurteilung der koronaren mikrovaskulären Funktion, wie Positronenemissionstomographie (PET), kardiovaskuläre Magnetresonanz (CMR), fraktionierte Flussreserve (FFR) und Index des Mikrokreislaufwiderstands (IMR), aufgrund der geringen Größe der Tiere und der begrenzten Verfügbarkeit spezieller Bildgebungshardware in Nagetierstudien schwierig anzuwenden. Die koronare Flussreserve (CFR) wird von internationalen Richtlinien als Werkzeug zur Untersuchung der koronaren Physiologieempfohlen 15,16. Darüber hinaus dient CFR als verlässlicher Marker für kardiale Ischämie, als Indikator für koronare Gefäßdysfunktion und als wertvoller prognostischer Indikator für das kardiovaskuläre Risiko17. Die Doppler-Echokardiographie zur CFR-Bewertung ist eine validierte und reproduzierbare Methode zur Bewertung der globalen koronaren Gefäßfunktion in präklinischen Nagetiermodellen. Obwohl frühere Studien den Einsatz von CFR in Maus-/Rattenmodellen der myokardialen Ischämie-Reperfusionsverletzung18,19 berichtet haben, wurde es nie in Tiermodellen von HFpEF angewandt. Darüber hinaus kann die in dieser Studie beschriebene CFR-Bewertungsmethode, die die LCA schnell mittels Farb-Doppler-Echokardiographie lokalisiert, auf eine Reihe von Tiermodellen ausgeweitet werden, darunter diabetische Kardiomyopathie, hypertensive Herzkrankheiten und chronisch entzündliche oder Autoimmunerkrankungen. In der vorliegenden Studie spiegelt die Verringerung der koronaren Flussreserve (CFR) angesichts des Fehlens einer epikardialen koronaren Koronarstenose im Mausmodell in erster Linie eine koronare mikrovaskuläre Dysfunktion wider und nicht auf kombinierte epikardiale und mikrovaskuläre Beiträge. Daher dient CFR als zuverlässiger Ersatzmarker für CMD in diesem HFpEF-Modell.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle Verfahren entsprachen den vom institutionellen Ethikausschuss des Nanjing Drum Tower Hospital genehmigten Protokollen (Genehmigung Nr. 20011141) und entsprachen den Richtlinien20 zu Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments (ARRIVE). In dieser Studie wurde das HFpEF-Modell bei sechs bis acht Wochen alten männlichen C57BL/6J-Mäusen (BW, ~25 g) etabliert. Während der gesamten experimentellen Dauer wurden die Mäuse in einem spezifisch-pathogenfreien (SPF) Raum unter kontrollierten Bedingungen mit Temperatur (23 ± 1 °C), Luftfeuchtigkeit (65 %–70 %) und einem 12-Stunden-Hell/Dunkel-Zyklus untergebracht. Alle Tiere hatten ad libitum Zugang zu Futter und Wasser. Nach der Studie wurden die Mäuse mit 1,5 % Isofluran betäubt und durch eine zervikale Verrenkung eingeschläfert. Die verwendeten Reagenzien und Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Etablierung des HFpEF-Mausmodells

  1. Zufällig werden die Mäuse in zwei Gruppen eingeteilt: eine Kontrollgruppe (CTRL) und eine HFpEF-Gruppe mit jeweils acht Mäusen.
  2. Verwenden Sie ein etabliertes Protokoll 21,22,23,24,25, um das HFpEF-Mausmodell wie folgt zu induzieren:
    1. Füttere sechs bis acht Wochen alte Mäuse mit einer fettreichen Ernährung (HFD, 60 % Fett) und gib 0,5 g/L N-Nitro-L-Arginin-Methylester (L-NAME) 8 Wochen lang in Trinkwasser gelöst.
      HINWEIS: Bereiten Sie L-NAME-Trinkwasser in braunen Flaschen vor, um Lichteinwirkung zu vermeiden, und erfrischen Sie alle 2–3 Tage.
  3. Füttere altersgleiche Mäuse mit einer normalen Standardernährung und gib regelmäßiges Trinkwasser für die gleiche Dauer wie die Kontrollgruppe.

2. Beurteilung der koronaren Flussreserve mittels Echokardiographie

  1. Vorausgehen Sie der echokardiographischen Untersuchung durch Betäubung der Maus durch Inhalation von 1,5 % verdampftem Isofluran, das bei 1,5–2,0 L/min mit 100 % O₂-Fluss in einer Anästhesiekammer verabreicht wird.
    VORSICHT: Isofluran ist ein flüchtiges Anästhetikum. Sorgen Sie für ausreichende Belüftung während des Betriebs. Tragen Sie Nitrilhandschuhe, wenn Sie flüssiges Isofluran zum Verdampfer hinzufügen, um Hautkontakt zu vermeiden.
  2. Bestätigen Sie das Ausbleiben einer Reaktion auf Hautkneifen sowie auf Zehen- oder Schwanzstimulation und positionieren Sie das Tier dann auf der Bildgebungsplattform.
  3. Schalten Sie die Gasanästhesiemaschine von der Kammer auf die Maskenabgabe um und halten Sie während des gesamten Eingriffs eine konstante Anästhesiekonzentration von 1,5 %.
  4. Physiologische Daten (EKG und Atmung) werden erfasst, indem leitfähiges Gel auf das Kupferbleche (EKG-Elektroden) der Bildgebungsplattform aufgetragen und die vier Pfoten darauf befestigt werden.
    HINWEIS: Isofluran halten Sie zur Erhaltung bei 1,5 % und halten Sie die Körperkerntemperatur bei etwa 37 °C mit der eingebauten Wärmeplattform. Halten Sie eine Zielatemfrequenz von 100–140 Atemzügen pro Minute aufrecht, um die physiologische Stabilität während der Bildgebung zu gewährleisten.
  5. Entfernen Sie Brusthaare, indem Sie Enthaarungscreme mit einem Applikator mit Baumwollspitze auftragen.
  6. Wischen Sie überschüssige Sahne und loses Fell mit wassergetränkter Mullbinde ab, um sich auf die Bildgebung vorzubereiten.
    HINWEIS: Entfernen Sie die restlichen Enthaarungscreme vollständig, um Hautreizungen oder Vergiftungen zu vermeiden.
  7. Tragen Sie sterile, befeuchtende Augensalbe auf beide Augen auf, um das Trocknen der Sklera zu verhindern.
  8. Tragen Sie Ultraschall-Transmissionsgel auf den vorderen Herzbereich auf und positionieren Sie die Bildgebungsplattform in einem Winkel von etwa 30°–45° zur Horizontalen.
    HINWEIS: Vermeiden Sie Luftblasen im Ultraschallgel.
  9. Platzieren Sie den Hochfrequenz-Ultraschallwandler langsam auf die Parasternallinie und richten Sie ihn parallel zum Thorax aus, um die angepasste parasternale Langachsenansicht (PLAX) des linken Ventrikels zu erhalten (Abbildung 1A).
  10. Winkeln Sie die Sonde so, dass sie leichten Kontakt mit der Brustwand gewährleistet und Kompression vermeiden.
  11. Drücken Sie die Bright-Mode-Taste, um in die Brightness-Mode-Bildgebung zu wechseln.
  12. Stellen Sie den Winkel der Sonde und der Bildgebungsplattform an, um die linke Koronararterie (LCA) zu lokalisieren.
    HINWEIS: Identifizieren Sie den linken Ventrikel (LV), das linke Vorhof (LA), die linke ventrikuläre vordere Wand (LVAW), die linke ventrikuläre Hinterwand (LVPW), das Interventrikularseptum (IVS), die Aorta (AO), die Lungenarterie (PA), die Lungenvene (PV), die Mitralklappe (MV) und den papillaren Musculus innerhalb des akustischen Fensters.
  13. Aktivieren Sie den Farb-Doppler-Modus, indem Sie die Farb-Doppler-Taste auf dem Touchscreen drücken. In Echtzeitanzeige erscheint der Fluss weg vom Aortenventil (zur Sonde) rot.
  14. Stellen Sie den Winkel und die Position der Sonde so an, dass die vollständige LCA vom Aortensinus bis zur distalen Aststelle visualisiert wird, wobei die Interferenz durch den Lungenvenenfluss minimiert wird.
  15. Aktiviere den Pulswellen-Dopplermodus (PW). Positioniere das PW-Messfenster parallel zur LCA-Blutflussrichtung (Abbildung 1B,C).
    HINWEIS: Halten Sie den Insonationswinkel unter 60° und wenden Sie eine Echtzeit-Winkelkorrektur an, indem Sie den Doppler-Cursor parallel zur koronaren Strömung ausrichten.
  16. Wählen Sie Save Clip , um die grundlegende LCA-Flow-Velocity-Wellenform zu erfassen.
  17. Erhöhen Sie die Isoflurankonzentration auf 3 % und beobachten Sie die allmähliche Erhöhung der Koronarströmungsgeschwindigkeit.
  18. Nach 45 Sekunden kontinuierlicher Exposition gegenüber 3 % Isofluran wählen Sie Save Clip , um die hyperämische koronare Strömungsgeschwindigkeit zu erfassen.
    HINWEIS: Überwachen Sie kontinuierlich den Durchblutungsfluss der LCA. Wenn das PW-Samplevolumen aufgrund von Atem- oder Herzbewegung driftet, pausieren Sie die Erfassung, kehren Sie in den Farb-Doppler-Modus zurück, um die LCA neu zu identifizieren, positionieren Sie das PW-Gate neu und nehmen Sie den PW-Modus wieder auf.
  19. Nach Abschluss beenden Sie die Isofluran-Inhalation und entfernen Sie Ultraschallgel. Legen Sie die Maus auf ein Heizkissen, bis sie sich vollständig erholt hat, und bringen Sie sie dann zurück in ihren Käfig.

3. Statistische Analyse

  1. Durchschnittliche Messungen aus drei aufeinanderfolgenden Herzzyklen, die in der Analysesoftware nachgezeichnet werden, um Basis- und Spitzen-LCA-Flussgeschwindigkeiten zu erhalten. Berechnen Sie die CFR als Verhältnis der hyperämischen Spitzengeschwindigkeit des diastolischen Koronarflusses zur Ausgangspunktgeschwindigkeit des diastolischen Koronarflusses (CFV).
  2. Implementieren Sie ein doppelblindes Design zwischen Experimentator und Datenanalyst. Beurteile die Normalität mit dem Shapiro–Wilk-Test. Analysieren Sie normalverteilte Daten mit einem zweiseitigen, ungepaarten Schüler-t-Test. Analysieren Sie nicht-normalverteilte Daten mit dem Mann–Whitney-U-Test.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

In dieser Studie nahmen 16 Mäuse (HFpEF, n = 8; STRG, n = 8) wurden verwendet. Die linke Koronararterie wurde unter Farb-Doppler-Führung in der parasternalen Langachsen-(PLAX)-Ansicht identifiziert, und die koronare Flussgeschwindigkeit wurde mittels Pulswellen-(PW) Doppler gemessen. Nach der Aufnahme ausreichender und reproduzierbarer Bilder jeder Maus bei sowohl 1,5 % (Baseline) als auch 3 % (hyperämisch) Isoflurankonzentrationen wurde26 CFR durch Durchschnittsm...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Diese Studie präsentiert ein Protokoll, das eine nicht-invasive, einfache und reproduzierbare Methode verwendet, um makro- und mikrovaskuläre Dysfunktionen in HFpEF-Tiermodellen zu beurteilen. Die Doppler-Echokardiographie zur Beurteilung des Koronarflussreservats ist von der European Society of Cardiology als validierte und reproduzierbare Methode anerkannt15. Unter normalen physiologischen Bedingungen bei C57BL/6J-Mäusen wird die koronare Flussreserve von ≥2,0 e...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren erklären, dass es keine konkurrierenden finanziellen oder kommerziellen Interessen gibt.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von den Fonds für herausragende junge Wissenschaftler in Nanjing unterstützt – Schlüsselprojekt, unterstützt von der Stiftung für medizinische Wissenschaft und Technologieentwicklung, Nanjing Department of Health (JQX22001); China Postdoctoral Science Foundation (2023M731631); Finanzierung für klinische Studien vom angeschlossenen Drum Tower Hospital, Medizinische Fakultät der Universität Nanjing (2024-LCYJ-PY-29); Forschungsstiftung der Provinzkommission für Gesundheit und Familienplanung der Provinz Jiangsu (MQ2024049).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Tierphysiologischer MonitorFujifilmVEVO 3100Überwachen Sie Herzfrequenz, Atmung und Körpertemperatur
C57-MäuseGemPharmatech Co., Ltd
KameraKanon, JapanEOS R50Erfassen Sie die Positionen der Bildgeberplattform und der Ultraschallsonde
EnthaarungscremeVeet, FranzösischHaarentfernung
GazeKuriositätCAR-6339-PKSteril
IsofluraneBELOHNUNGR510-22-10Anästhesie
N-Nitro-L-Arginin-Methylester (L-NAME)Sigma-AldrichN5751Einführung des HFpEF-Mäusemodells
Forschungsdiäten, 60% Fett   Research Diets, Inc.   D12492Fettreiche Diät
Chirurgisches thermostatisches HeizkissenGlobalebio, ChinaGE0-20WTemperaturregelung
UltraschallgelParker LaboratoriesW60698LUltraschall-Transmissionsgel
Vevo 3100 präklinische Bildgebung PlatfornFujifilmVEVO 3100Echokardiographie
VevoLAB-SoftwareFujifilmVevoLAB 3.2.6Analyse von Echokardiographie-Daten

Referenzen

  1. Redfield, M. M., Borlaug, B. A. Heart Failure With Preserved Ejection Fraction: A Review. JAMA. 329 (10), 827-838 (2023).
  2. Withaar, C., Lam, C. S. P., Schiattarella, G. G., de Boer, R. A., Meems, L. M. G. Heart failure with preserved ejection fraction in humans and mice: embracing clinical complexity in mouse models. Eur Heart J. 42 (43), 4420-4430 (2021).
  3. Borlaug, B. A. Evaluation and management of heart failure with preserved ejection fraction. Nat Rev Cardiol. 17 (9), 559-573 (2020).
  4. Paulus, W. J., Tschope, C. A novel paradigm for heart failure with preserved ejection fraction: comorbidities drive myocardial dysfunction and remodeling through coronary microvascular endothelial inflammation. J Am Coll Cardiol. 62 (4), 263-271 (2013).
  5. Shah, S. J., et al. Prevalence and correlates of coronary microvascular dysfunction in heart failure with preserved ejection fraction: PROMIS-HFpEF. Eur Heart J. 39 (37), 3439-3450 (2018).
  6. Lee, J. F., et al. Evidence of microvascular dysfunction in heart failure with preserved ejection fraction. Heart. 102 (4), 278-284 (2016).
  7. Freed, B. H., et al. Prognostic Utility and Clinical Significance of Cardiac Mechanics in Heart Failure With Preserved Ejection Fraction: Importance of Left Atrial Strain. Circ Cardiovasc Imaging. 9 (3), 191-200 (2016).
  8. Taqueti, V. R., et al. Coronary Flow Reserve, Inflammation, and Myocardial Strain: The CIRT-CFR Trial. JACC Basic Transl Sci. 8 (2), 141-151 (2023).
  9. Zhao, J., et al. Heart-gut microbiota communication determines the severity of cardiac injury after myocardial ischaemia/reperfusion. Cardiovasc Res. 119 (6), 1390-1402 (2023).
  10. Zhao, J., et al. Excessive accumulation of epicardial adipose tissue promotes microvascular obstruction formation after myocardial ischemia/reperfusion through modulating macrophages polarization. Cardiovasc Diabetol. 23 (1), 236(2024).
  11. Rush, C. J., et al. Prevalence of coronary artery disease and coronary microvascular dysfunction in patients with heart failure with preserved ejection fraction. JAMA Cardiol. 6 (10), 1130-1143 (2021).
  12. Hage, C., et al. Association of coronary microvascular dysfunction with heart failure hospitalizations and mortality in heart failure with preserved ejection fraction: a follow-up in the PROMIS-HFpEF study. J Card Fail. 26 (11), 1016-1021 (2020).
  13. Allan, T., Dryer, K., Fearon, W. F., Shah, S. J., Blair, J. E. A. Coronary microvascular dysfunction and clinical outcomes in patients with heart failure with preserved ejection fraction. J Card Fail. 25 (10), 843-845 (2019).
  14. Kelshiker, M. A., et al. Coronary flow reserve and cardiovascular outcomes: a systematic review and meta-analysis. Eur Heart J. 43 (16), 1582-1593 (2022).
  15. Knuuti, J., et al. 2019 ESC Guidelines for the diagnosis and management of chronic coronary syndromes. Eur Heart J. 41 (3), 407-477 (2020).
  16. Vancheri, F., Longo, G., Vancheri, S., Henein, M. Coronary microvascular dysfunction. J Clin Med. 9 (9), 2880(2020).
  17. Zacchigna, S., et al. Towards standardization of echocardiography for the evaluation of left ventricular function in adult rodents: a position paper of the ESC Working Group on Myocardial Function. Cardiovasc Res. 117 (1), 43-59 (2021).
  18. Guo, Z., et al. Dynamic assessments of coronary flow reserve after myocardial ischemia reperfusion in mice. J Vis Exp. (198), e65492(2023).
  19. Kelm, N. Q., Beare, J. E., LeBlanc, A. J. Evaluation of coronary flow reserve after myocardial ischemia reperfusion in rats. J Vis Exp. (148), e59675(2019).
  20. Percie du Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: Updated guidelines for reporting animal research. PLoS Biol. 18 (7), e3000410(2020).
  21. Schiattarella, G. G., et al. Nitrosative stress drives heart failure with preserved ejection fraction. Nature. 568 (7752), 351-356 (2019).
  22. Guo, Y., et al. iNOS contributes to heart failure with preserved ejection fraction through mitochondrial dysfunction and Akt S-nitrosylation. J Adv Res. 43, 175-186 (2023).
  23. Xiong, Y., et al. Inhibition of ferroptosis reverses heart failure with preserved ejection fraction in mice. J Transl Med. 22 (1), 199(2024).
  24. Chen, J., et al. Nitazoxanide protects against heart failure with preserved ejection and metabolic syndrome induced by high-fat diet (HFD) plus L-NAME "two-hit" in mice. Acta Pharm Sin B. 15 (3), 1397-1414 (2025).
  25. Lanzer, J. D., et al. Single-cell transcriptomics reveal distinctive patterns of fibroblast activation in heart failure with preserved ejection fraction. Basic Res Cardiol. 119 (6), 1001-1028 (2024).
  26. Lenzarini, F., Di Lascio, N., Stea, F., Kusmic, C., Faita, F. Time course of isoflurane-induced vasodilation: a Doppler ultrasound study of the left coronary artery in mice. Ultrasound Med Biol. 42 (4), 999-1009 (2016).
  27. Yang, J. H., et al. Endothelium-dependent and independent coronary microvascular dysfunction in patients with heart failure with preserved ejection fraction. Eur J Heart Fail. 22 (3), 432-441 (2020).
  28. Silvani, A., et al. Physiological mechanisms mediating the coupling between heart period and arterial pressure in response to postural changes in humans. Front Physiol. 8, 163(2017).
  29. Mohan, M., Anandh, B., Thombre, D. P., Surange, S. G., Chakrabarty, A. S. Effect of posture on heart rate and cardiac axis of mice. Indian J Physiol Pharmacol. 31 (3), 211-217 (1987).
  30. Franssen, C., et al. Myocardial microvascular inflammatory endothelial activation in heart failure with preserved ejection fraction. JACC Heart Fail. 4 (4), 312-324 (2016).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Koronare mikrovaskul re DysfunktionMyokardisch mievasomotorische Dysfunktionkoronarer BlutflussIsofluran Vasodilatation

Verwandte Artikel