Methodenartikel

Etablierung eines von Maus-Sepsis induzierten Immunsuppressionsmodells durch intranasale Instillation von Bakterien

118 Ansichten

⸱

DOI:

10.3791/70150

⸱

12. Juni 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Trauma Medical Center, Daping Hospital, State Key Laboratory of Trauma and Chemical Poisoning, Burns and Combined Injury, Army Medical University, 2Department of Critical Care Medicine, Daping Hospital, Army Medical University

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Hier stellen wir ein Protokoll zur Etablierung eines Maus-Sepsis-Immunsuppressionsmodells mittels intranasaler Instillation von Klebsiella pneumoniae vor und validieren das Modell anhand verschiedener Indikatoren.

Zusammenfassung

Sepsis ist ein lebensbedrohliches Organversagen, das durch die unangemessene Reaktion des Wirts auf eine Infektion verursacht wird. Eine Lungenentzündung ist die Hauptursache für Sepsis. Tiermodelle sind wichtige Werkzeuge zur Untersuchung der Pathogenese der Sepsis und zur Bewertung neuer Behandlungsstrategien. Frühere Tiermodelle der Sepsis wiesen keine natürlichen Infektionswege auf, was es erschwerte, den klinischen Infektionsprozess genau wiederzugeben.

Diese Studie führte ein Modell der Maus-Sepsis-Immunsuppression ein, das durch intranasale Instillation von Klebsiella pneumoniae (KP) entwickelt wurde, um den natürlichen Atemwegsinfektionsweg zu simulieren. Nach der Modellierung mit unterschiedlichen KP-Konzentrationen wurde die Entzündung des Modells nach 12 Stunden auf Zytokin-Interleukin-6 (IL-6)-Spiegel untersucht, und Organschäden wurden nach 24 Stunden für Alanin-Aminotransferase (ALT), Aspartat-Aminotransferase (AST), Kreatinin-Kinase (CK) und Blut-Harnstoff-Stickstoff-(BUN)-Spiegel bewertet. Die Überlebensrate des Modells wurde nach 7 Tagen analysiert. Der Prozentsatz der Lymphozyten und weißen Blutkörperchen, der Anteil der Expression des Major Histocompatibility Complex Class II (MHC-II) in Monozyten sowie die mittlere Fluoreszenzintensität (MFI) von IL-10 und TGF-β1 in CD4+ T-Zellen wurden beobachtet, um die Immunsuppression bei Mäusen zu bewerten. Nach 7 Tagen Modellierung wurde eine sekundäre Infektion durch intranasale Instillation von Pseudomonas aeruginosa (PA) durchgeführt. Die bakterielle Last in bronchoalveolärer Lavageflüssigkeit (BALF) 24 Stunden nach der Sekundärinfektion und die Sterblichkeitsrate innerhalb von 14 Tagen wurden bewertet, um die Immunsuppression des Modells weiter zu bewerten.

Die nasale Instillation hochkonzentrierter Klebsiella-Pneumonie kann eine Immunsuppression wirksam auslösen. Sein Zweck ist es, eine durch einen natürlichen Atemwegsinfektionsweg induzierte Sepsis zu simulieren und ein Standardmodell für die Sepsisforschung an Tieren bereitzustellen.

Einleitung

Sepsis ist ein lebensbedrohliches Organversagen, das durch die unangemessene Reaktion des Wirts auf eine Infektion 1,2,3 resultiert. Es ist eine der häufigsten Todesursachen auf Intensivstationen (ICUs). Weltweit gibt es jährlich 48,9 Millionen Sepsisfälle, mit 11 Millionen damit verbundenen Todesfällen4. Trotz jüngster Fortschritte in der antiinfektiven Therapie und Organunterstützungstechnologien ist die Pathogenese der Sepsis weiterhin unvollständig verstanden, und spezifische Behandlungsoptionen fehlen. Daher ist Sepsis zu einem zentralen Schwerpunkt und einer Herausforderung in der klinischen medizinischen Forschunggeworden.

Tiermodelle spielen eine unersetzliche Rolle in der Grundlagen- und translationalen medizinischen Forschung und dienen als wesentliche Werkzeuge zur Untersuchung der Pathogenese der Sepsis und zur Bewertung neuartiger therapeutischer Strategien. Durch die Simulation der pathophysiologischen Prozesse der menschlichen Sepsis erleichtern diese Modelle nicht nur die Erforschung wichtiger Mechanismen wie Immunerkrankungen und Organfunktionsstörungen, sondern bieten auch eine experimentelle Plattform für Drogentests und die Entwicklung von Interventionsstrategien. Unter verschiedenen Tiermodellen sind Mäuse aufgrund ihres gut definierten genetischen Hintergrunds, umfangreicher Forschung zum Immunsystem und ihrer einfachen Manipulation am häufigsten in der Sepsisforschung eingesetzt.

Derzeit sind mehrere Sepsis-Tiermodelle auf Basis verschiedener Paradigmen verfügbar, darunter Endotoxin-Modelle, bakterielle Infusionsmodelle, Modelle zur Cecal-Ligation und -Punction (CLP) sowie Colon-Ascendens-Stent-Peritonitis (CASP) Modelle5. Diese Modelle haben jedoch keine natürlichen Infektionswege, was es schwierig macht, den klinischen Infektionsprozess wirklich widerzuspiegeln. Studien haben ergeben, dass Lungenentzündung die Hauptursache für Sepsis in den Vereinigten Staatenist. Daher ist die Einrichtung eines Maus-Sepsis-Modells, das natürliche Infektionswege nachahmt, immunsuppressive Eigenschaften aufweist und mit hoher Reproduzierbarkeit einfach zu bedienen ist, von großer Bedeutung für die tiefgehende Forschung zu den Immunmechanismen der Sepsis sowie für die Bewertung potenzieller Interventionsstrategien.

Klebsiella pneumoniae (KP) macht 3 % bis 8 % aller im Krankenhaus erworbenen bakteriellen Infektionenaus 7,8,9. Dieses Bakterium kann über verschiedene Portale in den Körper gelangen, darunter die Atemwege, den Magen-Darm-, Harnwegs- sowie über die Haut, und durch KP verursachte Infektionen haben eine schlechte Prognose, insbesondere bei immungeschwächten Patienten 7,10. Da Lungenentzündung die Hauptursache für Sepsis ist und KP ein häufiger Atemwegserreger ist, der mit schlechten Ergebnissen verbunden ist, ist KP ein idealer Kandidat für die Entwicklung eines klinisch relevanten Sepsis-Modells.

Obwohl bereits11 verschiedene Tiermodelle der KP-Infektion, einschließlich der intranasalen Methode, etabliert wurden, konzentrierten sich nur wenige Studien darauf, das Modell zu optimieren, um sepsisassoziierte Immunsuppression zu induzieren oder die optimale KP-Konzentration für die Modellbildung zu definieren. Diese Lücke begrenzt den Nutzen bestehender KP-Modelle zur Untersuchung sepsisbedingter Immunfunktionsstörungen.

Um diesem Bedarf gerecht zu werden, entwickelten wir ein sepsis-induziertes Immunsuppressionsmodell bei Mäusen mittels intranasaler KP-Instillation. Im Vergleich zu bestehenden Modellen simuliert dieses Modell die natürlichen Wege von Atemwegsinfektionen. Das Modell wurde weiter validiert, um eine Methode für spätere Forschung zu bieten.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Protokoll

Alle in diesem Artikel beschriebenen experimentellen Verfahren wurden vom Labor Animal Welfare and Ethics Committee der Third Military Medical University (SCXK(PLA)20120031) genehmigt.

1. Versuchstiere

  1. Verwenden Sie C57BL/6 männliche Mäuse, im Alter von 8–10 Wochen, mit einem Gewicht von 23–28 g (Tierlizenz-Nr.: SCXK (Xiang) 2019-0004). Halten Sie die Mäuse in einer speziellen, pathogenfreien Umgebung (SPF) mit freiem Zugang zu Futter und Wasser. Halten Sie die Wohnbedingungen wie folgt aufrecht: Raumtemperatur von 24 ± 2ºC), Luftfeuchtigkeit von 50 % bis 55 % und ein 12 Stunden Hell-Dunkel-Zyklus.

2. Bakterielle Präparation

  1. Verwenden Sie eine geeignete Sorte. Hier verwenden Sie Klebsiella pneumoniae American Type Culture Collection (ATCC) Stamm 43816.
  2. Bereiten Sie ein geeignetes Kulturmedium vor (Luria-Bertani [LB]-Brühe).
  3. Bereiten Sie Bakterien für die Instillation vor.
    1. Nehmen Sie eine einzelne Kolonie und impfen Sie sie in 5 ml LB-Brühe, dann bebrüten Sie sie über Nacht (12 Stunden) in einem Shaker bei 37 °C und 220 U/min.
    2. Überführen Sie die Bakterienkultur über Nacht in frische LB-Brühe und Kulturen für 3–4 Stunden, bis sie das Hochdichtewachstumsstadium erreicht haben (optische Dichte bei 600 nm [OD600] ≈ 0,8).
    3. Nach dem Verdünnen der bakteriellen Lösung nehmen Sie 100 μL und geben Sie sie auf den Boden der Kulturschale mit festem Kulturmedium. Stellen Sie es für 12 Stunden in einen 37 °C Inkubator, zählen Sie die Anzahl der Kolonien und ermitteln Sie die KP-Konzentration bei 2 × 109 CFU/mL, also OD600 ≈ 0,8.
    4. Passen Sie die Konzentration der Bakterien mit 0,9 % NaCl-Lösung an. Bereiten Sie drei bakterielle Suspensionen mit Konzentrationen von 1 × 108 CFU /mL, 1 × 106 CFU /mL und 1 × 104 CFU /mL für den späteren Gebrauch vor.

3. Intranasale Instillationsinfektion (Abbildung 1)

  1. Betäuben Sie die Maus durch eine intraperitoneale Injektion von 2 % Natriumpentobarbital in einer Dosis von 2 μL/g (Abbildung 1A, B).
  2. Wenn die Maus ein vermindertes Bewusstsein zeigt, aber den Schluckreflex beibehält, wird 50 μL der bakteriellen Suspension (oder 0,9 % NaCl-Lösung als Kontrolllösung) mittels einer Mikropipette aspiriert.
  3. Halte vorsichtig den Hals der Maus mit dem Daumen, der vorne am Hals liegt, und greife mit den restlichen Fingern vorsichtig den Körper der Maus. Neigen Sie den Mauskopf nach hinten (Abbildung 1C).
  4. Langsam wird die bakterielle Suspension mit einer Pipette in die Nasenlöcher der Maus eingebracht (etwa 5–10 μL pro Tropfen). Geben Sie jeweils einen Tropfen in ein Nasenloch (Abbildung 1D).
  5. Nachdem Sie beobachtet haben, dass die Maus die Suspension eingeatmet hat, heben Sie die Maus schnell nach oben und lassen Sie sie dann langsam absenken, um das Einatmen der Suspension in die Bronchien zu fördern (Abbildung 1E, F).
  6. Wiederholen Sie die oben genannten Schritte und wechseln Sie die Instillationen in das andere Nasenloch, bis die Maus die 50 μL bakterielle Suspension vollständig eingeatmet hat.
  7. Wenn die Maus hustet, seufzt oder die bakterielle Lösung während des Eingriffs nicht einatmen kann, lassen Sie die Maus sich ausruhen und beobachten. Nachdem sich die Situation stabilisiert hat, setzen Sie den Inhalationsschritt fort, um sicherzustellen, dass die Maus die gesamte bakterielle Lösung (oder 0,9 % NaCl) einatmet.
  8. Fixiere die Maus in einer Rückenposition auf einem Mausbrett, das um 60° geneigt ist. Wenn die Raumtemperatur niedrig ist, benutze eine Heizung, um der Maus die Erholung zu erleichtern. Überwachen Sie die Maus, bis sie sich vollständig von der Anästhesie erholt hat, und bringen Sie sie dann mit optimalen Temperaturbedingungen, ausreichend Wasser und Futter zurück in ihren Käfig.

4. Modellbewertung

HINWEIS: Vier Gruppen von Mausmodellen wurden mittels der erwähnten intranasalen Instillationsmethode festgelegt, nämlich die Kontrollgruppe (Gruppe A, mit PBS infundiert), die 1 × 104 KP Konzentrationsgruppe (Gruppe B), die 1 × 106 KP Konzentrationsgruppe (Gruppe C) und die 1 × 108 KP Konzentrationsgruppe (Gruppe D). Das Modell wurde mit folgenden Methoden bewertet:

  1. Bewerten Sie die 12-Stunden-Entzündungssymptome.
    1. 12 Stunden nach der intranasalen Instillation von KP wird Blut (≥ 300 μL) mittels Herzpunktion entnommen (n = 5 pro Gruppe). Trennen Sie das Serum durch Zentrifugation (1000 × g, 10 min) und verwenden Sie es zur Detektion des Zytokins Interleukin-6 (IL-6).
  2. 24-Stunden-Organschadensbeurteilung
    1. 24 Stunden nach intranasaler Instillation von KP verwenden Sie das Serum zur biochemischen Indikatordetektion (n = 5 pro Gruppe). Zu diesen Indikatoren gehören Alanin-Aminotransferase (ALT) und Aspartat-Aminotransferase (AST) zur Beurteilung von Leberschädigungen, Kreatinkinas (CK) für Muskelschäden und Blut-Harnstoffstoffs (BUN) für Nierenschäden.
  3. Symptombewertung
    1. Überwachen Sie täglich das Körpergewicht der Maus und beobachten Sie den Haarzustand, das Aktivitätsniveau und weitere Parameter.
  4. 7-Tage-Zytokine und Immunzellen
    1. 7 Tage nach der Modellierung (n = 10 [A/B], n = 15 [C], n = 40 [D]) wird peripheres Blut mittels Herzpunktion zur Durchflusszytometrieanalyse entnommen, um den Anteil der Lymphozyten, den Anteil der Expression des großen Histokompatibilitätskomplexes der Klasse II (MHC-II) in Monozyten sowie die mittlere Fluoreszenzintensität MFI) von IL-10 und TGF-β1 in CD4+ T-Zellen zu bestimmen.
    2. Gewebeverarbeitung
      1. Mischen Sie Blutproben (100 μL) mit einem roten Blutkörperchen-Lysepuffer (300 μL) bei einem Volumenverhältnis von 1:3. Nach 15 Minuten Erythrozytenlyse bei Raumtemperatur zentrifugieren Sie das Gemisch bei 400 × g für 5 Minuten und entsorgen Sie das Supernatant.
      2. Setzen Sie das Pellet in 200 μL roten Blutkörperchen-Lysepuffer (Volumenverhältnis = 1:2) wieder auf und inkubieren Sie 10 Minuten zur Sekundärlyse.
      3. Nach einer weiteren Zentrifugation bei 400 × g für 5 Minuten wird das Supernatant entfernt und das Pellet in 100 μL Zellfärbepuffer wieder suspendiert.
      4. Fügen Sie den Proben 1 μL von jedem Durchflusszytometrie-Antikörper hinzu. Kurz gesagt: CD45 zur Lymphozytenfärbung hinzufügen; CD45, CD116, Ly6G, Ly6C und MHC-II Antikörper zur MHC-II-Detektion; CD45-, CD3-, CD4-, CD8- und CD25-Antikörper zur Messung von IL-10 und TGF-β1. Das Verdünnungsverhältnis für jeden oben genannten Antikörper beträgt 1:100.
      5. Inkubiere alle Proben bei 4 °C für 30 Minuten im Dunkeln. Anschließend 1 ml Zellfärbungspuffer hinzufügen und dann mit 400 × g für 5 Minuten zentrifugieren; Entsorge das Supernatant.
      6. Für den Nachweis von Lymphozyten und MHC-II wird vor der Durchflusszytometrieanalyse in 400 μL Zellfärbungspuffer erneut suspendiert.
      7. Anschließend führen Sie die Verfahren zur Erkennung von IL-10 und TGF-β1 gemäß den Schritten 4.4.2.8–4.4.2.12 durch:
      8. Fügen Sie 1 ml Fixationspuffer hinzu und inkubieren Sie die Proben bei 4ºC im Dunkeln für 60 Minuten.
      9. Nach der Zugabe von 1 mL Perm-Puffer wird das Gemisch bei 400 × g für 5 Minuten zentrifugiert und das Supernatant entsorgt.
      10. Das Zellpellet wird in 100 μL Permpuffer wieder suspendiert, gefolgt von der Zugabe von jeweils 1 μL Foxp3-, IL-10- und TGF-β1-Antikörpern. Inkubieren Sie die Proben bei 4 °C für 30 Minuten im Dunkeln.
      11. Als Nächstes 1 ml Perm-Puffer hinzufügen und mit 400 × g für 5 Minuten zentrifugieren, bevor das Überstandsmittel entfernt wird.
      12. Schließlich werden die Zellen in 400 μL Zellfärbungspuffer wieder suspendiert und mittels Durchflusszytometrie nachgewiesen.
    3. Gating-Strategie
      1. Um Lymphozyten zu erkennen, schließen Sie Trümmer und Doublets auf dem FSC-A/FSC-H-Plot aus. Identifizieren Sie die Gesamtzahl der Leukozyten als CD45⁺-Ereignisse. Gate die Lymphozyten basierend auf niedrigem FSC/SSC innerhalb der CD45⁺-Population.
      2. Um MHC-II nachzuweisen, werden zunächst Leukozyten auf FSC-A/SSC-A geportiert, um Trümmer auszuschließen, gefolgt von der Auswahl von CD45⁺-Zellen. Identifizieren Sie myeloide Zellen als CD11b⁺, wobei Neutrophile durch Ly6G-Negativität ausgeschlossen werden. Klassische Monozyten als Ly6G⁻ Ly6Chi-Zellen definieren und die MHC-II-Expression innerhalb dieser Population bewerten.
      3. Um IL-10 und TGF-β1 zu erkennen, schließen Sie Trümmer und Doublets durch FSC-A/SSC-A und FSC-A/FSC-H aus. Identifizieren Sie die Gesamtzahl der T-Zellen als CD45⁺CD3⁺-Ereignisse. Innerhalb der CD4⁺CD8⁻-Population werden Tregs als CD25⁺FOXP3⁺-Zellen identifiziert. Quantifizieren Sie TGF-β⁺-Zellen in der Treg-Teilmenge und bewerten Sie die IL-10-Expression in allen CD4⁺-T-Zellen. Setze alle positiven Gatter mit FMO-Reglern.
  5. Bakterienzahl in der bronchoalveolaren Lageflüssigkeit (BALF) 24 Stunden nach der Sekundärinfektion
    1. Am Tag 7 nach Modellaufbau (n = 5 [A/B], n = 10 [C], n = 40 [D]) unterziehen Sie die Maus einer intranasalen Instillation von 50 μL Pseudomonas aeruginosa (PA) (bei einer Konzentration von 6,8 × 1010 CFU/mL) mit der oben genannten intranasalen Instillationsmethode.
    2. 24 Stunden nach der Sekundärinfektion mit PA werden 1,5 ml bronchoalveoläre Lavageflüssigkeit (BALF) gesammelt. Regelmäßig verdünnen Sie das BALF, verplatten es auf LB flüssiges Medium und inkubieren Sie es 24 Stunden lang in einem Inkubator bei konstanter Temperatur bei 37 °C, bevor die Kolonie gezählt wird.
    3. Befolgen Sie diese Schritte für die BALF-Abholung.
      1. Tief betäuben (2,5 μL/g, 2 % Natriumpentobarbital) oder Euthanasie (7,5 μL/g, 2 % Natriumpentobarbital) die Maus human und setzen Sie sie in Rückenlage mit übergestrecktem Hals.
      2. Mach einen mittleren Halswirbelschnitt, um die Luftröhre freizulegen. Führe einen stumpfen 24-G-Katheter in die Luftröhre bis knapp hinter die Carina ein und fixiere ihn mit einer Naht.
      3. Langsam mit einer 1-mL Spritze einführen und entziehen Sie das sterile, eiskale PBS (0,5 ml pro Aliquot). Wiederholen Sie diesen Spülzyklus 3–5 Mal. Führen Sie diesen Vorgang dreimal durch, was zu einem Gesamtspülvolumen von 1,5 ml führt.
  6. Überlebensanalyse
    1. Verwenden Sie eine separate Kohorte von Mäusen für die Überlebensanalyse (n = 10 [A/B/C], n = 40 [D]).
    2. Den Überlebensstatus der Mäuse innerhalb von 7 Tagen nach der Infektion dokumentieren.
    3. Nach einer Sekundärinfektion mit PA wird die Sterblichkeitsrate der Mäuse von Tag 7 bis Tag 14 beobachtet.
    4. Nach der Beobachtung wird die Mäuse tief mit Isofluran (5 %) betäubt und sie durch intraperitoneale Injektion einer Überdosis Pentobarbitalnatrium (150 mg/kg) eingeschläfert, wobei der Tod durch eine zervikale Verrenkung bestätigt wird.
  7. Statistische Analyse
    1. Führen Sie Normalitätstests und Homogenitätstests der Varianz an den quantitativen Daten durch.
    2. Für Vergleiche zwischen Gruppen wird eine Einweg-Varianzanalyse (ANOVA) verwendet, wenn die Daten normalverteilt sind und homogene Varianz aufweisen; Ansonsten verwenden Sie nichtparametrische Tests.
    3. Führen Sie Überlebensanalysen mit der Kaplan-Meier-Methode durch. Verwenden Sie die Mixed-Effects-Modelle, um Unterschiede im Körpergewicht zwischen Gruppen zu unterschiedlichen Zeitpunkten zu testen. Betrachten wir einen p-Wert ≤ 0,05, der statistisch signifikant ist.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Ergebnisse

12 Stunden nach der intranasalen Instillation war der Serumspiegel IL-6 in der Gruppe 1 × 108 KP signifikant erhöht (p < 0,0001, n = 5) (Abbildung 2A). 24 Stunden nach der intranasalen Instillation waren die Serumwerte von ALT (p < 0,01, n = 5) (Abbildung 2B), AST (p < 0,01, n = 5) (Abbildung 2C), CK (p < 0,01, n = 5) (Abbildung 2D) und BUN (p < 0,001, n = 5)...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Diskussion

Sepsis ist ein komplexes klinisches Syndrom, und der charakteristische immunsuppressive Zustand im späten Stadium ist ein entscheidender Faktor, der zum Patiententodführt. Daher sind präklinische Modelle, die die Pathophysiologie der durch Sepsis induzierten Immunsuppression genau simulieren, entscheidend für eine tiefgehende Untersuchung ihrer Mechanismen und die Entwicklung neuer Therapien. In dieser Studie haben wir erfolgreic...

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Offenlegungen

Die Autoren erklären keinen Interessenkonflikt.

Danksagungen

Diese Arbeit wurde von der National Natural Science Foundation of China (82222038 und 81970259), den Outstanding Young Talents of National Defense Biotechnology (2023-JCJQ-ZQ-001 und 01-SWKJYCJJ06) sowie dem Chongqing Science Fund for Distinguished Young Scholars (CSTB2022NSCQ-JQX0017) unterstützt.

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Biochemischer InkubatorYSEISHH-150LBakterieninkubation
C57BL/6J MäuseVital River Laboratories8-10 Wochen, männlich
CD116bBioLegend101257Flow Antibodies (Anti-Maus)
CD25BD bioscience740447Flow Antibodies (Anti-Maus)
CD3BioLegend100203Flow Antibodies (Anti-Maus)
CD4BioLegend100544Flow Antibodies (Anti-Maus)
CD45BioLegend103116Flow Antibodies (Anti-Maus)
CD8BioLegend100752Flow Antibodies (Anti-Maus)
Zellfärbepuffer BioLegend420201
Temperaturkonstanter ShakerHonourHNY-100BBakterienkultivierung
DurchflusszytometerBeckman CoulterCytoFLEXDurchflusszytometrieanalyse
HochgeschwindigkeitszentrifugeBeckman CoulterAIIEGRA
IDEXX-Katalysator einsIDEXXCatalyst OneBiochemische Analyse
IL-10BioLegend505026Flow Antibodies (Anti-Maus)
Insulinspritze WEGO1mLBlutentnahme
Klebsiella pneumoniae ATCC 43816biobw.orgbio-81659
LB-Bouillon (Pulver)SolarbioL1010LB-Flüssigkulturmedium
LB-Bouillon (Pulver)SolarbioL1015LBAgarplatte
LY6CBioLegend128010Flow Antibodies (Anti-Maus)
Ly6GBioLegend127606Flow Antibodies (Anti-Maus)
MHC-IIBioLegend107622Flow Antibodies (Anti-Maus)
MikropipetteEppendorfP100
Rote Blutkörperchen-Lyse-PufferSolarbioR1010
SpektralphotometerEppendorfEppendorf6131Optische Dichtemessung
Statistische SoftwareGraphPad SoftwareGraphpad Prism10.0
Sterile und enzymfreie PipettenspitzenBiosharp200μL
TF-VerdünnungspufferBD Pharmingen51-90008101
TF-Fix/Perm-PufferBD Pharmingen51-90008100
TF-Perm/Wash-PufferBD Pharmingen51-90008102
TGF-β1BioLegend141406Flow Antibodies (Anti-Maus)
Varioskan LUX Multimode-Mikroplatten-ReaderThermo ScientificVarioskan LUX 

Referenzen

  1. Singer, M., et al. The third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 801-810 (2016).
  2. Shankar-Hari, M., et al. Developing a new definition and assessing new clinical criteria for septic shock: for the third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 775-787 (2016).
  3. Seymour, C. W., et al. Assessment of clinical criteria for sepsis: for the third international consensus definitions for sepsis and septic shock (sepsis-3). JAMA. 315 (8), 762-774 (2016).
  4. Meyer, N. J., Prescott, H. C. Sepsis and septic shock. N Engl J Med. 391 (22), 2133-2146 (2024).
  5. Kingsley, S. M., Bhat, B. V. Differential paradigms in animal models of sepsis. Curr Infect Dis Rep. 18 (9), 26(2016).
  6. Hansen, V., Oren, E., Dennis, L. K., Brown, H. E. Infectious disease mortality trends in the United States, 1980-2014. JAMA. 316 (20), 2149-2151 (2016).
  7. Ashurst, J. V., Dawson, A. Klebsiella pneumonia. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2025).
  8. Jondle, C. N., Gupta, K., Mishra, B. B., Sharma, J. Klebsiella pneumoniae infection of murine neutrophils impairs their efferocytic clearance by modulating cell death machinery. PLoS Pathog. 14 (10), e1007338(2018).
  9. Aghamohammad, S., et al. First report of extended-spectrum betalactamase-producing Klebsiella pneumoniae among fecal carriage in Iran: high diversity of clonal relatedness and virulence factor profiles. Microb Drug Resist. 26 (3), 261-269 (2020).
  10. Bengoechea, J. A., Sa Pessoa, J. Klebsiella pneumoniae infection biology: living to counteract host defenses. FEMS Microbiol Rev. 43 (2), 123-144 (2019).
  11. Assoni, L., et al. Animal models of Klebsiella pneumoniae mucosal infections. Front Microbiol. 15, 1367422(2024).
  12. Hotchkiss, R. S., Monneret, G., Payen, D. Sepsis-induced immunosuppression: from cellular dysfunctions to immunotherapy. Nat Rev Immunol. 13 (12), 862-874 (2013).
  13. Van Der Poll, T., Van De Veerdonk, F. L., Scicluna, B. P., Netea, M. G. The immunopathology of sepsis and potential therapeutic targets. Nat Rev Immunol. 17 (7), 407-420 (2017).
  14. Diboue Betote, P. H., et al. Sex-dependent vulnerability for Wistar rats model following intranasal instillation with Klebsiella pneumoniae ATCC 43816 causing lobar pneumonia. Pneumonia. 16 (1), 5(2024).
  15. Leus, I. V., Zgurskaya, H. I. No two are alike: on the role of Klebsiella pneumoniae permeability barriers in antibiotic susceptibility and persistence. Antimicrob Agents Chemother. 69 (8), e0008525(2025).
  16. Siempos, I. I., et al. Cecal ligation and puncture-induced sepsis as a model to study autophagy in mice. J Vis Exp. (84), e51066(2014).
  17. Vincent, J. L., et al. International study of the prevalence and outcomes of infection in intensive care units. JAMA. 302 (21), 2323-2329 (2009).
  18. Prescott, H. C., Angus, D. C. Enhancing recovery from sepsis: a review. JAMA. 319 (1), 62-75 (2018).
  19. Barichello, T., Generoso, J. S., Singer, M., Dal-Pizzol, F. Biomarkers for sepsis: more than just fever and leukocytosis-a narrative review. Crit Care. 26 (1), 14(2022).
  20. Vulliamy, P. E., Perkins, Z. B., Brohi, K., Manson, J. Persistent lymphopenia is an independent predictor of mortality in critically ill emergency general surgical patients. Eur J Trauma Emerg Surg. 42 (6), 755-760 (2016).
  21. Pei, F., et al. Expert consensus on the monitoring and treatment of sepsis-induced immunosuppression. Mil Med Res. 9 (1), 74(2022).
  22. Lang, J. D., Matute-Bello, G. Lymphocytes, apoptosis and sepsis: making the jump from mice to humans. Crit Care. 13 (1), 109(2009).
  23. Wu, H., et al. Predictive value of the neutrophil-to-lymphocyte ratio in the prognosis and risk of death for adult sepsis patients: a meta-analysis. Front Immunol. 15, 1336456(2024).
  24. Siegler, B. H., et al. Postoperative abdominal sepsis induces selective and persistent changes in CTCF binding within the MHC-II region of human monocytes. PLoS One. 16 (5), e0250818(2021).
  25. Pachot, A., et al. Messenger RNA expression of major histocompatibility complex class II genes in whole blood from septic shock patients. Crit Care Med. 33 (1), 31-38 (2005).
  26. Padovani, C. M., Yin, K. Immunosuppression in sepsis: biomarkers and specialized pro-resolving mediators. Biomedicines. 12 (1), 175(2024).
  27. Misra, A. K., Levy, M. M., Ward, N. S. Biomarkers of immunosuppression. Crit Care Clin. 36 (1), 167-176 (2020).
  28. Monneret, G., et al. The anti-inflammatory response dominates after septic shock: association of low monocyte HLA-DR expression and high interleukin-10 concentration. Immunol Lett. 95 (2), 193-198 (2004).
  29. Bergmann, C. B., et al. Potential targets to mitigate trauma- or sepsis-induced immune suppression. Front Immunol. 12, 622601(2021).
  30. Van Vught, L. A., et al. Incidence, risk factors, and attributable mortality of secondary infections in the intensive care unit after admission for sepsis. JAMA. 315 (14), 1469-1479 (2016).
  31. Jones-Nelson, O., et al. The neutrophilic response to Pseudomonas damages the airway barrier, promoting infection by Klebsiella pneumoniae. Am J Respir Cell Mol Biol. 59 (6), 745-756 (2018).

Zugriff eingeschränkt. Bitte melden Sie sich an oder starten Sie eine Testversion, um diesen Inhalt anzuzeigen.

Nachdrucke und Genehmigungen

Genehmigung beantragen, um den Text oder die Abbildungen dieses JoVE-Artikels zu verwenden

Genehmigung beantragen

Schlagwörter

Maus Sepsis ModellKlebsiella pneumoniaeModell f r respiratorische InfektionenZytokin EvaluierungBeurteilung von Organsch denSekund rinfektionLymphozytenanteilMHC II Expression
Video demnächst verfügbar

Verwandte Artikel