Standortspezifische Lysinlaktylierung durch genetische Code-Erweiterung in E. coli und Säugetierzellen

Zusammenfassung

Diese Studie etablierte eine Methode, die genetische Code-Erweiterung nutzt, um Lactyllysin (Klac) erfolgreich an bestimmten Stellen des humanen Enolase-1 (hENO1) und Superfolder-GFP (sfGFP) in Escherichia coli und Säugetierzellen einzubinden.

Zusammenfassung

Lactylation ist eine kürzlich entdeckte posttranslationale Modifikation (PTM) mit vielfältigen biologischen Funktionen. Seit seiner ersten Identifizierung im Jahr 2019 als Regulator der Makrophagenpolarisation hat sich die Histonlaktylierung als zentrales Bindeglied zwischen dem zellulären Stoffwechsel und der funktionellen Regulation etabliert. Biochemisch beinhaltet sie den kovalenten Transfer einer Laktylgruppe auf Lysinreste, vermittelt entweder durch Laktyltransferasen mit Laktyl-CoA als Acylspender oder durch Aminoacyl-tRNA-Synthetasen (AARS) über ein Laktyl-AMP-Zwischenprodukt. Durch diese Mechanismen sind die intrazellulären Laktatspiegel direkt mit der Proteinmodifikation und -funktion verknüpft. Lactylation vermittelt eine Reihe kritischer zellulärer Prozesse, von physiologischen Funktionen wie Genregulation, DNA-Reparatur, metabolischer Umprogrammierung und Immunmodulation bis hin zu pathologischen Prozessen wie Tumorprogression und Metastasen. Trotz der Identifizierung zahlreicher Laktylationsstellen durch Proteomik bleibt die ortsspezifische Lysinlaktylierung durch Mutagenese eine Herausforderung. Um dies zu beheben, setzen wir eine genetische Code-Erweiterungstechnologie ein, wobei wir eine lactyl-lysin-spezifische Aminoacyl-tRNA-Synthetase (KlacRS) und deren verwandte tRNA verwenden, um Laktyllysin (Klac) präzise an bestimmten Residuen einzubinden. Diese Strategie ermöglicht die Erzeugung homogen laktylierter Proteinvarianten für direkte funktionelle Studien. Hier beschreiben wir ein vereinfachtes Protokoll für die standortspezifische Proteinlaktylierung, validiert sowohl in Escherichia coli (E. coli) als auch in Säugetierzellen, wobei humane Enolase-1 (hENO1) und Superfolder GFP (sfGFP) als Modellsysteme verwendet werden.

Einleitung

Die Lysinlaktylierung (Klac), ursprünglich auf Histonen identifiziert, hat sich als Schlüsselknoten herauskristallisiert, der aberranten Tumorstoffwechsel mit epigenetischer Regulation¹ verbindet. Die Ansammlung von Laktat, die durch eine verbesserte aerobe Glykolyse in Tumorzellen entsteht, bildet eine metabolische Grundlage für die Laktylierung, sodass Laktat nicht nur als metabolisches Nebenprodukt, sondern als Signalmolekül wirkt, das die Proteinfunktion direkt moduliert. Zunehmende Evidenz deutet darauf hin, dass die Laktylierung breit am Tumoriniti und -progression beteiligt ist, indem sie die Proliferation von Krebszellen^{koordiniert 2,3,4,5}, Metastasen⁶, metabolische Reprogrammierung 7 und therapeutische Resistenz ^8,9.

Auf phänotypischer Ebene ist erhöhte Laktylierung eng mit einer verstärkten Tumoraggressivität verbunden. Zum Beispiel fördert die H3K18-Laktylierung beim klaren Zellkarzinom (ccRCC) die Proliferation und Metastase, indem sie den thrombozytenabgeleiteten Wachstumsfaktorrezeptor β (PDGFRβ) hochreguliert und eine positive Rückkopplungsschleife zwischen Laktatansammlung und onkogener Signalübertragung¹⁰ etabliert. Ähnlich steuert bei Darmkrebs (CRC) erhöhte H3K18-Laktylierung das Tumorprogression durch verstärkte Transkription des Rubicon-ähnlichen Autophagie-Enhancers (RUBCNL) an, fördert so die Autophasosomreifung und unterstützt das Überleben der Krebszellen¹¹.

Über die direkten Auswirkungen auf die Tumoraggressivität hinaus vermittelt die Laktylierung auch die metabolische Umprogrammierung des Tumors, indem sie die Expression und Aktivität stoffwechselbedingter Gene moduliert. Bei nicht-kleinzelligem Lungenkrebs (NSCLC) verringert die Histonlaktylierung die glykolysebedingten Enzyme, während sie die Enzyme des Trikarboxylsäurezyklus (TCA) hochreguliert, was die Glukoseaufnahme der Tumorzellen erhöht und die metabolische Dysregulation verschärft¹². Konsequent zeigt das globale Laktylom-Profiling, dass die Laktylierung bevorzugt Enzyme anvisiert, die an zentralen Stoffwechselwegen beteiligt sind, darunter Glukosestoffwechsel, TCA-Zyklus, Aminosäure-/Fettsäurestoffwechsel, und diese Modifikationen korrelieren stark mit aggressiven Tumorphänotypen⁷.

Wichtig ist, dass die biologischen Folgen der Laktylierung stark vom Ort abhängig sind, und diese Modifikation hat sich als entscheidender Faktor für therapeutische Tumorresistenz erwiesen. Im CRC verbessert die K673-Laktylierung der meiotischen Rekombination 11 (MRE11) die Reparatur der homologen Rekombination (HR) und verleiht damit Resistenz gegen Chemotherapie und Poly(ADP-ribose) Polymerase-(PARP)-Inhibitoren¹³. Beim Glioblastom (GBM) erhöht die Interaktion zwischen Aldehyddehydrogenase-1-Familienmitglied A3 (ALDH1A3) und Pyruvat-Kinase M2 (PKM2) die Laktatproduktion und induziert anschließend die K247-Laktylierung des Röntgenreparatur-Cross-Komplement-Proteins 1 (XRCC1), um die DNA-Schadensreparatur zu verbessern und so die Radioresistenz und die Chemoresistenz¹⁴ von Temozolomid (TMZ) zu fördern. Diese Studien zeigen gemeinsam, dass eine präzise Kontrolle der Laktylierung an definierten Lysinresten für mechanistische Dissektion und therapeutische Zielsetzung unerlässlich ist.

Fortschritte in der hochauflösenden Massenspektrometrie haben eine weit verbreitete Laktylierung über metabolische Enzyme, Transkriptionsfaktoren und Signaltransducer aufgedeckt, was ihre weitreichende Rolle bei der Kontrolle des Stoffwechsels, der Signaltransduktion und der zellulära^Physiologie unterstreicht^. Bis heute wurden mehrere Writer-Enzyme berichtet, die die Laktylierung katalysieren – zum Beispiel vermittelt AARS1 die P53-Laktylierung zur Förderung der Tumorigenese¹⁹, und AARS1/2 reguliert die cGAS-Laktylierung, um die angeborene Immunität zu unterdrücken – dennoch sind diese Enzyme substratselektiv und können derzeit keine vollständig ortsspezifische Laktylierung auf beliebigen Proteinen^erreichen. Daher bleibt das Fachgebiet herausgefordert, wie Klac gezielt für Forschungs- oder therapeutische Zwecke manipuliert werden kann.

Funktionelle Studien basieren weiterhin überwiegend auf ortsgerichteter Mutagenese – typischerweise wird ein Lysin (K) durch Glutamin (Q) ersetzt, um den ungeladenen Zustand von Acyl-Lysin-Modifikationen wie Acetylierung oder Laktylierung 21,22,23,24 nachzuahmen. Dieser Ansatz hat jedoch erhebliche Einschränkungen bei der getreuen Rekapitulation der nativen Laktylierung: Die chemische Struktur und Seitenkettengeometrie von Glutamin unterscheiden sich von der eines laktylierten Lysins, und wichtig ist, dass eine K-zu-Q-Substitution nicht zwischen acetylierten und laktylierten Zuständen unterscheiden kann, wenn beide Modifikationen an derselben Stelle auftreten könnten.

Die genetische Code-Erweiterung (GCE) bietet eine wirkungsvolle Lösung für diese Einschränkungen, indem sie die direkte Einbindung nichtkanonischer Aminosäuren an definierten Stellen in Proteine ermöglicht. Durch ein positives Screening einer Methanosarcina mazei pyrrolysyl-tRNA-Synthetase (MmPylRS) Mutantenbibliothek haben wir zuvor eine Variante mit Klac-abhängigem Wachstum identifiziert. Dieser Mutant, der die Mutationen L301M, Y306L, L309A und C348F trägt, wurde als KlacRS1^25,26 bezeichnet. KlacRS1 aminoacyliert seine verwandte orthogonale tRNA mit Klac, unterdrückt das bernsteinfarbene Stop-Codon und ermöglicht eine effiziente, ortsspezifische Einbindung von Klac in Zielproteine. Neben KlacRS1 wurden mehrere weitere aaRS-Varianten berichtet, die Klac integrieren können, darunter MbPylRS-abgeleitete LacKRS (L270I/Y271L/L274A/C313F) und LacKRS3 (Y271M/C313S)^19,27 sowie ein Mm-PylRS-abgeleitetesLacKRS (C348T/Y384F)²⁸. Zusammen schaffen diese Werkzeuge ein vielseitiges genetisches Werkzeugkasten zur Herstellung von standortspezifisch laktylierten Proteinvarianten zum Verständnis der biologischen Folgen einzelner Laktylierungsereignisse.

In unseren früheren Studien haben wir dieses GCE-basierte System angewendet, um ALDOA-Proteine mit standortspezifischer Laktylierung bei Lys147 sowohl in E. coli- als auch in Säugetierzellen zu exprimieren. Funktionale Analysen zeigten, dass die Laktylierung bei Lys147 einen negativen Rückkopplungseffekt auf die Glykolyse ausübt, die thermische und chemische Stabilität von ALDOA verbessert und dessen Translokation vom Zytoplasma in den Zellkern fördert. Diese Ergebnisse zeigten nicht nur einen bisher unbekannten regulatorischen Mechanismus von ALDOA, sondern bestätigten auch die Robustheit, Vielseitigkeit und praktische Nützlichkeit dieser ortsspezifischen Laktylationsplattform^25,26. Aufbauend auf dieser Grundlage verwenden wir hier humane Enolase-1 (hENO1) und Superfolder GFP (sfGFP) als repräsentative Beispiele, um eine optimierte Strategie für präzise Klac-Einbindung mit unserem orthogonalen KlacRS/tRNA-System zu beschreiben.

Protokoll

1. Amber-Stop-Codon-Mutagenese zur genetischen Kodierung von Lactyllysin in das Zielgen

1. Führen Sie ein TAG-bernsteinfarbenes Stop-Codon an Position 89 des hENO1-Gens und Position 149 des sfGFP-Gens durch ortsgerichtete Mutagenese nach dem Herstellerprotokoll ein, reinigen Sie das PCR-Produkt und führen Sie homologe Rekombination durch. Verwenden Sie die folgenden Grundierungen:
   ENO1-K89TAG-F CACAGAACAAGAGtagATTGACAAACTGATGATCGAG
   ENO1-K89TAG-R TctaCTCTTGTTGTGTGACGTTCAGTTTTTTG
   sfGFP-N149TAG-F CAACAGCCATtagGTGTATATCACCGCCGACAAGC
   sfGFP-N149TAG-R CACctaATGGCTGTTGAAGTTATACTCCAGC
   HINWEIS: Für die ortsspezifische Einbindung von laktyliertem Lysin sollte die Zielstelle zu einem bernsteinfarbenen Stoppcodon (TAG) oder anderen unsinnigen Codons mutiert werden, und TAA oder TGA sollten als echtes Stoppcodon verwendet werden.
2. Auftauen Sie DH5α-fähige Zellen auf Eis, mischen Sie 5 μL des Rekombinationsprodukts mit 50 μL Zellen und inkubieren Sie 30 Minuten auf Eis. Die Mischung einem 45-sekündigen Hitzeschock bei 42 °C ausgesetzt und dann 2-3 Minuten auf Eis legen. Fügen Sie 350 μL LB-Medium hinzu und inkubieren Sie bei 37 °C mit Schütteln (220 U/min) für 1 Stunde.
3. Die Zellen auf eine vorgewärmte LB-Platte mit Ampicillin verteilen und bei 37 °C 12–16 Stunden inkubieren. Wähle zwei einzelne Kolonien für die Sanger-Sequenzierung aus, um die Mutation zu bestätigen.

2. Expression des laktylierten Proteins in E.-coli-Zellen .

1. Co-transformieren Sie 50 μL chemisch kompetente Zellen von E. coli DH10B mit jeweils etwa 100 ng pBad-ENO1-K89TAG, das das Zielgen codiert, sowie pEvol-MmKlacRS1 (Addgene-Plasmid # 232157), das das KlacRS- und tRNA-Paar codiert.
2. Die Mischung 25 Minuten auf Eis bebrüten, 45 Sekunden Hitzeschock bei 42 °C und 3 Minuten zurück zum Eis. Fügen Sie 350 μL Raumtemperatur-LB-Medium hinzu und schütteln Sie kräftig bei 220 U/min für 1 Stunde bei 37 °C.
3. Die Zellkultur wird auf eine LB/Platte verteilt, ergänzt mit 100 μg/mL Ampicillin (Amp₁₀₀) und 50 μg/mL Chloramphenicol (Cm₅₀). Inkubieren Sie die Platten bei 37 °C für 12–16 Stunden.
4. Wähle eine einzelne Kolonie, um eine 4-mL-Starterkultur zu impfen, und brüte über Nacht aus. Am nächsten Tag wird die Übernachtkultur auf 400 mL LB/Ampere₁₀₀cm_erweitert und dann bei 220 U/min, 37 °C kräftig geschüttelt, bis der OD 600 0,6-0,8 erreicht.
5. Induktion mit 0,2 % L-Arabinose und 1 mM Klac; Inkubieren bei 30 °C, 220 U/min für weitere 16 Stunden.

3. Genetische Codierung von Lactyllysin in HEK 293T-Zellen.

1. Samenzellen in 12-Well-Platten mit einer Dichte von 1 x 10,⁵ Zellen pro Bohrloch und 1 ml DMEM-Medium. Nach 24 Stunden Inkubation, wenn die Zellkonfluenz 70%-80 % erreicht, wird Transfektion durchgeführt.
   HINWEIS: Für die Transfektion wird eine Konfluenz von 70 % bis 80 % empfohlen, während Kolonienbildungs-Assays eine geringere Aussaatdichte erfordern, die empirisch bestimmt werden sollte.
2. Zur Herstellung einer verdünnten DNA-Lösung fügen Sie 0,75 μg pcDNA-sfGFP-N149TAG und pNeu-KlacRS (Addgene-Plasmid # 232155) im Verhältnis 1:1 in 38 μL serumfreies DMEM mit hohem Glukosespiegel hinzu. Sanft auf und ab pipetieren oder kurz vortexen, um zu mischen.
3. Zur Herstellung von verdünntem Transfektionsreagens werden 2,25 μL Transfektionsreagenz in 38 μL serumfreies DMEM mit hohem Glukosegehalt gegeben. Sanft 3-4 Mal hoch und unten pipetieren, um zu mischen.
   HINWEIS: Ob Opti-MEM verwendet werden kann, hängt von den Anweisungen des Herstellers ab, da sein Serumgehalt die Transfektionseffizienz beeinträchtigen kann.
4. Gib das verdünnte Transfektionsreagenz sofort zur verdünnten DNA-Lösung auf einmal hinzu.
   HINWEIS: Mischen Sie die Lösungen nicht in umgekehrter Reihenfolge.
5. Sofort 3x-4x hoch und runter pipetten oder kurz vortexen, um zu mischen. Inkubiere 10–15 Minuten bei Raumtemperatur, damit Transfektions-/DNA-Komplexe entstehen können.
   HINWEIS: Der Transfektions-/DNA-Komplex sollte innerhalb von 20 Minuten nach der Vorbereitung verwendet werden.
6. Geben Sie die 50-μL-Transfektions-/DNA-Mischung tropfenweise auf das Medium in jedem Brunnen und homogenisieren Sie die Mischung, indem Sie die Platte sanft wirbeln.
7. 6 Stunden nach der Transfektion ersetzen Sie das Medium durch frisches DMEM mit 1 mM Klac. Kultur für 24-48 Stunden.
   HINWEIS: Basierend auf unseren vorherigen Daten zeigte Klac bei Konzentrationen von 1–5 mM keine zytotoxischen Effekte auf Zellen²⁶. Die Arbeitskonzentration von Klac sollte basierend auf dem Proteinexpressionsniveau optimiert werden. Wenn das Zielprotein anfällig für den Verlust der Laktylierungsmodifikation ist, wird die Verabreichung von HDAC-Inhibitoren (z. B. Trichostatin A) oder des Sirtuin-Inhibitors NAM (Nikotinamid) empfohlen.

4. His-Tag-Reinigung von laktyliertem Protein in E.-coli-Zellen .

1. Die Zellen werden durch Zentrifugation bei 6.900 x g für 10 Minuten bei 4 °C entnommen. Wieder suspendieren in 50 mL Lysepuffer (20 mM Tris-HCl, pH 8,0, 200 mM NaCl). Lyse durch Ultraschall auf Eis für 3 Sekunden Puls, 8 Sekunden Intervall bei 200 W für 30 Minuten. Zentrifugiere bei 13.800 x g, 4 °C für 30 Minuten und sammle dann Supernatant.
   HINWEIS: Wenn das Zielprotein anfällig für mechanische Scherung ist, kann der Ultraschallschritt durch eine sanfte Zelllyse mit einem formulierten Proteinextraktionsreagenz ersetzt werden, das für E. coli geeignet ist.
2. Filtern Sie das Supernatant durch eine 0,45 μm Membran, um die löslichen Fraktionen zu sammeln. Laden Sie die klaren Lysate auf eine 1-mL Ni-NTA-Gravitationssäule. Waschen Sie mit etwa 5 ml Puffer A (20 mM Tris-HCl, pH 8,0, 200 mM NaCl,
   5 mM Imidazol), bis kein nachweisbares Protein mehr im Eluat gefunden wird. Eliutieren Sie das Protein mit 1 ml Puffer B (20 mM Tris-HCl, pH 8,0, 200 mM NaCl, 200 mM Imidazol) für 5x Dosis. Sparen Sie alle Brüche. Überprüfen Sie mit einem schnellen Bradford-Test auf eluiertes Protein.
3. Kombinieren Sie die gereinigten Proteinfraktionen und führen Sie den Pufferaustausch in den Speicherpuffer durch (20 mM Tris-HCl, pH 8,0, 150 mM NaCl). Aliquot die konzentrierten Proteine in 50 μL in jedem Röhrchen einfrieren, schnell einfrieren und bei -80 °C für die folgende Analyse lagern.

5. Biochemische Charakterisierung des laktylierten Proteins

1. SDS-PAGE und Western Blotting
   1. Trenne das Protein mit SDS-PAGE (90 V für 20 Minuten, dann 150 V für 50 Minuten). Färben Sie das Gel mit Coomassie Blue, erhitzen Sie es 15 Sekunden in der Mikrowelle und entfärben Sie mit einer Entfärbungslösung (40 % absolutes Ethanol, 10 % Gletscheressigsäure und 50 % deionisiertes Wasser) auf einem Shaker (50 U/min, 15 Minute). Wiederholen Sie den Entfärbungsschritt, bis die Proteinbänder deutlich sichtbar sind.
   2. Aktiviere eine PVDF-Membran in Methanol für 1 Minute. Setze den Transferstapel in folgender Reihenfolge zusammen: Schwamm, Filterpapier, Gel, Membran, Filterpapier, Schwamm. Führen Sie den Transfer bei 250 mA für 1 Stunde in einem vorgekühlten Puffer durch. Blockiere die Membran 1,5 Stunden lang mit 5% Magermilch ab und wasche dann dreimal mit TBST (jeweils 10 Minuten).
   3. Inkubieren Sie mit primären Antikörpern (Anti-His 1:10.000; Anti-L-Lactyl Lysin 1:1.000) bei 4 °C über Nacht. Waschen Sie dreimal mit TBST.
      HINWEIS: Optimale Verdünnungsverhältnisse sollten empirisch für Antikörper aus verschiedenen kommerziellen Quellen bestimmt werden.
   4. Inkubieren Sie mit Kaninchen-Sekundärantikörper (1:10.000) für 1,5 Stunden bei Zimmertemperatur. Waschen Sie dreimal mit TBST. Bild mit chemilumineszenz und Speicherdaten im Image Lab.
2. Massenspektrometrie-Analysen
   1. Für die Analyse intakter Massen werden die Proteine auf eine Endkonzentration von 0,1 μg/μL mit Wasser mit 0,1 % Ameisensäure (FA) verdünnt und anschließend einem Ultra-High-Performance-Flüssigchromatographiesystem (UPLC) unterzogen. Die mobile Phase bestand aus Lösungsmittel A (0,1 % FA in Wasser) und Lösungsmittel B (Acetonitril, ACN) mit einer Durchflussrate von 0,3 mL/min.
   2. Messen Sie die Molekulargewichte von hENO1-89Klac mit einem hochauflösenden Quadrupol-Time-of-Flight-(Q-TOF)-Massenspektrometer mit dem m/z-Bereich auf 300-2000. Sammeln und verarbeiten Sie alle Daten mit der MassLynx-Software.
   3. Für die proteomische Analyse analysieren Sie die zuvor beschriebenen verdauten Zelllysate mit einem Nanofluss-Flüssigkeitschromatographiesystem, das mit einem hochauflösenden Tribrid-Massenspektrometer ausgestattet ist, das mit einem Analysator ausgestattet ist. Die mobile Phase bestand aus Lösungsmittel A (0,1 % FA in Wasser) und Lösungsmittel B (ACN/Wasser, 8:2, v/v) mit einer Durchflussrate von 300 nL/min.
   4. Separate Peptide auf einer umgekehrten C18-Kapillarsäule (75 μm x 250 mm) mit einem 90-minütigen Gefälle: 3%-8% B (0-5 min), 8%-28% B (5-60 min), 28%-38% B (60-75 min), 38%-100% B (75-80 min) und 100% B (80-90 min). Erfassen Sie MS1-Spektren über m/z 350-1800 mit einer Auflösung von 120.000 und einem AGC-Ziel von 4e5. Erzeugen Sie MS2-Spektren durch Hochenergie-Fragmentierung der Kollisionsdissoziation (HCD) (Kollisionsenergie = 32 %), mit einer Erstmasse von m/z 110, einer Auflösung von 30.000 und einem AGC-Ziel von 5e4.
3. Flowzytometrie-Analyse
   1. Wasche die Zellen zweimal mit vorgekühltem PBS-Puffer, gefolgt von einer Zentrifugation mit 1.380 x g für 3 Minuten nach jeder Wasch. Das nach der Zentrifugation gewonnene Zellpellet in 500 μL PBS-Puffer wieder suspendieren und vorsichtig zum Mischen pipetten. Filtern Sie die Zellsuspension durch eine sterile Mull mit 300 Gittern und sammeln Sie das Filtrat in einem Durchflusszytometrierohr, um Interferenzen durch Zellaggregate während der Detektion zu minimieren. Analysieren Sie die vorbereitete Probe mit einem Durchflusszytometer mit zwei Lasern, mit Anregung bei 405 nm und Detektion bei 488 nm für die entsprechenden Fluoreszenzsignale.

Ergebnisse

Zunächst untersuchten wir die Inkorporationsspezifität von Klac in Proteine in E. coli. Das Gen für humane Enolase 1 (hENO1) wurde so konstruiert, dass es am Rest K89 (hENO1-89TAG) ein bernsteinfarbenes Stoppcodon enthält, und dieses Konstrukt wurde mit dem orthogonalen KlacRS und seinem verwandten tRNA-Paar in E. coli koexprimiert. Ohne 1 mM Klac-Supplementierung wurde kein hENO1 in voller Länge nachgewiesen; im Gegensatz dazu wurde bei der Zugabe von 1 mM Klac zum Wachstumsmedium ein vollwert...

Diskussion

Hier beschreiben wir eine Strategie zur ortsspezifischen Einbindung von Klac in Proteine sowohl in prokaryotischen als auch in eukaryotischen Zellen. Durch die Einführung eines bernsteinfarbenen Stop-Codons an der gewünschten Position des Zielgens und die Ko-Expression mit dem orthogonalen KlacRS/tRNA-Paar in Wirtszellen kann authentisches Lactyllysin präzise in Proteine lebender Zellen integriert werden und bietet so ein leistungsstarkes Werkzeug zur Erforschung laktylierungsspezifische...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
6*sein, sein Tag Rekombinanter monoklonaler Antikörper	Proteintech	84814-1-RR	Eine Klasse spezifischer Immunglobuline, die auf die 6&-Zeiten abzielt; Sein Tag (ein kurzes Peptid, bestehend aus sechs aufeinanderfolgenden Hisidinresten, HHHHHH) in rekombinanten Proteinen.
ACQUITY UPLC-System	Gewässer		UltraPerformance-Flüssigkeitschromatographie
Anti-L-Lactyllysin-Kaninchen-MAb	PTM Biolabs	PTM-1401RM	Eine Klasse spezifischer Immunglobuline, die auf L-Lactyl Lysin (Klac) abzielen, eine posttranslationale Modifikation (PTM) von Proteinen.
ClonExpress II One Step Klon-Kit	Vazyme	C112	Basierend auf einfacher, schneller und effizienter DNA-nahtloser Klontechnologie können Einfügungsfragmente richtungsweise in jede Stelle jedes beliebigen Vektors geklont werden.
CytoFlex-Durchflusszytometer	Beckmann Coulter		Durchflusszytometer mit hochempfindlicher Detektion und Mehrfarbanalysefunktion
DH10B	Biorabbit	EC005H-S	Eine Art kompetenter Zellen für Plasmidtransformation, Genklonierung und Blue-White-Screening.
DH5α	Vazyme	C502	Eine Art kompetenter Zellen für Plasmidtransformation, Genklonierung und Blue-White-Screening.
EASY-nano LC 1200 System	Thermo Fisher Scientific		Nanoflüssigchromatographie zur Trennung hochempfindlicher, hochauflösender komplexer Proben
Orbitrap-Finsternis-Tribrid-Massenspektrometer	Thermo Fisher Scientific		ein Flaggschiff-High-End-Tribrid-Flüssigkeitschromatographie-Massenspektrometrie-(LC-MS)-System
Phanta Max Super-Fidelity DNA-Polymerase	Vazyme	P505	Ein hochpräzises Einzelenzym, das schnelle Amplifikation und Genauigkeit kombiniert
PolyJet	SignaGen	SL100688	PolyJet DNA In Vitro Tranfektionsreagenz ist als leistungsstarkes Transfektionsreagenz formuliert, das eine effektive und reproduzierbare Transfektion mit geringerer Zytotoxizität gewährleistet.