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Methodenartikel

Heterotopische Hintergliedmaßen-zu-Hals-Transplantation bei der Maus: Ein supermikrochirurgisches Modell der vaskularisierten zusammengesetzten Allotransplantation

782 Aufrufe

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DOI:

10.3791/70216

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10. April 2026

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1Department of Plastic Surgery, New York University Grossman School of Medicine, 2Department of Plastic and Reconstructive Surgery, The Jikei University School of Medicine, 3Department of maxillo-facial surgery and stomatology, Pitié-Salpêtrière hospital, Assistance Publique Hôpitaux de Paris, AP-HP, Sorbonne University, 4Department of Cell Biology, Regenerative Medicine Institute, New York University Grossman School of Medicine, 5Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Institut Universitaire Locomoteur et du Sport, Pasteur 2 Hospital, University Côte d’Azur

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir präsentieren ein reproduzierbares Mausmodell der heterotopischen Becken-zu-Hals-vaskularisierten Komposit-Allotransplantation. Dieses supermikrochirurgische Protokoll, das 0,3–0,5 mm Gefäßanastomosen umfasst, integriert Nylon-Filamentführung und venöse Manschetten. Es bietet eine verlässliche Plattform für translationale Studien zu Toleranz, Ischämie-Reperfusionsverletzungen und immunologischen Mechanismen bei der vaskularisierten Kompositenallotransplantation.

Zusammenfassung

Die vaskularisierte Komposit-Allotransplantation (VCA) wird zunehmend als rekonstruktive Option anerkannt, die erhebliche Vorteile für Patienten mit schwerem Gewebeverlust bietet, einschließlich Verletzungen im Gesicht und an der Hand. Trotz seines klinischen Potenzials bleibt VCA durch chirurgische Komplexität, den Bedarf an langfristiger Immunsuppression und die damit verbundene Morbidität begrenzt. Präklinische Modelle sind daher unerlässlich, um chirurgische Techniken zu verfeinern, neuartige immunmodulatorische Ansätze zu testen und Ischämie-/Reperfusionsschäden zu untersuchen.

Im Vergleich zu Großtiermodellen bieten Nagetiermodelle Vorteile in Bezug auf Zugänglichkeit und Kosten, während sie den 3R-Prinzipien Ersatz, Reduzierung und Verfeinerung näher folgen. Darunter bietet die Maus einzigartige Vorteile, darunter die Verfügbarkeit humanisierter Stämme, ein breites Spektrum gut charakterisierter Antikörper und die Kompatibilität mit fortschrittlichen immunologischen Tests. Diese Eigenschaften machen die Maus besonders wertvoll für translationale VCA-Forschung.

Murine VCA erfordert jedoch anspruchsvolle supermikrochirurgische Fähigkeiten, da vaskuläre Anastomosen an Gefäßen mit einem Durchmesser von etwa 0,3–0,5 mm durchgeführt werden. Zur Verbesserung der Reproduzierbarkeit bieten wir technische Tipps, die sich als entscheidend für den Erfolg dieser Verfahren erwiesen haben. Dazu gehören das Einführen eines Nylonfadens in das Gefäßlumen zur Stabilisierung der Anastomose, die sorgfältige Trennung von Arterie und Vene über einen ausreichenden Abstand entlang des Pedikels, präzise Narkosedosierung und spezifische Manöver zur Verhinderung des Pedikelverdrehens. Wir heben auch häufige Fallstricke und Fehler hervor und bieten praktische Ratschläge zur Verbesserung der Ergebnisse.

Hier beschreiben wir ein umfassendes, schrittweises Protokoll für die heterotopische Maustransplantation von Hintergliedmaßen zum Hals, begleitet von Lehrvideomaterial. Dieses nicht-funktionelle Modell minimiert die postoperative Morbidität im Vergleich zur orthotopischen Transplantation und liefert robuste und reproduzierbare Ergebnisse. Es eignet sich ideal für die Ausbildung in Supermikrochirurgie und zur Behandlung wichtiger experimenteller Fragen im Bereich VCA, darunter Immuntoleranz, Transplantatkonservierung und Isämie-/Reperfusionsmechanismen. Diese Methodik bietet Forschern eine verlässliche Mausplattform, um die translationale VCA-Forschung voranzutreiben und innovative Strategien zu entwickeln, die darauf abzielen, die Ergebnisse bei rekonstruktiver Transplantation zu verbessern.

Einleitung

In den letzten zwei Jahrzehnten hat sich die vaskularisierte Verbundallotransplantation (VCA) als bahnbrechender rekonstruktiver Ansatz für Patienten mit schwerem Gewebeverlust etabliert, einschließlich Verletzungen an Hand, Gesicht und anderen komplexen Kompositgeweben1. Über sein klinisches Potenzial hinaus bleibt VCA technisch anspruchsvoll und durch lebenslange Immunsuppression eingeschränkt, was fortlaufende translationale Forschungerforderlich macht.

Eine ausreichende Ausbildung ist entscheidend, um die chirurgischen Aspekte von VCA3 zu beherrschen. Proben an Leichen haben sich als nützlich erwiesen, um die Zerlegung komplexer anatomischer Einheiten zu lehren 4,5,6,7,8, aber experimentelle Modelle sind unverzichtbar, um grundlegende biologische Fragen zu beantworten 9. In dieser Hinsicht bieten Nagetiere erhebliche Vorteile gegenüber Großtiermodellen: Sie sind kostengünstiger, zugänglicher und entsprechen den 3R-Prinzipien (Ersatz, Reduzierung, Verfeinerung).

Die Maus bietet mehrere Vorteile für die Transplantationsforschung, darunter die Verfügbarkeit genetisch veränderter und humanisierter Stämme, das breite Spektrum gut charakterisierter Antikörper und immunologischer Tests sowie die Möglichkeit, VCA mit anderen präklinischen Plattformen der regenerativen Medizinzu kombinieren 11,12. Diese spezifischen Vorteile machen die Maus zu einer idealen Art, um Immuntoleranz, Ischämie / Reperfusionsverletzungen und innovative therapeutische Strategien bei VCA zu erforschen.

Die Verwendung des Halses als Empfängerort bietet mehrere Vorteile, die die Reproduzierbarkeit und Zuverlässigkeit dieses Modells verbessern. Die Halsgefäße sind lang, von ausreichendem Kaliber und besitzen dickere Gefäßwände, was eine sichere Gefäßanastomose ermöglicht. Darüber hinaus fördert die Hochflussarterie der Halsschlagader Halsschlagader anastomotische Öffnung, während die kardiale diastolische Absaugung das Risiko von venöser Verstopfung und Thrombose verringert. Wichtig ist, dass die anatomische Lage des Transplantats Selbstverstümmelung verhindert, eine häufige Komplikation bei Modellen der Hintergliedmaßentransplantation. Darüber hinaus verursacht dieser heterotope Ansatz im Vergleich zur orthotopischen Hintergliedmaßentransplantation weniger Gewebestörungen und ist mit einer geringeren postoperativen Morbidität und Mortalität verbunden, insbesondere in fragilen experimentellen Umgebungen13.

Dieses nicht-funktionale Modell ist jedoch nicht dazu gedacht, die sensorimotorische Erholung oder funktionelle Integration zu bewerten; stattdessen priorisiert es die Untersuchung immunologischer Mechanismen, einschließlich Abstoßung, Toleranz und Ischämie-Reperfusionsverletzungen.

Technisch erfordert die Maus-VCA die Durchführung von Gefäßanastomosen an Gefäßen mit einem Durchmesser von etwa 0,3–0,5 mm14. Dieses Maß an Präzision fällt in das Gebiet der Supermikrochirurgie, das erhebliche Ausbildungund Fachwissen erfordert. Obwohl Ratten-VCA-Modelle ausführlichbeschrieben wurden, bleiben Berichte über schrittweise Maus-Protokolle spärlich.

In diesem Artikel präsentieren wir ein detailliertes, videogeführtes Protokoll der heterotopischen Hinterbein-zu-Hals-Transplantation bei der Maus. Dieses nicht-funktionale Modell reduziert die postoperative Morbidität und bietet gleichzeitig eine robuste und reproduzierbare Plattform für die VCA-Forschung.

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Protokoll

Alle Tiere erhielten humane Pflege gemäß dem Leitfaden für die Pflege und Nutzung von Labortieren18. Alle Tierverfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (Protokollnummer: 202300058) sowie vom Animal Care and Use Review Office überprüft und genehmigt.

Weibliche BALB/c-Mäuse wurden als Spenderinnen eingesetzt, während weibliche C57BL/6J-Mäuse als Empfängerinnen von VCA-Allografts fungierten. Zum Zeitpunkt der Transplantation waren die Mäuse 8 bis 30 Wochen alt, wogen etwa 20 bis 30 g und wurden unter standardisierten Unterbringungsbedingungen gehalten. Alle in dieser Studie präsentierten Daten wurden von einem einzelnen Chirurgen erstellt.

1. Allgemeine chirurgische Überlegungen

HINWEIS: Verwenden Sie sterile, autoklavierte Instrumente und Verbrauchsgüter (autoklaviert) und halten Sie ein aseptisches Arbeitsfeld aufrecht. Siehe die Materialtabelle für die erforderlichen Instrumente.

  1. Betäuben Sie die Mäuse mit einer Isofluran-Inhalationskammer und halten Sie die Anästhesie über einen Atemkegel aufrecht. Details finden Sie in den Abschnitten 2 bzw. 3.
    HINWEIS: Obwohl Spender- und Empfängermäuse im Körpergewicht vergleichbar waren, wurden unterschiedliche Isoflurankonzentrationen verwendet, da sich die chirurgische Invasivität und die Nozizeptive Belastung zwischen den Eingriffen unterschieden. Die Spenderchirurgie umfasst einen umfangreicheren und invasiveren operativen Prozess, einschließlich einer breiten Gewebedissektion und der Transplantatbeschaffung (Transplantat), die stärkere chirurgische und nozizeptive Reize erzeugen und daher höhere Isoflurankonzentrationen für sowohl Einleitung als auch Wartung erfordern, um eine stabile Anästhesietiefe aufrechtzuerhalten. Im Gegensatz dazu ist die Empfängerchirurgie relativ weniger invasiv und besteht hauptsächlich aus Zervikalgefäßexposition und vaskulärer Anastomose; Dementsprechend reichten niedrigere Isoflurankonzentrationen aus, um eine ausreichende chirurgische Anästhesie zu erreichen und gleichzeitig das Risiko einer übermäßigen Herz-Kreislauf- oder Atemdepression zu minimieren.
  2. Behandeln Sie das Operationsfeld vor der Hautvorbereitung mit Enthaarungscreme.
  3. Während des gesamten Eingriffs sollten Sie die Herz- und Atemfrequenz sorgfältig überwachen (Herzfrequenz ca. 350–450 Schläge/min und Atemfrequenz ca. 60–100 Atemzüge/min).
  4. Führen Sie alle chirurgischen Schritte unter einem Mikroskop mit Vergrößerung durch, die an die Anforderungen der Supermikrochirurgie angepasst ist.
    HINWEIS: Alle chirurgischen Eingriffe wurden unter einem Operationsmikroskop durchgeführt, das mit einer 0,5× Objektivlinse und 10× Okularen ausgestattet war, was einen Gesamtvergrößerungsbereich von etwa 4× bis 31,5× ermöglichte. Für Hautschnitte und grobe Dissektionen wurde eine niedrigere Vergrößerung (ca. 4×) verwendet, während eine höhere Vergrößerung (bis etwa 31,5×) für Gefäßdissektion, Manschettenplatzierung und mikrovaskuläre Anastomose verwendet wurde.
  5. Wählen Sie bipolare Kauterisation (6 W), Monopolarkauterie (Bovie; höchste Leistungsstufe) oder Nahtligation für Hämostase je nach operativem Stadium und anatomischem Kontext, wie in den folgenden Abschnitten beschrieben.

2. Partielle Beschaffung des linken Hinterbeins durch den Spender

  1. Stellen Sie sicher, dass das Heizkissen (100 °F) ordnungsgemäß funktioniert.
  2. Führen Sie eine Anästhesie mit 3,5 % Isofluran ein, das in einer Induktionskammer mit einer Sauerstoffflussrate von 1 L/min abgegeben wird, und halten Sie die Anästhesie dann bei 3 % über einen Atemkegel mit Sauerstofffluss von 0,8–1 L/min.
  3. Entfernen Sie das Haar vom Bauch bis zum Knöchel der Spendermaus mit einer Enthaarungscreme.
  4. Markiere einen quadrangularen Hautschnitt von genau proximal zu den Brustwarzen bis proximal zum Kniegelenk (Abbildung 1).
    HINWEIS: Bevorzugen Sie möglichst die linke Hintergliedmaße, da sie leichter zu sezieren ist.
  5. Heben Sie die kutane Klappe an, beginnend mit ihrem Perforator (oberflächlicher unterer epigastrischer Arteria und Vene), und skelettieren Sie bei Bedarf.
  6. Schneiden Sie das Leistenband kranial durch und führen Sie die Sektion kaudal fort. In diesem Stadium sollten die freiliegenden Äste mit bipolarer Kauterie geronnen werden.
  7. Gerinnen und sezieren Sie das umliegende Fettgewebe mit einer größeren monopolaren Kauterisation, um die äußeren Darmbeingefäße vollständig freizulegen, die bis zu den üblichen Iliakalgefäßen reichen. Untersuchen Sie das umliegende Gewebe der äußeren und gemeinsamen Iliakalarterien mit einer kleineren Monopolarkauterie.
  8. Beugen Sie das Kniegelenk, um seine Position zu identifizieren, und öffnen Sie es mit bipolarer Kauter.
  9. Strecken Sie das Kniegelenk erneut und durchschneiden Sie die Bizeps femoris, Quadriceps femoris und andere zugehörige Muskeln mit bipolarer Kauterie während des Gerinnens.
    HINWEIS: In diesem Schritt sollte die im Transplantat enthaltene Muskelmenge innerhalb des Bereichs minimiert werden, der die Oberschenkelarterie nicht beeinträchtigt. Diese Vorsichtsmaßnahme wird getroffen, um eine Abweichung der Luftröhre der empfangenden Maus oder eine Beeinträchtigung der Vordergliedmaßenbewegung durch Schwellung der transplantierten Muskelmasse im Halsbereich zu verhindern.
  10. Verwenden Sie bipolare Kauterie, um den Oberschenkelkopf zu lösen.
  11. Koagulieren Sie sorgfältig alle verbliebenen Äste, die von den äußeren und gemeinsamen Darmbeingefäßen ausgehen, sowie das umliegende Muskelgewebe und dissektionieren Sie mit bipolarer Kauterie, während die Hämostase aufrechterhalten wird.
    HINWEIS: An diesem Punkt bleibt das Transplantat ausschließlich an der Verbindung mit der Spendermaus verbunden, an der die gemeinsamen Iliac-Gefäße von der abdominalen Aorta und der unteren Höhlenvena abzweigen.
  12. Perforationieren Sie die Membran zwischen Arterie und Vene an einer Stelle weiter vom Transplantat entfernt und hängen Sie dann einen ophthalmischen Retraktor an die Arterie an.
    HINWEIS: Setzen Sie immer die Arterie in den Retraktor, niemals in die Vene, da die Vene zu empfindlich ist.
  13. Trennen Sie Vene und Arterie vorsichtig so weit wie möglich mit einer gebogenen Potts-Schere.
    HINWEIS: Dieser Schritt erfordert besondere Sorgfalt und Präzision. Obwohl zeitaufwendig, verhindert eine sorgfältige Trennung spätere Komplikationen.
  14. Ligate Kollateralverzweigungen mit 10-0 Prolene.
    HINWEIS: Vermeiden Sie in diesem Stadium Kauterisation. Seziere beide Seiten des Ast vor der Ligatur, um Verletzungen zu vermeiden.
  15. Ligatier der Arterie mit 8-0 Prolene. Setzen Sie eine Staynaht an die Arterie als Marker, um Verdrehungen während der vaskulären Anastomose zu verhindern.
    HINWEIS: Lockern Sie die Strangstrangnaht, um den Pedikel nicht zu beschädigen.
  16. Ligate die Ader mit 8:0 Prolene. Setzen Sie Nähte an zwei Stellen der Vene an, um den Durchgang durch die Manschette zu erleichtern. Da die Vene sehr dünn ist und die Gefäßwand gelegentlich schwer zu unterscheiden ist, führen Sie ein 4-0-Nylon in das Lumen ein, um die Platzierung der Stagnähte zu erleichtern.
  17. Führen Sie die Vene mit Nähten durch die Manschette und klemmen Sie die Manschette mit einem Gefäßclip ab.
  18. Überquere die Gefäßwand und befestige sie mit 9-0 Nylon an der Manschette.
  19. Stellen Sie die Manschette in ihre ursprüngliche Form zurück, indem Sie die Verformung nach der Fixierung mit dem Gefäßclip lösen (Abbildung 2).
  20. Spülen Sie das Transplantat mit 2 ml heparinisierter Kochsalzlösung, die mit einer Endkonzentration von 50 IU/mL durch die Arterie hergestellt wird (Abbildung 3).

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Abbildung 1: Spendermaus mit präoperativen Hautabdrücken, die die geplanten Schnitte am linken Hintergliedmaß umreißen. Die Schädelrichtung ist oben im Bild angegeben. Der Schnitt ist von nur proximal zu den Brustwarzen bis proximal zum Kniegelenk ausgerichtet (Schritt 2.4). Diese Markierung gewährleistet eine ausreichende Belichtung des oberflächlichen unteren epigastrischen Perforators. Mit Genehmigung gedruckt; die Urheberrechte bleiben bei Eduardo D. Rodriguez, MD, DDS. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

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Abbildung 2: Platzierung der venösen Manschette auf der Graftvene. Die äußere Iliakvene wird über eine Polyethylenmanschette verlegt und mit 9-0 Nylon gesichert (Schritt 2.18). Dieser Schritt gewährleistet die Durchlästigkeit des Lumens und bietet eine schnelle, zuverlässige Verbindung für die anschließende End-to-Cuff-Anastomose mit der empfangenden Jugularvene. (A) Verwenden Sie einen Gefäßclip, um die Vene anzuheben, sodass sowohl das venöse als auch das innere Lumen der Manschette klar sichtbar werden können. (B) Nachdem die Vene mit unterbrochenen 9-0-Nylonnähten an der Manschette befestigt ist, wird die umlaufende Fixierung der Venenwand an die Manschette bestätigt (blaue Pfeilspitze). (C) Nach der Fixierung wird die Manschette durch Lösen der Verformung mit dem Gefäßclip (grüne Pfeilspitze) wieder in ihre ursprüngliche Form zurückgestellt. Mit Genehmigung gedruckt; die Urheberrechte bleiben bei Eduardo D. Rodriguez, MD, DDS. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

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Abbildung 3: Entnommenes Transplantat zeigt das partielle Hintergliedmaßenallograft und den vaskulären Pedikel. Die linke Seite des Bildes entspricht der proximalen Seite des Transplantats, die rechte Seite der distalen Seite. Die äußeren und gemeinsamen iliaka Gefäße bleiben in Kontinuität mit der Muskelmanschette und dem Oberschenkelknochen erhalten. Arterie und Vene bleiben über mehrere Millimeter getrennt, um Verdrehungen zu verhindern und eine optimale Ausrichtung während des Einsetzes zu ermöglichen. Mit Genehmigung gedruckt; die Urheberrechte bleiben bei Eduardo D. Rodriguez, MD, DDS. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

3. Empfänger-Operation

  1. Stellen Sie sicher, dass das Heizkissen (100 °F) ordnungsgemäß funktioniert.
  2. Anästhesie mit 2,5 % Isofluran induzieren und mit 2 % erhalten.
  3. Positionieren Sie die rechte obere Gliedmaße nach unten statt horizontal, um die Freilegung des Operationsfeldes zu erleichtern.
  4. Verabreichen Sie 0,5 ml Kochsalzlösung subkutan zur Befeuchtung.
  5. Tragen Sie vor der Operation ein Augenschmiermittel auf, da dies ein Überlebensverfahren ist.
  6. Entfernen Sie das Haar im Gebärmutterhalsbereich mit einer Enthaarungscreme, mindestens 1 cm um die vorgesehene Schnittstelle.
  7. Machen Sie einen kleinen, kreisförmigen Hautschnitt (etwa 10 mm). Führen Sie die Schere caudal durch den Schnitt ein und öffnen Sie sie vorsichtig, um das subkutane Gewebe des Brustkorbs zu sezieren und so eine Tasche für das Einsetzen des Transplantats zu schaffen.
  8. Legen Sie die äußere Halsschlagvene frei, indem Sie ihre Äste mit einer größeren Monopolarkauterisation verbrennen und teilen.
  9. Kauterisiere den Musculus sternocleidomastoideus mit bipolarer Kauterie und teile ihn dann.
  10. Identifizieren und analysieren Sie sorgfältig die Halsschlagader der Halsschlagader.
  11. Führen Sie vaskuläre Anastomosen durch:
    1. Arterielle Anastomose: Klemmen Sie die Arteria Halsschlagader so proximal wie möglich mit einem Gefäßclip ab, dann ligatizieren und teilen Sie sie mit 8-0 Prolene an einer Stelle direkt nahe der Verzweigung der äußeren und inneren Halsschlagader.
    2. Arterielle Anastomose: Durchführung einer End-to-End-Anastomose mit 11-0 oder 12-0 Nylon mit sechs unterbrochenen Nähten (zunächst vier vordere Stiche, Arterie umdrehen, dann die hintere Wand vervollständigen). Führe 5-0 Nylon in beide Gefäße ein und verwende es als Stent (Abbildung 4).
      HINWEIS: Während der letzten Schritte der Anastomose sollten die letzten beiden Nähte durchgeführt, aber ungebunden bleiben. Das 5-0-Nylon wird dann entfernt, bevor diese Nähte gebunden werden, um den Verschluss zu vervollständigen.
    3. Venöse Anastomose: Klemmen Sie die äußere Vene der Jugularvene so proximal wie möglich mit einem Gefäßclip ab, ligatizieren Sie sie so distal wie möglich mit 8-0 Prolene, und dann teile es.
    4. Venöse Anastomose: Die Manschette wird in die äußere Vene der Jugularvene eingeführt und mit 9-0 Nylon befestigt, wobei man darauf achtet, das Verdrehen des Pedikels zu vermeiden.
      HINWEIS: Schließen Sie die venöse Anastomose vor der arteriellen Entklemmung ab, da eine frühe Reperfusion zu einer Thrombose anfällig sein kann.
  12. Verabreichen Sie 0,5 ml Kochsalzlösung subkutan zur Hydratation und legen Sie Alginat um die arterielle Anastomose, um die Blutung an der Stelle zu minimieren.
  13. Entklemmen Sie zuerst die Vene, dann die Arterie (Abbildung 5).
  14. Positionieren Sie das Transplantat vorsichtig in der subkutanen Brusttasche, um eine Verschiebung der Luftröhre oder eine Einschränkung der Vordergliedmaßenbewegung zu vermeiden. Stellen Sie sicher, dass der Perforator nicht verdreht ist.
  15. Verabreichen Sie Analgesie zu diesem Zeitpunkt (Meloxicam 5 mg/mL, 100 μL subkutane Injektion; Buprenorphin 0,3 mg/mL, 80 μL subkutane Injektion).
  16. Schließen Sie die Haut mit 6-0 Ethilon-Nähten, die fest angebracht werden, um ein Lockern während der postoperativen Bewegungen zu verhindern (Abbildung 6).

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Abbildung 4: Arterielle Anastomose. Die Schädelrichtung ist oben im Bild angegeben. Nylonmonofilamente werden in das Lumen des Gefäßes eingesetzt. Die während der Transplantation eingesetzte arterielle Staynaht dient als Orientierungsmarker während der Anastomose, um arterielle Torsion zu vermeiden. Die Anastomose wird mit 11-0 Nylon und No. 5 Pinzette durchgeführt (Schritt 3.11.2). Mit Genehmigung gedruckt; die Urheberrechte bleiben bei Eduardo D. Rodriguez, MD, DDS. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

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Abbildung 5: Reperfusion des Transplantats nach arterieller und venöser Entklemmung. Die Schädelrichtung ist oben im Bild angegeben. Sobald die arteriellen und venösen Anastomosen abgeschlossen sind (Arterie: End-to-End; Vene: manschettenbasiert), wird die korrekte arterielle und venöse Ausrichtung ohne Torsion bestätigt, und die Klemmen werden zuerst an der Vene, dann an der Arterie gelöst, um den Blutfluss wiederherzustellen. Eine sofortige Farbveränderung des Hautpaddels bestätigt eine erfolgreiche Perfusion (Schritt 3.13). Mit Genehmigung gedruckt; die Urheberrechte bleiben bei Eduardo D. Rodriguez, MD, DDS. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

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Abbildung 6: Letztes unmittelbares postoperatives Erscheinungsbild. Das Transplantat wird heterotopisch im Halsbereich ohne Spannung oder Trachealabweichung positioniert (Schritt 3.14). Der Hautschnitt wird mit unterbrochenen 6-0 Ethilon-Nähten geschlossen, nachdem eine ausreichende arterielle Pulsation und venöse Rückfluss sofort bestätigt wurden (Schritt 3.16). Diese Konfiguration minimiert Selbstverstümmelung und erleichtert die tägliche Transplantationsinspektion. Mit Genehmigung gedruckt; die Urheberrechte bleiben bei Eduardo D. Rodriguez, MD, DDS. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

4. Postoperative Versorgung

  1. Überwachen Sie die Maus einmal täglich.
    HINWEIS: Passen Sie die Überwachung in Absprache mit dem Tierarzt an den Tier- und Transplantationszustand an. Hausempfänger Mäuse einzeln, um Transplantationsschäden zu verhindern.
  2. Analgesie verabreichen (Meloxicam 5 mg/mL, 100 μL subkutane Injektion; Buprenorphin 0,3 mg/mL, 80 μL subkutane Injektion). Zusätzlich, wenn Anzeichen von Dehydrierung festgestellt werden, sollten Sie eine normale Kochsalzlösung subkutan zur Flüssigkeitsergänzung verabreichen.
  3. Beurteile das Transplantat und führe tägliche körperliche Untersuchungen durch, wobei die Befunde mit Fotos dokumentiert werden, die mit demselben Gerät aufgenommen wurden (Abbildung 7).

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Abbildung 7: Klinischer Verlauf des Transplantathaut-Paddels über die Zeit. Serielle Frontalfotos illustrieren die postoperative Entwicklung. (A) Tag der Operation, zeigt eine gute Transplantatperfusion. (B) POD 7, zeigt Auflösung des Erythems und Stabilisierung der Hautfarbe. (C) POD14, der Hautpaddel bleibt lebensfähig, mit sichtbarem Haarnachwachsen bis zum postoperativen Tag 14. Diese Studie konzentriert sich auf die chirurgische Technik, und die immunsuppressiven Behandlungsregime unterschieden sich zwischen den Fällen. Im in Abbildung 7 gezeigten Fall wurde CTLA-4-Ig (500 μg) intraperitoneal auf DOS und POD 2, 4, 7 und 9 verabreicht, gefolgt von intraperitonealem Lag3 BiTS an POD 11, 13, 16, 18 und 21 (50 μg bei POD 11; danach 100 μg). Mit Genehmigung gedruckt; die Urheberrechte bleiben bei Eduardo D. Rodriguez, MD, DDS. Abkürzungen: DOS = Operationstag; POD = postoperativer Tag; BiTS = Bi-funktionelle gewebebeschränkte Suppressoren. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

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Ergebnisse

Die Hauptergebnisse sind in Tabelle 1 zusammengefasst.

WertKommentare/Beschreibung
Gesamtzahl der Tiere, die die Studie abgeschlossen haben13
Komplikationen<...

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Diskussion

Die Verwendung von Nylonspitzen zur Gefäßmanipulation wurde erstmals 2008 von Narushima et al. im Zusammenhang mit Supermikrochirurgie21 berichtet. In diesem Zusammenhang stellt die Arbeit mit Gefäßen extrem kleinen Kalibers (≤0,5 mm) spezifische technische Herausforderungen dar, wie etwa die Schwierigkeit, Zangen in das Gefäßlumen einzuführen, und das potenzielle Risiko, während der Anastomose unbeabsichtigt die hintere Wand einzubinden. Die Einführung von Nylonm...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären.

Danksagungen

Die Autoren erkennen den Einsatz von Tieren in dieser Studie an und bekunden ihren Respekt für ihre Rolle bei der Förderung wissenschaftlichen und medizinischen Wissens gemäß ethischen Richtlinien und dem 3R-Prinzip (Ersatz, Reduzierung, Verfeinerung). Die Autoren würdigen auch das Tierlabor der NYU Langone Health (New York, USA) für die Bereitstellung der Tiere und der für diese Studie genutzten Einrichtungen.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
0,9 % NaCl-Injektion, USP (Vorgefüllte Spritze, 10 ml)Becton, Dickinson und Co.E0103-01
30 G x 1/2 Zoll. BD PrecisionGlide-NadelBecton, Dickinson und Co.305106
3M Durapore Operationsband3M Gesundheitswesen1538-2Wird verwendet, um die Gliedmaßen einer Maus zu sichern
4-0 ETHILON Black 18" (45 cm) FS-2 Nadel, Nylon-MonofilamentnahtEthicon662GWird als Stent verwendet, indem er in die gemeinsame Vene iliaca eingeführt wird, um das Einsetzen der Stay-Nahten zu erleichtern, die die Transplantatvene durch die Manschette führen lassen
5-0 ETHILON Black 18" (45 cm) PS-3 Nadel, Nylon-MonofilamentnahtEthicon1668GVerwendet als Stent während der arteriellen Anastomose
6-0 ETHILON Black 18" (45 cm) P-1 Nadel, Nylon-MonofilamentnahtEthicon697GVerwendet für den Hautverschluss
8-0 PROLENE Blue 24" (60 cm) BV130-5 Nadel, Polypropylen-MonofilamentnahtEthiconEPM8739Verwendet zur Ligatur der arteriösen Halsschlagader gemischter Halsschlagader, der äußeren Vene der Jugularis und der gemeinsamen Iliac-Gefäße
9-0 ETHILON Black 12" (30 cm) CS140-6 Nadel, Nylon-MonofilamentnahtEthicon9013GVerwendet, um die Manschette am Gefäß zu befestigen
10-0 PROLENE Blue 12" (30 cm) CS160-6 Nadel, Polypropylen-MonofilamentnahtEthicon7761GVerwendet zur Ligatur von Kollateralästen zwischen Arterie und Vene im Graftpedikel
Alginat-Wundverband (4 Zoll & Mal 4 Zoll)DimoraDM201417Wird verwendet, um eine Hämostase bei arterieller anastomotischer Leckage nach dem Abklemmen zu erreichen.
Cautery High Temp Adjust-A-Temp FeinspitzeWelt-PräzisionsinstrumentAA11
Kauterische Spitze mit niedriger TemperaturanpassungWelt-PräzisionsinstrumentAA02
Klassische Pinzette 18 cm lang, runder Griff 8 mm Durchmesser; gebogener Kiefer, 0,3 mm Durchmesser der Spitze, mit BindplattformPräzise chirurgische & Wissenschaftliche Instrumenten-GesellschaftASSI231
Dealed Non-Woven Schwämme, 2"x2", 4-lagig, nicht steril, 200 StückzahlGeteilt783222
Dumont #5/45 ZangeFeine wissenschaftliche Werkzeuge11251-35
Allzweck-Drape dynarex® Poly-Handtuch-Vorhang 18 B x 26 L Zoll sterilDynarex Corporation4410
Grieshaber Flexible Iris-RetraktorenAlcon611.74Wird an der Arterie während der Trennung von Arterie und Vene des Pedikels eingesetzt
Halsey-Nadelhalter, StandardWelt-Präzisionsinstrument14110
Heparin-Natriumsalz aus der schweine-DarmschleimhautSigma-AldrichH3393-100KU
Isofluran, USP InhalationsanästhetikumPivetal46066-115-04
Kimtech Science Kimwipes Empfindliche AufgabenwischerKimberly-Clark Profi34155
KL 1600 LED-Glasfasermikroskop-BeleuchterSchott150.600
McPherson-Vannas Schere, 7 cm, gerade, 3 mm KlingenWeltpräzisionsinstrumente14177
Micro Jewelers Zange Nr. 3LX (15,5 cm)KLS-Martin L.P.12-418-04-07
Mikrochirurgische Nadeln mit angebrachtem NahtfadenFeine wissenschaftliche Werkzeuge12052-11Verwendet als Nähte für arterielle Anastomose und als Streunähte für die Gefäßstümpfe des Pedikels
Nair Körpercreme HaarentfernerNair (von Kirche & Dwight Co., Inc.)UPC 022600255232
PolyimidrohreProfessionelle Kunststoffe 302761Als Manschette benutzt
Sterile 0,9 % normale Kochsalzlösung, USP (500 ml)Medline Industries, Inc.DYND500MLS
Sterile Applikatoren mit BaumwollspitzenPuritanische Medizinprodukte25-806 10WC
Student Dumont #5 ZangeFeine wissenschaftliche Werkzeuge91150-20
Schweizer Schere, 9 cm, gebogene, feine KlingeWeltpräzisionsinstrumente504520
SZX10 StereomikroskopEvident (früher Olympus)SZX10
Ultra Vannas Schere, 8 cm, schräg an der Kante, 4 mm KlingePräzise chirurgische & Wissenschaftliche Instrumenten-GesellschaftASIM163

Referenzen

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  2. Rifkin, W. J., et al. A comparison of immunosuppression regimens in hand, face, and kidney transplantation. J Surg Res. 258, 17-22 (2021).
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