Methodenartikel

Rattentiermodelle zur Bewertung der Auswirkungen der sakralen und peripheren Nervenstimulation auf die Blasenfunktion

DOI:

10.3791/70300

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9. Juni 2026

 ,  , 
1Research Unit of Urology, Department of Clinical Research, University of Southern Denmark, 2Department of Urology, Ostrava University Hospital, 3Department of Surgical Studies, Ostrava University, 4Department of Urology, Odense University Hospital

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieses Protokoll beschreibt detaillierte chirurgische Techniken zur Stimulation des Sakral-, Tibia- und Peroneusnervs bei narkosierten Ratten. Diese Modelle ermöglichen die Untersuchung der Neuromodulationseffekte auf die Blasenfunktion, helfen bei der Bestimmung optimaler Stimulationsparameter und ermöglichen die Untersuchung der Wirkmechanismen sakraler und peripherer Nervenstimulationstherapien.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuromodulation, ein therapeutischer Ansatz zur Funktionsstörung verschiedener Organe, hat sich bei der Behandlung von Dysfunktionen der unteren Harnwege als wirksam erwiesen. Trotz ihres klinischen Erfolgs sind die Mechanismen der Neuromodulation weiterhin unvollständig verstanden, was die Notwendigkeit standardisierter und reproduzierbarer Tiermodelle betont. Präklinische Modelle der Neuromodulation der Harnblase mittels sakraler und peripherer Nervenstimulation sind seit mehr als zwei Jahrzehnten etabliert; Die vorhandene Literatur liefert jedoch nur begrenzte methodische Details zu den chirurgischen Eingriffen. Dieser Artikel bietet eine detaillierte Beschreibung und visuelle Darstellung bewährter Techniken zur Stimulation des sakralen Nervs. Es beschreibt außerdem einen modifizierten Ansatz zur Tibianervstimulation und führt eine neuartige Blasenneuromodulationsmethode mit Peronealnervstimulation in einem Rattenmodell ein. Der Ansatz der modifizierten Tibiasnervstimulation beinhaltet das Exponieren und Stimulieren des Tibianervs an seinem Ursprung als Ast des Ischiasnervs, anstatt wie in früheren Studien beschriebenen medialen Knöchel. Angesichts der jüngsten Einführung der Peroneusnervstimulation zur Blasenneuromodulation in der klinischen Praxis schlägt dieser Artikel ein einzigartiges Rattenmodell vor, um dessen Mechanismen zur Steuerung der Funktion der unteren Harnwege zu untersuchen. Schritt-für-Schritt-Anleitung für alle drei Neuromodulationsmethoden ist für Nervenexposition, Elektrodenplatzierung und Überprüfung erfolgreicher Elektrodenplatzierung basierend auf charakteristischen motorischen Reaktionen beschrieben. Ein repräsentatives Beispiel für die Wirkung der Peroneusnervstimulation auf die Blasenfunktion in einem Rattenmodell der durch Essigsäure induzierten Blasenüberaktivität ist enthalten, um ihre Anwendbarkeit zu demonstrieren. Dieser Artikel präsentiert ein standardisiertes, technisch zugängliches Protokoll zur Untersuchung von Neuromodulationsmechanismen, einschließlich Veränderungen der sensorischen Blasensignalübertragung, der Regulationswege spinaler und supraspinaler Regulationswege, der Optimierung von Stimulationsparametern und dem Vergleich der Wirksamkeit verschiedener Stimulationsziele.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuromodulation nutzt elektrische Stimulation mit niedriger Amplitude, um die Funktion des Endorgans1 zu verändern. Im Zusammenhang mit Dysfunktion des unteren Harnwegs, wie dem Überaktivenblasensyndrom (OAB), nicht-obstruktiver Harnretention, neurogener Blasenentzündung und Blasenschmerzsyndrom wird Neuromodulation als Drittlinienbehandlung für Patienten eingesetzt, die Verhaltenstherapie und Pharmakotherapie2 nicht bewirkt haben. Für die Neuromodulation bei Patienten mit OAB wurden die Stimulation des posterioren Tibialnervs und die Sakralnervstimulation (SNS) in der klinischen Praxis weit verbreitet eingesetzt. Experimentelle Neuromodulationsmethoden, die weitere periphere Nerven, einschließlich Pudendal- und Peronealnerven, ansprechen, werden untersucht 3,4,5,6.

Obwohl Neuromodulation seit mehreren Jahrzehnten zur Behandlung von Blasen- und Darmerkrankungen eingesetzt wird, ist ihr Wirkmechanismus noch nicht vollständig verstanden. Wie in der multidisziplinären Expertengruppenübersicht festgestellt, wurden die derzeit verwendeten Stimulationsparameter meist von den Herstellern anhand eines Versuch-und-Irrtum-Ansatzes7 ausgewählt. Daher ist es wichtig, weiterhin Tiermodelle zu verwenden, um zugrundeliegende Signalwege aufzuklären und die Stimulationsparameter zu optimieren, um die therapeutische Wirkung zu verbessern. Mehrere präklinische Experimente wurden durchgeführt, bei denen wache und betäubte Tiere verwendet wurden, darunter Mäuse, Ratten, Schafe, Hunde und Katzen4. Da ethische Richtlinien und Forschungsrichtlinien weltweit die Verwendung weniger komplexer, kleinerer Arten fördern, wurden in den letzten Jahren am häufigsten Nagetiermodelle eingesetzt.

SNS in Rattenmodellen der Blasenfunktionsstörung verwendet überwiegend zwei methodische Ansätze. Die erste, beschrieben von Zvara et al., beinhaltet das Einsetzen einer stimulierenden Elektrode in das sakrale Foramen mit einem Angiokatheter oder einer Spinalnadel8. Der zweite Ansatz erfordert die Belichtung der L6-Nervenwurzel und das Positionieren stimulierender Elektroden unter den L6-Nerven, wobei Silikonkleber verwendet wird, um den Kontakt zwischen Elektrode und Nerv9 zu sichern. Die Technik, bei der Elektroden im sakralen Foramen eingesetzt werden, spiegelt den klinischen Ansatz wider. Die Methode mit der Exposition der L6-Wurzel ist zwar technisch anspruchsvoll, bietet aber eine präzise Lokalisierung und einen gleichmäßigeren Zugang zum Nerv.

Rattentiermodelle, die die Stimulation des hinteren Tibianervs nachahmen, wurden in der Literatur beschrieben. Die am häufigsten verwendete Methode beinhaltet eine chirurgische Freilegung des Tibianervs auf der medialen Seite des Hinterbeins oberhalb des Knöchels 10,11,12,13,14,15,16. Eine weitere Methode besteht aus dem perkutanen Einsetzen von Nadelelektroden in der Nähe des Tibianervs17. Dieser Artikel zielt darauf ab, eine detaillierte Beschreibung der Stimulation des Tibianervs an seinem Ursprung zwischen dem Musculus gluteus maximus und dem Musculus bizeps femoris zu geben, wo sich der Ischiasnerv in drei Zweige aufteilt: den Tibiasnerv, den Nervus pechimalis und den Nervus sural. Darüber hinaus führt diese Studie die Peronealnervenstimulation als neuartiges Tiermodell ein, um eine neue Neuromodulationsmethode zu erforschen. Die translationale Relevanz dieses Rattenmodells wird durch die jüngste klinische Einführung der Peronealnervstimulation zur Blasenneuromodulation18,19 gestützt.

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Protokoll

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Die Tiere wurden gemäß den institutionellen Richtlinien in der Tierpflegeeinrichtung der Universität Süddänemark untergebracht. Alle Tierversuche wurden gemäß dem Leitfaden des National Institutes of Health für die Pflege und Nutzung von Labortieren durchgeführt. Der Ethikausschuss der dänischen Tierversuchsinspektion genehmigte die Studienverfahren (Protokoll Nr. 2022-15-0201-01158). Die Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Vorbereitung der Elektroden

HINWEIS: Für Tibia-, Peroneal- und L6-Nervenstimulation wurden20 bipolare, hakenförmige Elektroden verwendet. Die folgenden Schritte geben eine kurze Beschreibung des Elektrodendesigns und -baus.

  1. Schneiden Sie zwei gleich lange 125 μm polytetrafluorethylen (PTFE)-beschichtete Silberdrähte durch und verdrehen Sie sie zusammen.
  2. Entfernen Sie 4–5 mm PTFE von einem Ende der Drähte, schneiden Sie die freiliegenden Enden gleichmäßig ab und biegen Sie die Spitzen über eine 23-G-Nadel nach oben, um zwei parallele Haken mit 2 mm Abstand zu bilden.
  3. Befestigen Sie die Elektrode an einer Platte und positionieren Sie die Haken nach oben, die über den Rand der Platte hinausgehen.
  4. Mische den Zweikomponenten-Siliziumkleber für 5 Sekunden. Tragen Sie einen Tropfen 1–2 mm von den Haken auf und lassen Sie es etwa 5 Minuten trocknen.
  5. Entfernen Sie einen 1–2 cm langen Abschnitt der PTFE-Beschichtung vom gegenüberliegenden Ende der Elektrode, um eine Verbindung zum Stimulator zu ermöglichen.

2. Tiervorbereitung

HINWEIS: Unter sterilen Bedingungen wurden PE-50-Katheter mit einem durch Hitze ausweiteten Ende in die Blasenkuppel weiblicher Sprague-Dawley-Ratten (250–300 g) implantiert und mit einer Taschennaht gesichert. Das distale Ende des Schlauchs wurde am Rücken des Tieres externalisiert und in einem subkutanen Beutel21 gewickelt. Nach der Operation wurden fünf Tage zur Erholung der Blase eingeräumt.

  1. Betäuben Sie das Tier mit Urethan (1,5 g/kg, intraperitoneal) (nach institutionell genehmigten Protokollen). Verabreichen Sie Urethan in drei geteilten Dosen im Abstand von 15 Minuten, etwa 2 Stunden vor Beginn des Experiments.
  2. Legen Sie das Tier auf ein Heizkissen und legen Sie es in eine Bauchlage.
  3. Zur Stimulation des Tibia- und Peroneusnervs rasieren Sie die Hintergliedmaße der Ratte um den Oberschenkelbereich sowie die untere Hälfte des Rückens. Setzen Sie den Schwanz und eine 5-ml-Spritze unter das linke Hintergliedmaß der Ratte und fixieren Sie den Schwanz und das Bein, wie in Abbildung 1A gezeigt.
  4. Für SNS wird der Rücken der Ratte vom Schwanz bis zur Brustwirbelsäule rasiert und ein 50-ml-Zentrifugenrohr unter den Bauchraum gelegt, um den lumbalen und sakralen Bereich anzuheben.
    HINWEIS: Alle Neurostimulationsexperimente stellen Nicht-Überlebensverfahren dar. Verwenden Sie saubere chirurgische Techniken.

3. Dissektion des Peroneal- und Tibianervs sowie Einnistung der Elektroden

  1. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen 3–3,5 cm langen Schnitt in der Mitte zwischen dem Kniegelenk und der Ischialtuberosis zu machen (Abbildung 1B).
  2. Trennen Sie die Haut vom Muskel, indem Sie die Schere unter die Haut schieben und das Bindegewebe durchtrennen.
  3. Die Haut wird mit Retraktoren geöffnet und die Faszie freigelegt, die den Gluteus maximus mit den Muskeln bizeps femoris verbindet (Abbildung 1C).
  4. Verwenden Sie eine gerade Schere, um die Faszie zu durchtrennen und den Raum zwischen Gluteus maximus und Bizeps femoris zu zerlegen, bis der Ischiasnerv sichtbar ist (Abbildung 1D, E).
  5. Positionieren Sie die Retraktoren am Bizeps femoris, um eine gute Öffnung des Ischiasnervs und seiner Äste – dem Tibias-, Peroneal- und Suralnervus – zu erreichen (Abbildung 2A). In diesem Zusammenhang bezeichnet "Peroneusnerv" den gemeinsamen Peroneusnerv vor seiner Aufteilung in tiefe und oberflächliche Peroneusnerven. Der Tibianervus ist der größte Ast; Der Nervus sura ist der kleinste und der Peronealnerv hat einen Zwischendurchmesser.
  6. Trennen Sie den Peroneusnerv vom umgebenden Bindegewebe mit einer gebogenen Pinzette und einer Mikroschere. Anschließend verwenden Sie Mikropinzetten, um das Gewebe vorsichtig auf beiden Seiten und darunter zu verteilen, um einen 5 mm langen Abschnitt des Nervs zu isolieren. Wiederholen Sie dasselbe Verfahren mit dem Tibianerv zur Stimulation des Tibianervs (Abbildung 2B).
    HINWEIS: Vermeiden Sie es, den Nerv zu zerquetschen, indem Sie ihn mit der Pinzette aufnehmen und das Ziehen am Nerv auf ein Minimum reduzieren.
  7. Machen Sie mit einem Skalpell einen 5 mm langen Schnitt auf der unteren Rückenhälfte und schieben Sie einen Hämostat unter die Haut durch den Schnitt, um einen subkutanen Kanal zu schaffen. Schieben Sie den Hämostat vorsichtig vor, bis die Spitze am Hintergliedmaßenschnitt heraustritt (Abbildung 2C).
  8. Mit dem Hämostat greifen Sie das abgehakte Ende der Elektrode und ziehen Sie das Instrument langsam durch den Schnitt in der unteren Hälfte des Rückens heraus. Mit zwei Zangen biegt man das andere Ende der Elektrode (das gehakte Ende) in einem 90°-Winkel relativ zur subkutanen Ebene und stellt sicher, dass die Haken der Elektrode nebeneinander und senkrecht zum Nerv (peroneal oder tibial) positioniert sind (Abbildung 2D).
    HINWEIS: Die richtige Positionierung der Elektrode ist wichtig, um eine Dehnung des Nervs zu vermeiden.
  9. Verwenden Sie gebogene Mikrozangen, um den Nerv anzuheben und die Haken der Elektrode unter den Nerv zu schieben. Mische den zweiteiligen Siliziumkleber für 5 Sekunden, benutze ein Wattestäbchen, um den Nerv zu trocknen, und trage genug Kleber auf, um die Haken und den angrenzenden Bereich zu bedecken (Abbildung 2E–G).
    HINWEIS: Bevor Sie den Kleber auftragen, verbinden Sie die Elektroden mit dem Stimulator und stimulieren Sie den Nerv auf Höhe des motorischen Schwellenwerts, um die korrekte Platzierung der Elektrode zu überprüfen. Die Motorschwelle wurde als Mindestspannung bestimmt, die erforderlich ist, um eine konstante phasische Fußbewegung zu provozieren. Die Stimulation des Peronealnervs erzeugt eine phasische dorsale Beugung des Fußes, während die Tibianervenstimulation eine Plantarflexion erzeugt. Falls keine motorische Reaktion auf die Stimulation vorhanden ist, überprüfen Sie die Verbindung zwischen dem Stimulator und der Elektrode.
  10. Setzen Sie eine 5-0 Nylon-Streunaht in das Bindegewebe am hinteren Schnitt, wobei beide Nähtenden ausreichend lang genug bleiben. Diese Enden werden verwendet, um die Elektrode zu sichern und so eine stabile Positionierung zu gewährleisten.
  11. Schließe die Haut am Hintergliedmaßenschnitt mit einer 4-0 Vicryl-Naht.

4. Exposition des L6-Nervs und Einnistung der Elektrode

  1. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen 4–5 cm großen Mittellinienschnitt über dem Lendenbereich und dem Kreuzbein zu machen. Platzieren Sie Retraktoren, um den Schnitt zu öffnen, die darunterliegenden Rückenmuskeln und die Spitzen der wirbelsäulen Dornen freizulegen (Abbildung 3A).
  2. Taste den Darmbeinkamm ab und nutze ihn als Orientierungspunkt, um die Stachelfortsätze von L6 zu lokalisieren. Er kann als der erste stachelige Fortsatz identifiziert werden, der sich direkt unterhalb des Darmgrats befindet (Abbildung 3B).
  3. Verwenden Sie eine Schere, um die Faszie oben auf den Wirbeln von L5 bis S2 zu entfernen. Anschließend werden die paravertebralen Muskeln beidseitig isoliert und abgetrennt, um die Stachelfortsätze, Laminae und Gelenkfortsätze freizulegen. Entfernen Sie das verbleibende Bindegewebe und die Muskeln mit einer Mikroschere, bis die knöchernen Strukturen deutlich sichtbar sind (Abbildung 4A,B).
    HINWEIS: Dies schafft ein anatomisches Fenster, das Orientierungspunkte freilegt und Zugang zum L6-Nervenstamm ermöglicht. Identifizieren Sie das hintere Facettengelenk von L6; der L6-Nervenstamm verläuft caudal zu diesem Gelenk. Identifizieren Sie außerdem das Kreuzbein und die Iliaakale Gelenke. Der L6-Nervenstamm verläuft kaudal und medial zu diesem Gelenk (Abbildung 4B).
  4. Verwenden Sie einen Rongeur, um vorsichtig den Dornfortsatz von S1 zu entfernen und nach und nach kleine Fragmente des Kreuzbeins im Bereich zwischen den Wirbeln S1 und S2 zu brechen und zu entfernen, um den L6-Nervenstamm freizulegen (Abbildung 4C).
  5. Trennen Sie den L6-Nerv mit einer gebogenen Pinzette und einer Mikroschere vom umgebenden Gewebe. Schließen Sie den Nerv an eine bipolare, PTFE-beschichtete silberne Drahtelektrode an und isolieren Sie sie mit biokompatiblem Silikonkleber vom umgebenden Gewebe, wie in Schritt 3.9 beschrieben (Abbildung 4D).
    HINWEIS: Die Stimulation des L6-Nervs verursacht eine Beckenbodenmuskelkontraktion und Schwanzzuckungen.
  6. Wiederholen Sie dasselbe Verfahren auf der gegenüberliegenden Seite für beidseitige Nervenstimulation.
  7. Schließe die Haut mit einer 4-0 Vicryl-Naht.

5. Einsetzen einer stimulierenden Elektrode in das sakrale Foramen

  1. Verwenden Sie ein Skalpell, um einen Mittellinienschnitt über dem Kreuzbein zu machen, und verwenden Sie Retraktoren, um den Schnitt zu öffnen und die darunterliegenden Rückenmuskeln freizulegen.
    HINWEIS: Palpieren Sie den Iliac-Kamm wie in Schritt 4.2 erwähnt, um die L6/S1-Orientierungspunkte zu lokalisieren.
  2. Trennen Sie die paravertebralen Muskeln von den Spinusfortsätzen mittels stumpfer Dissektion. Positionieren Sie die Retraktoren auf den Muskeln um, um die Wirbelsäulenprozesse freizulegen und den Zugang zum S1-sakralen Foramen zu erleichtern (Abbildung 5A).
  3. Identifizieren Sie den Standort des S1-Foramens, das kaudal und lateral zum S1-Stachelfortsatz liegt. Sonde das S1-Sakralforamen mit einer 18-Gauge-Nadel, die mit der Monopolarelektrode vorgeladen ist (Abbildung 5B).
    HINWEIS: Es wird ein 180 μm PTFE-beschichteter Edelstahldraht verwendet, wobei 5 mm Isolierung an beiden Enden entfernt wurden.
  4. Positioniere die Nadelspitze am S1-Foramen, halte sie parallel zur Wirbelsäule und etwa 30° zum Rücken des Tieres geneigt. Führen Sie den Draht vorsichtig entlang der Nervenbahn und ziehen Sie die Nadel langsam zurück. Wiederholen Sie das Verfahren am kontralateralen S1-Foramen zur beidseitigen Stimulation.
    HINWEIS: Um die korrekte Position der Elektrode zu überprüfen, verbinden Sie das distale Ende des Drahtes mit dem Stimulator. Elektrische Stimulation erzeugt ein Schwanzzucken.
  5. Befestigen Sie die Drähte mit einer 5-0 Vicryl-Naht (Abbildung 5C) am benachbarten Stachelaussatz (L6).
  6. Machen Sie mit einem Skalpell einen 1 cm langen Schnitt am Nacken und erzeugen Sie einen subkutanen Tunnel mit einem Hämostat vom Schnitt am Nacken zum Schnitt auf Kreuzbeinebene.
  7. Führen Sie das distale Ende des Drahtes durch den Tunnel und führen Sie ihn am Nacken nach außen (Abbildung 5D).
  8. Schließe die Faszie und die Haut auf Sakralebene sowie die Haut am Nacken mit 4-0 Vicryl-Naht.

6. Zystometrie-Aufzeichnung

  1. Nach 5 Tagen, vor Durchführung der Stimulationsexperimente, externalisieren Sie den PE-50-Schlauch und verbinden Sie ihn mit dem Druckwandler und der Infusionspumpe.
  2. Lassen Sie die Blase kontinuierlich mit einer Geschwindigkeit von 3 mL/h für 2 Stunden einziehen, um die Blasenparameter zu stabilisieren.
  3. Bewerten Sie die Zystometrieparameter, einschließlich Grunddruck, Schwellendruck, Blasencompliance, Micturitionsdruck und Blasenkapazität vor, während und nach der Nervenstimulation, anhand eines einzelnen Micturitionszyklus intravesicaler Infusion21.
  4. Am Ende jedes Experiments, gemäß ethischen Standards, wird Tiere durch eine Anästhesie-Überdosis eingeschläfert.

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Ergebnisse

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Um das experimentelle Design zur Bewertung der Wirkung der Neuromodulation auf die Funktion der unteren Harnwege zu demonstrieren, wird eine Studie vorgestellt, in der Peronealnervstimulation in einem Rattenmodell der Blasenüberaktivität angewendet wurde, die durch intravesicale Infusion von 0,5 % Essigsäure induziert wurde. Die Blasenfunktion wurde mittels einer einzelnen Zykurs-Zystometrie vor, während und nach der Stimulation erfasst (Abbildung 6 A,B). Das experimentelle ...

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Diskussion

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Dieser Artikel bietet eine detaillierte Beschreibung der chirurgischen Methoden zur Implantation von Elektroden für die Stimulation des sakralen, tibialen und peronealen Nervs bei einer anästhesierten Ratte.

Die Einpflanzung einer Bleielektrode in das sakrale Foramen zur kontinuierlichen Stimulation des S3-Sakralnervs mit geringer Amplitude ist eine allgemein anerkannte Behandlung der Dysfunktion des unteren Harnwegs (LUT) und der Stuhlinkontinenz. Bei den Pat...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben nichts offenzulegen.

Danksagungen

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Diese Studie wurde vom Forschungsfonds des Odense University Hospital finanziert.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
18 G Einweg-Injektionsnadel KRUUSE121282
Dumont-Pinzette Stil 5TMDUMONT1708-5TM-POGebogen
Dumont-Pinzette Stil 7XLDUMONT0508-7XL-POGebogen
Grass SD9 QuadratimpulsstimulatorSomatco1077/183
HämostatFine Science Tools/Teleflex13018-14/PO181059≥ 14 cm, feine Spitze
Iris-SchereWorld Precision Instruments14218Gerade Schere 
Kwik-Sil Silikon-Elastomer World Precision InstrumentsKWIK-SIL Zweikomponentenkleber
Mikro Adson-PinzetteWorld Precision Instruments501245
MikroscherenS&T SAC-15 R-8gekrümmte Spitze ≤ 10mm lang
NaCl 0,9% 100 mLB.BraunN/A
PE-50 SchlauchInstechBTPE-50
Prolene 5-0 Naht EthiconEH7257
RongeurGeorge Tiemann & Co160-424-08Fein gebogener Tip
Chirurgisches SkalpellSwann-Morton0505
Urethan Sigma-AldrichU2500
Vicryl 4-0 Naht EthiconV451
Vicryl 5-0 Naht EthiconV303
Draht Silber Teflon-beschichtet 0,125 mmWorld Precision InstrumentsAGT0525
Draht Edelstahl Teflon-beschichtet 0,18 mmWorld Precision InstrumentsSST30407-50

Referenzen

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SakralnervstimulationTibialnervstimulationPeroneusnervstimulationNeuromodulation der Blaseunterer HarntraktElektrodenplatzierungsensorische Signal bertragung
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