Chirurgisches Protokoll für ein großes, wiederverschließbares Schädelfenster, das longitudinale, multimodale elektrophysiologische Aufzeichnungen des Maus-Default-Mode-Netzwerks ermöglicht

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt eine zweiphasige chirurgische Methode, um bei Mäusen ein großes, wiederverschließbares, dura-schonendes Schädelfenster zu schaffen. Diese Technik ermöglicht chronische, multimodale elektrophysiologische Aufzeichnungen aus verteilten, tief-gehirnbasierten Netzwerken wie dem Default Mode Network über mehrere Wochen.

Zusammenfassung

Das Default Mode Network (DMN) ist ein zentrales, groß angelegtes Gehirnnetzwerk, das an einer Reihe kognitiver Funktionen und neuropsychiatrischen Störungen wie der Major Depression (MDD) beteiligt ist. Die Untersuchung der komplexen Dynamik des DMN in Tiermodellen liefert unschätzbare Einblicke in seine Funktion sowohl in gesunden als auch in pathologischen Zuständen. Die Durchführung stabiler, langfristiger, groß angelegter elektrophysiologischer Aufnahmen von den mehreren tiefen und verteilten Knoten des DMN im wachen, sich verhaltenden Mäuse bleibt jedoch eine erhebliche Herausforderung.

Hier wird ein neuartiges zweiphasiges chirurgisches Protokoll vorgestellt, um bei Mäusen ein großes (4 mm × 7,6 mm), haltbares und wiederverschließbares Schädelfenster zu schaffen. Das Verfahren soll die Unversehrtheit der Dura Mater bewahren, was für die langfristige Gehirngesundheit und die Dokumentationsstabilität von größter Bedeutung ist.

Dieses Zeitfenster ermöglicht gleichzeitige, wiederholte, longitudinale Aufnahmen von über 1.000 Elektroden, indem Oberflächenmikro-Elektrokortikographie (μECoG) mit zwei hochdichten intrakraniellen Elektrodensonden kombiniert werden, wodurch ein beispielloser Zugang zum DMN ermöglicht wird. Diese Technik bietet eine robuste Grundlage für multimodale, multiskalale Untersuchungen der netzwerkweiten elektrophysiologischen Dynamik über mehrere Wochen hinweg und eröffnet neue Wege, um die neuroplastischen Veränderungen der Pathophysiologie von Hirnerkrankungen zu untersuchen und die chronischen Effekte neuartiger Therapeutika zu bewerten.

Einleitung

Das Default Mode Network (DMN) wurde erstmals in Hirnbildgebungsstudien als Konstellation von Regionen identifiziert, die bei extern orientierten, aufmerksamkeitsfordernden Aufgaben konstant unterdrückt^werden. Heute gilt es als ein grundlegendes, groß angelegtes Netzwerk, das intern orientierte kognitive Prozesse unterstützt, wie selbstreferenzielles Denken, autobiografisches Gedächtnis und die Planung zukünftiger Ereignisse ^2,3. Beim Menschen besteht das kanonische DMN aus einer Reihe anatomisch verbundener Kernregionen, darunter der mediale präfrontale Cortex (mPFC), der posteriore cingulate kortex (PCC), der untere parietale Lobulus (IPL) und die hippocampale Formation⁴. Dysfunktion innerhalb dieses Netzwerks ist ein zentrales Merkmal mehrerer neuropsychiatrischer Erkrankungen. Bei der Major Depression (MDD) zeigt das DMN häufig Hyperaktivität und veränderte Muster der funktionellen Konnektivität, die als Zugrunde liegende Kernsymptome der MDD gelten, wie Grübeln und negatives Selbstbild ^5,6.

Um die zellulären und Schaltungsmechanismen, die die DMN-Dysfunktion antreiben, zu untersuchen, sind robuste Tiermodelle unentbehrlich. Ein homologes DMN wurde zuverlässig bei Nagetieren identifiziert, bestehend aus vergleichbaren Hirnregionen wie dem mPFC, dem cinguleren Kortex und dem Retrosplenialkortex (RSP), womit die Maus als translational relevantes Modell für die mechanistische Untersuchung validiert^{wird 7,8}. Darüber hinaus wurde gezeigt, dass chronischer Stress, ein Schlüsselfaktor bei Depressionen, die DMN-Konnektivität bei Nagetieren ähnlich der bei menschlichen MDD-Patienten verändert⁹.

Das Verständnis der neuroplastischen Veränderungen, die in Krankheitszuständen oder als Reaktion auf chronische therapeutische Interventionen auftreten, erfordert eine longitudinale Beobachtung der neuronalen Aktivität, da eine einzelne Aufzeichnungssitzung die dynamische Anpassung neuronaler Schaltkreise über die Zeit nicht erfassen^{kann 10}. In vivo liefert die zeitliche Auflösung auf Millisekundenskala, die erforderlich ist, um neuronale Oszillationen und Synchronität im lokalen Feldpotential (LFP) zu untersuchen. LFP zeigt das summierte extrazelluläre Signal, das die synchronisierte synaptische Aktivität lokaler neuronaler Populationen widerspiegelt, welche die grundlegenden Substrate der Netzwerkkommunikation sind^11,12. Die Durchführung chronischer, groß angelegter elektrophysiologischer Aufnahmen bei wachen Mäusen bleibt jedoch technisch anspruchsvoll. Konventionelle chronische Schädelfenster wurden für die optische Bildgebung der wachen Maus entwickelt und bleiben die Standardpräparation für diesen Zweck, wobei ihr typischer Fußabdruck in der einzelnen Hemisphäre und die transparente Glasabdeckung für die beabsichtigte Anzeige¹³ optimal sind. Sie wurden jedoch nicht für die wache Multi-Site-Elektrophysiologie entwickelt, sodass der Arbeitsbereich und die optische Schnittstelle eine gleichzeitige Hochdichte-Aufzeichnung von den verteilten bilateralen Knoten eines Netzwerks wie dem DMN¹⁴ ausschließen. Chronische Elektrodenimplantate wiederum ermöglichen longitudinale Aufzeichnungen, verursachen jedoch eine fortschreitende Fremdkörperkapselung und gliale Narben um den dauerhaft positionierten Schaft, was die Signalqualität im Laufe der Zeit^{verringert 15,16}.

Der hier beschriebene zweiphasige chirurgische Eingriff adressiert diese Einschränkungen direkt. Es erzeugt ein großes, wiederverschließbares Schädelfenster, das zwischen den Sitzungen durch eine passive Polydimethylsiloxan (PDMS)-Membran, Silikondichtmittel und eine 3D-gedruckte Kappe geschlossen wird, die wiederholtes nicht-terminales Einfügen von μECoG-Gittern für mesoskalige LFP-Aufzeichnungen ermöglicht, zusammen mit mehreren hochdichten intrakraniellen Elektrodensonden für mikroskalige, laminar aufgelöste Einzeleinheit und LFP-Aktivität^17,18. Im Gegensatz zu früheren chronischen Ansätzen, die entweder auf dauerhaft implantierten Elektrodenarrays basieren, die im Laufe der Zeit gliale Einkapselung der Elektroden ansammeln oder terminale akute Kraniotomien erfordern, die longitudinale Designs ausschließen, erhält das hier beschriebene Fenster eine intakte Dura und vermeidet dauerhaften Kontakt mit Fremdkörpern 15,16,18 . Darüber hinaus unterschied sich in einer Validierungskohorte, in der das Schädelfenster dreimal (postoperative Tage 0, 21, 22) ohne elektrophysiologische Aufzeichnung wiedergeöffnet wurde, die quantitative Immunreaktivität des glialen fibrillären sauren Proteins (GFAP) und des ionisierten kalziumbindenden Adaptermoleküls 1 (IBA1) nicht signifikant von nicht-chirurgischen Kontrollgruppen, was auf niedrige Astrogliose und Mikrogliose unter dem hier verwendeten Wiederholungs-Öffnungsplan hindeutet. Die Methode eignet sich besonders gut für longitudinale, mehrortige Aufzeichnungen verteilter kortikaler Netzwerke, einschließlich des DMN, kombiniert mit laminären, hochdichten intrakraniellen Elektrodensondenzugriffen zu tiefen Strukturen bei wachen, kopffixierten Mäusen. Seine Hauptbetriebsbeschränkungen sind die mikrochirurgische Expertise, die für eine zuverlässige, duraschonende Knochenlappenentfernung erforderlich ist, sowie die Unvereinbarkeit mit frei beweglichen Aufnahmen, da die hochdichten intrakraniellen Elektrodensonden eine Kopffixierung erfordern.

Protokoll

Alle Tierversuche wurden vom nationalen Tierversuchsrat Finnlands genehmigt (Lizenznummer: ESACI/40845/2022) und die Experimente wurden in Übereinstimmung mit der Richtlinie 2010/63/EU des Europäischen Parlaments zum Schutz der Tierverwendung zu wissenschaftlichen Zwecken sowie den nationalen Leitlinien für die Pflege und Nutzung von Labortieren durchgeführt.

HINWEIS: Alle chirurgischen Eingriffe werden in einer laminaren Fluss-Operationshaube durchgeführt, die durch ultraviolette Bestrahlung (mindestens 15 Minuten) oder durch eine gründliche Dekontamination der Ethanoloberfläche vorsterilisiert wurde. Isofluran-Abfallgas wird von einem im Inneren der Haube montierten Aktivkohle-Scavinging-System aufgefangen. Der Bediener trägt eine Einweg-Haarbedeckung, eine chirurgische Gesichtsmaske, einen langärmligen Laborkittel und einlagige, nicht sterile Nitril-Untersuchungshandschuhe (vor dem Betreten der Kapuze mit 80 % Ethanol besprüht). Ein Behälter für scharfe Gegenstände wird in der Haube platziert, um Skalpellklingen und Spritznadeln sofortig zu entsorgen.

1. Präoperative Vorbereitung und Anästhesie

1. Verwende C57BL/6JRj-Mäuse, mindestens 10 Wochen alt und mit einem Gewicht von über 20 g.
2. Reinigen Sie vor der Operation alle Instrumente in einem warmen Ultraschallbad. Spülen, trocknen und mindestens 15 Minuten in 70 % Ethanol einweichen.
3. Alternativ sollten Instrumente kurz vor der Nutzung durch einen Glasperlen- oder Infrarotsterilisator sterilisiert werden. Sterile Vorhänge werden nicht verwendet. Zwischen aufeinanderfolgenden Tieren in derselben Sitzung werden die Instrumente für mindestens 2 Minuten^{und 19} Minuten ins Ethanolbad zurückgegeben.
4. Wiegen Sie jede Maus einzeln auf einer kalibrierten Waage und berechnen Sie die Mengen präoperativer Medikamente.
5. Bereiten Sie die sterilen PDMS-Membranen im Voraus vor (einmal pro Charge, außerhalb des akuten OP-Tages).
   1. Gieße sterile PDMS-Membranen aus einer 10:1-Elastomer-zu-Härtemittel-Mischung, die gemäß den Herstelleranweisungen hergestellt und auf eine Zieldicke von etwa 500 μm hergestellt wird, indem das ungehärtete Gemisch zwischen zwei flache Borosilikatglasplatten eingebettet wird, und härte dann mindestens 2 Stunden bei 60 °C aus.
   2. Verschließen Sie die ausgehärteten Blätter in Autoklavenbeuteln und sterilisieren Sie sie durch Dampfautoklavierung. In der vorsterilisierten OP-Haube verwenden Sie ein steriles #11-Skalpell und ein kleines Edelstahllineal, um jede Folie in rechteckige Membranen zu schneiden, die auf die Abmessungen des Schädelfensters abgestimmt sind.
   3. Lagern Sie die vorgeschnittenen Membranen in sterilem Laborgeschirr (z. B. einzelnen Brunnen einer 6-Well-Zellkulturplatte) bis zur Gebrauchszeit.
6. Führen Sie vor jeder Aufnahmesitzung eine Qualitätskontrolle der Hardware durch.
   HINWEIS: Am μECoG-Array wird keine routinemäßige Impedanzprüfung durchgeführt: Referenzdrahtfehler sind in den rohen Leitern deutlich erkennbar, und Impedanztests werden nur ausgelöst, wenn ein Hardwareproblem vermutet wird. Die hochdichten intrakraniellen Elektrodensonden verfügen über integrierte Impedanz- und Kabelintegritätsdiagnosen, die über die grafische Benutzeroberfläche der Aufnahmesoftware zugänglich sind; Führe diese aus, wenn die Signalqualität nachweislich beeinträchtigt ist.

2. Phase 1: Tiervorbereitung und Kopfplattenimplantation

1. Tierzubereitung
   1. Betäuben Sie die Maus mit Isofluran (Induktion: 4 %, Erhaltung: 1,5−2,5 %, Sauerstoffdurchfluss von 0,5 L/min). Bestätigen Sie die Tiefe der Anästhesie durch den Verlust des Zehenknepsreflexes.
   2. Rasieren Sie das Fell vom oberen Kopf, ungefähr von den Augen bis zum Hals.
   3. Setzen Sie das Tier auf ein rückkopplungsgesteuertes Heizpad, das mit einem internen Temperatursensor ausgestattet ist, der so kalibriert ist, dass die Körpertemperatur während des gesamten Eingriffs bei 37 °C gehalten wird. Tragen Sie eine Kohlenhydratsalbe für die Augen auf, um das Austrocknen der Hornhaut zu verhindern.
   4. Sichern Sie die Maus im stereotaktischen Rahmen mit nicht platzenden Ohrbarren. Stellen Sie den Schneidezahn so ein, dass der Schädel flach liegt, wobei Bregma und Lambda auf gleicher dorsoventraler Höhe (flache Schädelausrichtung) liegen. Halten Sie die Anästhesie mit Isofluran (1,5–2,5 %) aufrecht, das durch einen Nasenkegel mit einer Sauerstoffflussrate von 0,5 L/min verabreicht wird.
   5. Verabreichen Sie präoperative Schmerzmittel und entzündungshemmende Mittel mittels subkutaner (s.c.) Injektionen: Carprofen (5 mg/kg), Buprenorphin (0,05 mg/kg) und Dexamethason (2 mg/kg).
   6. Desinfizieren Sie die rasierte Stelle mit einer Povidon-Jod-Lösung.
   7. Injizieren Sie Lidocain-Epinephrin-Lösung (s.c.) als lokales Anästhetikum unter die Haut der Kopfhaut.
2. Schädelfreilegung
   1. Machen Sie einen kleinen queren Schnitt an der Ohrlinie (etwa 1 cm).
   2. Vergrößern Sie den Schnitt schrittweise, indem Sie den Schnitt seitlich um die Ohren und entlang jeder Seite des Kopfes in Richtung der Augen verlängern, aber überschreiten Sie den Schnitt an den Augen nicht. Schließen Sie die Belichtung, indem Sie auf jeder Seite einen diagonalen Schnitt zur Mittellinie machen, sodass die gesamte dorsale Schädeloberfläche freiliegt.
3. Schädelreinigung
   1. Reinigen Sie den freiliegenden Schädel sorgfältig mit laborreifem Aceton. Tauchen Sie einen sterilen Wattestäbchen in Aceton, entfernen Sie überschüssiges Lösungsmittel (um das Tropfen auf das benachbarte Gewebe zu verhindern) und tragen Sie es auf den Knochen auf, bis das sichtbare Periost entfernt ist.
   2. Verwenden Sie Aceton wegen seiner Fähigkeit, Fettrückstände und anhaltende membranöse Rückstände auf der Knochenoberfläche aufzulösen, nicht als Desinfektionsmittel.
      HINWEIS: Die vollständige Entfernung des Periosts und der Lipidrückstände von der Knochenoberfläche ist entscheidend für eine starke Haftung der Kopfplatte und des Zahnzements. Da das Implantat den mechanischen Belastungen durch die wache Maus standhalten muss, wird jeglicher Restperiost oder Lipidfilm an der Knochenadhäsionsgrenze zum dominanten Versagenspunkt.
   3. Verwenden Sie eine stumpfe mikrochirurgische (kreisförmige) Skalpellklinge, um eventuelle Restfragmente von Periostal- und Bindegewebe zu entfernen, die durch die Acetonspülung nicht vollständig gelöst wurden. Halte ihn etwa 45° zur Knochenoberfläche und kratze den Schädel mit leichten, radialen Strichen, die von der Bregma–Mittellinien-Verbindung nach außen zu den seitlichen Rändern des freiliegenden Knochens gerichtet sind.
   4. Machen Sie weiter, bis die gesamte freiliegende Knochenoberfläche mindestens einmal durchquert wurde und gleichmäßig sauber und matt erscheint.
   5. Abschließen Sie mit einem abschließenden kurzen Reinigungsdurchgang mit Aceton auf einem Applikator mit Baumwollspitze.
4. Markierung der Kraniotomiestelle
   1. Befestigen Sie einen biokompatiblen chirurgischen Hautmarker am digitalen stereotaktischen Arm.
   2. Markiere einen rechteckigen Bereich von 4 mm × 7,6 mm am Schädel relativ zum Bregma.
      1. Navigiere über die Markerspitze zum Bregma und setze die X- und Y-Koordinaten auf der digitalen Anzeige auf null zurück.
      2. Der Arm wird auf jede der vier Ecken des geplanten Fensters übertragen, sodass das Rechteck 2 mm seitlich von Bregma auf beiden Seiten, 3 mm rostral und 4,6 mm kaudal ausstreckt, und an jeder Ecke einen einzelnen Punkt platziert.
5. Markieren Sie die beiden intrakraniellen Sondeninsertionsstellen auf der rechten Hemisphäre.
   1. Markiere die Rostralsondenstelle bei 1,66 mm A/P und 1,95 mm M/L vom Bregma entfernt.
   2. Markiere die Kaudalsondenstelle mit -2,2 mm A/P und 1,9 mm M/L von Bregma.
      HINWEIS: Diese Standorte sind angepasst, um DMN-spezifische Regionen anzusprechen. Mit diesem Protokoll können die Einführungsstellen auf mehrere verschiedene Regionen angepasst werden.
   3. Lösen Sie den Marker vom stereotaktischen Arm.
   4. Halten Sie eine sterilisierte, flexible Gerade (z. B. eine dünne Plastikkarte) an den Schädel und verbinden Sie die vier Eckpunkte mit dem Marker, um das zukünftige Schädelfenster als durchgehendes Rechteck zu markieren.
6. Vergrößerung der Oberfläche für bessere Haftung
   1. Führen Sie alle folgenden Schritte bis Abschnitt 4 unter dem Fernmikroskop durch.
   2. Gravieren Sie ein Kreuzmuster über alle freiliegenden Knochenflächen außerhalb des vorgesehenen Fensterbereichs mit einer #11-Operationsklinge und erzeugen flache, aber definierte Rillen von 0,2–0,4 mm Tiefe, um ein einheitliches Raster aus etwa 1 mm × 1 mm Quadraten zu bilden.
      HINWEIS: Dies erhöht die effektive Oberfläche und damit den mechanischen Halt des darüber liegenden Klebstoffs und Zahnzements.
   3. Stellen Sie einen feinen Kleberapplikator her, indem Sie eine sterile 30-G-Nadel an die Spitze eines langhalsigen Wattestäbchens setzen und die Nadel V-förmig biegen.
   4. Geben Sie Cyanoacrylatkleber in ein Einweg-Plastik-Wiegeboot und tauchen Sie den Applikator in den Kleberbehälter.
   5. Tragen Sie Kleber auf jede freiliegende und gravierte Knochenoberfläche auf und tragen Sie nicht mehr als eine einzelne Ablagerung pro Stelle auf, damit die Abdeckung gründlich, aber niemals übermäßig ist. Lass den Kleber 7 Minuten trocknen.
7. Einpflanzung der Referenzfassung
   1. Wählen Sie eine Bohrstelle über dem linken Kleinhirn, die so positioniert ist, dass sichtbare oberflächliche Gefäße vermieden werden.
   2. Montiere den Zahnbohrer auf einen Bohrhalter im stereotaktischen Arm.
   3. Bohren Sie das Pilotloch in 5–10 Sekunden-Stößen mit einem runden Stahlbohrer bei 20.000–25.000 U/min, wobei der Bohrer zwischen den Stößen zurückgezogen wird, um die Stelle unter dem Fernglas zu inspizieren.
   4. Bohren Sie, bis das Loch durchsichtiger wird, einen hellrosa Schimmer zeigt und die Dura durch den verdünnten Knochen sichtbar wird.
   5. Hören Sie sofort auf zu bohren, um eine Duraldurchdringung zu vermeiden. Dimensionieren Sie das fertige Loch auf einen Durchmesser von etwa 0,5 mm, der nur geringfügig größer ist als der äußere Durchmesser der Referenzfassung.
   6. Setzen Sie die vergoldete Referenzfassung in das Pilotloch, sichern Sie sie mit Cyanoacrylatkleber und verstärken Sie die Verbindung mit UV-aushärtendem Zahnkleber. Härten Sie den Zahnklement 1 Minute lang mit einer 405-nm-Leuchtdiode (LED) aushärtenden Leuchte aus.
8. Einpflanzung der Kopfplatte
   1. Legen Sie eine kleine Menge UV-aushärtendes Zahnzements auf die Spitze des freiliegenden Rostralknochens (der Punkt am Nasenmasten), um als Nivellierungsstütze zu dienen.
   2. Legen Sie die Kopfplatte auf den Schädel, sodass eine Kante auf dem um den Referenzsockel ausgehärteten Zahnbetongerüst ruht (Schritt 2.7.6), und die gegenüberliegende Kante auf dem frischen Rostralzement-Dab.
   3. Richten Sie die Kopfplatte so aus, dass ihre lange Achse auf der sagittalen Mittellinie zentriert ist und ihre beiden Fixationsgriffe senkrecht (90°) zur Mittelachse auslaufen. Härte das Verbundmaterial unter UV-Licht, um die Kopfplatte zu fixieren.
   4. Verstärken Sie die Struktur, indem Sie aufeinanderfolgende UV-aushärtbare Zahnbetonschichten von etwa 1 mm Dicke um die Basis der Kopfplatte auftragen, die den gravierten Knochen und die Referenzfassung umschließen, bis ein kontinuierliches, versiegeltes Gehäuse um den Rand des zukünftigen Schädelfensters entsteht.
   5. Jedes Inkrementgewebe einzeln mit einem 405 nm LED-Aushärtungsstift für 40 Sekunden in einem Arbeitsabstand von 1–2 cm aushärten, um eine vollständige Polymerisation vor dem Auftragen der nächsten Schicht sicherzustellen. Stellen Sie sicher, dass die fertige Zementwand bündig mit der oberen Oberfläche der Kopfplatte verläuft und den freiliegenden Knochenumriss vollständig umschließt, ohne sich mit dem markierten Fensterbereich zu überlappen.
9. Lassen Sie die Maus sich von der Narkose erholen. Bringen Sie die Maus für mindestens 48 Stunden in ihren Stammkäfig zurück.
10. Bevor Sie mit Abschnitt 3 übergehen, überprüfen Sie, dass das Tier auf 5 % seines präoperativen Körpergewichts zurückgekehrt ist und keine Schmerzanzeichen auf der Mausgrimassen-Skala²⁰ zeigt. Wenn eines dieser Kriterien nicht erfüllt ist, verlängern Sie die Erholungsfrist, bis sie erfüllt sind.
    HINWEIS: Dieses gestufte Design mit interchirurgischem Erholungsintervall ist entscheidend. Sie ermöglicht es dem Tier, sich von dem anfänglichen physiologischen Stress und der Entzündung vor der Kraniotomie zu erholen, was nachweislich die chirurgischen Erfolgsraten und die langfristige Gesundheit des Implantats verbessert; Hier werden mindestens 48 Stunden verwendet, und ein gestaffeltes Schädelimplantat mit einem mehrtägigen Erholungsintervall zwischen Kopfplattenfixierung und Kraniotomie hat gezeigt, dass es perioperative Entzündungen reduziert und die Qualität der langfristigen Vorbereitung^verbessert.

3. Phase 2: Chronische Schädelfenstererstellung

1. Präoperative Vorbereitung
   1. Bereiten Sie den Operationsbereich und die Instrumente wie in Abschnitt 1 beschrieben vor.
   2. Betäuben Sie die Maus erneut mit Isofluran (Induktion 4 %, Pflege 1,5–2,5 %)
   3. Positioniere die Maus im stereotaktischen Rahmen, wie in Schritt 2.1.4 beschrieben.
   4. Verabreichen Sie die präoperativen Medikamente in denselben Dosen wie in Schritt 2.1 beschrieben, abgesehen vom Lidocain-Adrenalin-Lokalanästhetikum (die Kopfhaut wurde bereits in Phase A entfernt, daher ist es nicht mehr anwendbar).
2. Bohren des Fensters
   1. Beginnen Sie mit dem Ausdünnen des Knochens mit einem Zahnbohrer entlang der in Phase 1 (Schritt 2.4) markierten rechteckigen Umrandung. Beginnen Sie bei 25.000 U/min, wobei das Bohrgerät senkrecht (≈ 90 °) zur Knochenoberfläche gehalten wird, und führen Sie ein oder zwei leicht tiefere Durchgänge entlang der rechteckigen Kanten durch, um eine anfängliche Schneidrille zu schaffen.
      HINWEIS: Die Start-Drill-Geschwindigkeit kann an das Erfahrungsniveau des Bedieners angepasst werden.
   2. Bohren Sie Rillen (etwa 0,2–0,3 mm tief) in den Knochen und den Zahnzement neben dem Schädelfenster an den beiden in Schritt 2.5 markierten Probe-Einführungskoordinaten.
      HINWEIS: Diese Rillen dienen als persistente visuelle Orientierungspunkte, die nach der Entfernung des Knochenlappens sichtbar bleiben und verwendet werden, um die intrakraniellen Sonden in nachfolgenden elektrophysiologischen Sitzungen reproduzierbar neu zu positionieren.
   3. Tragen Sie während der Bohrung regelmäßig eiskalte, sterile künstliche Gehirnspinalflüssigkeit (ACSF; hergestellt nach dem cefazolinhaltigen Rezept von Goldey et ^al.14) auf, um thermische Schäden am darunterliegenden Kortex zu verhindern und Blutungen^zu minimieren.
   4. Reduzieren Sie die Bohrgeschwindigkeit schrittweise auf 20.000 U/min, je dünner der Knochen wird, und neigen Sie das Handstück auf ≈ 45°, sodass der Bediener den Bohrer gegen die Hand stabilisieren und zu sanfteren, kontrollierteren Schlägen übergehen kann.
3. Entfernung des Knochenlappens (kritischer Schritt)
   1. Bohren Sie weiter entlang des rechteckigen Randes, bis der Knochen innerhalb der Kontur etwa zu 90 % verdünnt ist. Bohren Sie nicht komplett durch den Schädel.
   2. Überprüfen Sie die verbleibende Knochendicke mit zwei ergänzenden Untersuchungen:
      1. Unter dem Fernglas klopfen Sie sanft mit einem stumpfen Instrument auf den Rand des verdünnten Knochenregals. Das Ausmaß der durch einen leichten Tipp erzeugten Ablenkung gibt einen direkten Hinweis auf die verbliebene Knochendicke.
      2. Übertragen Sie eiskalte ACSF über das gebohrte Fenster und inspizieren Sie sofort durch das Fernglas: In den ersten 20–30 Sekunden, bevor das ACSF in den Knochen eindringt, verstärkt die Flüssigkeitsschicht den visuellen Kontrast stark und löst die darunterliegenden kortikalen Kapillaren auf, wo der Knochen nahe der Dura verdünnt wurde, während Bereiche mit Restdicke vergleichsweise undurchsichtig unter der Flüssigkeit bleiben. Sobald die Klappe gleichmäßig durchsichtig und nachweisbar flexibel erscheint, fahren Sie mit Schritt 3.3.3 fort.
   3. Wechsel zum fein gebogenen Dura-Haken, der in einer 90° gebogenen Spitze endet. Führen Sie die Spitze mit äußerster Vorsicht unter den Rand des verdünnten Knochens in einem Winkel von etwa 15° relativ zur Knochenoberfläche ein und schieben Sie den Haken entlang des Fensterrands, wobei Sie die Knochenlappen vorsichtig vom umgebenden Schädel und darunterliegendem Gewebe lösen.
   4. Arbeiten Sie schrittweise von einer Ecke zur anderen entlang der seitlichen Seiten auf beiden Seiten und bewegen Sie sich schließlich von den Ecken zum Zentrum des Rechtecks, bis der gesamte Umfang von der darunterliegenden Dura gelöst ist.
   5. Üben Sie beim Gleiten keinen Abwärtsdruck auf den Dura-Haken aus und vermeiden Sie es, das Gehirn zu berühren.
      HINWEIS: Das Abwechseln zwischen diagonal gegenüberliegenden Ecken und flachem Hakenwinkel verteilt die mechanische Belastung gleichmäßig um die Knochenlappe. Diese Strategie verhindert durale Risse und erhält die langfristige Gesundheit des darunterliegenden Hirngewebes.
   6. Erzwingen Sie keine Bewegung, wenn der Haken an irgendeiner Ecke auf Fokalwiderstand stößt. Stattdessen senken Sie die Klappe und gehen Sie zu Schritt 3.4 zurück, um die adhärente Region weiter zu verdünnen.
      1. Wenn ein Duralriss auftritt, sollte das Verfahren für dieses Tier abgebrochen werden (erkennbar an einer plötzlichen fokalen Ausbuchtung, einem rosagetönten Flüssigkeitsversickern oder einer leuchtend roten arteriellen Blutung, die nach dreimagem Überfluten der Kopfplatte mit eiskaltem ACSF nicht verschwindet, sodass jede Wäsche 30 Sekunden einwirken kann).
         HINWEIS: Eine erfolgreiche Ablösung wird dadurch angezeigt, dass der Knochenlappen entlang seines gesamten Umfangs gleichmäßig beweglich wird, ohne sichtbare Duralwölbung und nur geringe Kapillarblutungen.
   7. Heben Sie die erfolgreich abgelöste Knochenlappe vorsichtig mit dem Dura-Haken in einer Rück- nach Vorderseite auf etwa 35° über der Schädeloberfläche.
   8. Greifen Sie die angehobene Kante mit der Pinzette und schwingen Sie sanft nach links und rechts, bis sich die Platte vollständig löst. Wenn die Platte an irgendeiner Ecke Widerstand leistet, senken Sie sie zurück in Position und kehren Sie zu Schritt 3.3.4 zurück, um den haftenden Bereich zu verdünnen, bevor Sie erneut die Entfernung versuchen; Diese Resistenz weist auf einen lokal unterdünnten Knochenabschnitt hin.
   9. Reinigen Sie vorsichtig die freiliegende Stelle von geronnenem Blut mit wiederholten Waschen von eiskalten ACSF.
   10. Überprüfen Sie, dass die Dura unversehrt und transparent ist, bevor Sie fortfahren.
       HINWEIS: Langsames, allmähliches Anheben vom hinteren Rand ist unerlässlich, um das Verletzungsrisiko der darunterliegenden oberen sagittalen und transversalvenösen Nebenhöhlen sowie der kortikalen Oberfläche zu minimieren.
4. Versiegelung des Schädelfensters
   1. Bringen Sie eine einzelne sterile, vorgefertigte PDMS-Membran (vorbereitet in Abschnitt 1) direkt auf die Duraloberfläche, sobald die Blutung nachgelassen hat. Wenn sie richtig dimensioniert ist, bedeckt sie das Fenster genau und haftet passiv an der Dura, sodass sie flach am Gehirn gelagert wird.
   2. Nehmen Sie den restlichen ACSF am Rand des Fensters mit einem nicht-faserigen Tuch auf.
      HINWEIS: Das Tuch darf niemals die freiliegende Dura berühren, und eine strenge aseptische Technik (sterile Bedienung, Werkzeuge und Feld) muss durchgehend beibehalten werden, da das Fenster wiederholt geöffnet wird und jede in diesem Schritt eingebrachte Kontamination die nachfolgenden Längsaufnahmen beeinträchtigt.
   3. Bereiten Sie das zweiteilige Silikon-Elastomer-Dichtmittel gemäß den Anweisungen des Herstellers vor und tragen Sie das gemischte Elastomer innerhalb von 30 Sekunden nach dem Abgeben auf, um jede Spalte zwischen dem Zahnklementgehäuse und dem inneren Rand der Kopfplatte zu füllen, sodass die Ränder der PDMS-Membran vollständig umgeben und überlappt werden.
   4. Lass das Elastomer etwa 2 Minuten aushärten (oder die vom Hersteller angegebene Zeit). Stellen Sie sicher, dass die ausgehärtete Versiegelung kontinuierlich und flüssigkeitsdicht ist, aber zu Beginn jeder Aufnahmesitzung mechanisch entfernbar bleibt.
   5. Befestigen Sie eine maßgefertigte 3D-gedruckte Schutzkappe mit einer kleinen Menge Cyanoacrylatkleber auf die Kopfplatte, um das Fenster zwischen den Aufnahmesitzungen zu schützen.
   6. Lassen Sie die Maus sich von der Narkose erholen und bringen Sie sie in ihren Stammkäfig zurück, um individuell untergebracht zu werden, um Schäden am Implantat zu verhindern.

4. Postoperative Pflege und Gewöhnung

1. Überwachen Sie die Gesundheit der Maus mindestens 2 Tage nach der Operation genau. Geben Sie nach der Operation zusätzliche Schmerzmittel (S.c.) für 2 Tage nach der Operation, wenn die Maus Schmerzanzeichen zeigt, basierend auf der Mausgrimassenskala²⁰.
2. Lassen Sie die Maus mindestens 4 Tage nach der Operation ungestört erholen. Dann beginnt eine 5-tägige Gewöhnungsphase mit zunehmender Dauer: 5 Minuten am ersten Tag, gefolgt von 15, 30, 45 und 60 Minuten an den Tagen 2, 3, 4 und 5, um die Maus an die Handhabung und die Kopffixierungsplattform zu gewöhnen.
   HINWEIS: Postkraniotomie-Gewebeödeme und lokale Entzündungen können bis zu zwei Wochen^{und 21} Wochen anhalten. Wo der experimentelle Zeitrahmen es erlaubt, ist daher eine verlängerte Erholungszeit vor der ersten Aufnahmesitzung ratsam. Vor der ersten Aufnahmesitzung sollten Sie überprüfen, ob das Schädelfenster unter dem Fernglas klar und frei von Opazität oder faserigem Gewebe erscheint und dass Gewicht und Verhalten des Tieres normal sind.

5. Verfahren für longitudinale elektrophysiologische Aufzeichnungen

1. Das Tier auf der Aufnahmeplattform platzieren
   1. Platzieren Sie die Maus auf die Aufnahmeplattform und führen Sie die Fixierungsklemmen für den Mauskopf. Stellen Sie sicher, dass die Höhe voreingestellt wurde, um die natürliche Standhaltung des Tieres während der Kopffixierung zu erhalten.
      HINWEIS: Wenn die Maus sich dauerhaft gegen die Kopffixierung wehrt, erzwingen Sie das Verfahren nicht. Bringen Sie das Tier zurück in seinen Stammkäfig und verlängern Sie die Gewöhnungsphase (Abschnitt 4) um ein oder zwei weitere Sitzungen, bevor Sie erneut mit der Fixierung beginnen.
   2. Zieh die Verriegelungsschrauben der Klemme fest.
   3. Weichen Sie die stumpfe mikrochirurgische Rundklinge unmittelbar vor der Anwendung in 80 % Ethanol ein.
   4. Stecken Sie die Klinge zwischen die 3D-gedruckte Kappe und die obere Oberfläche der Kopfplatte und halten Sie die Klinge nahezu parallel zur Kopfplatte. Schieben Sie die Klinge niemals über den inneren Rand der Kopfplatte hinaus, um ein Risiko eines Kontakts mit dem Gehirn zu vermeiden.
      HINWEIS: Die Kappe ist absichtlich in transparentem Harz gedruckt, damit die Blatttiefe durchgehend sichtbar bleibt.
   5. Bewegen Sie sich mit sanften Links-Rechts-Wackelbewegungen um die Kappe herum, die die Klebstoffschicht schrittweise spalten.
   6. Verwenden Sie eine feine Sezierzange, um die Kappe anzuheben, und entfernen Sie sie, sobald sie vollständig gelöst ist.
   7. Greifen Sie die Außenkante der Silizium-Elastomerdichtung und heben Sie sie langsam von der Kaudalseite zur Rostralseite an. Die Elastomerdichtung und die darunterliegende PDMS-Membran lösen sich gemeinsam als eine Einheit ab und legen eine intakte Dura frei.
   8. Halten Sie das Gehirn feucht, indem Sie ein paar Tropfen ACSF auftragen.
2. Platzierung der Aufnahmegeräte
   1. Montage des μECoG-Arrays auf einem Gelenkarm mit magnetischer Basis; Stellen Sie den Reibungsregler des Arms je nach Erfahrung des Bedieners ein, wobei erfahrene Bediener eine reibungsarme Einstellung bevorzugen, die die Feinmotorsteuerung während der Positionierung bewahrt.
   2. Lenke das Array so, dass seine Elektrodenfläche senkrecht (90°) zur kortikalen Oberfläche entlang des rechten Randes des Schädelfensters landet; Sobald es zufriedenstellend positioniert ist, ziehen Sie den Reibungsregler fest, um den Arm zu befestigen.
   3. Verwenden Sie ein spitzes Silikon-Spitzwerkzeug, um das flache Flachbandkabel des Arrays sanft nach unten auf die obere Oberfläche der Kopfplatte zu tippen, sodass das Kabel in Übereinstimmung mit der Kopfplatte schnippt und das Array selbst flach gegen die Dura absetzt, wo der verbleibende ACSF für passive Haftung sorgt. Da das Schädelfenster so dimensioniert ist, dass es das Zwei-Subgitter-Array in einer einzigen Orientierung aufnehmen kann, ist die grobe Ausrichtung leicht nachweisbar.
   4. Mach die letzten feinen Anpassungen mit dem Silikonwerkzeug und schiebe das Array seitlich, bis die sagittale Mittellinie klar im halbtransparenten Array zentriert ist.
      HINWEIS: Das durchscheinende μECoG-Gitter legt den sagittalen Sinus als eindeutiges anatomisches Ausrichtungssignal frei, das durch das Array sichtbar bleibt und es ermöglicht, denselben seitlichen Offset über längsliegende Sitzungen hinweg zu reproduzieren. Das Array ist so positioniert, dass es den vorderen cinguleren Kortex (ACC) beidseitig in seiner rostralen Hälfte und den retrosplenialen Kortex (RSP) beidseitig in seiner kaudalen Hälfte abdeckt und die in dieser Studie anvisierten DMN-Knoten überspannt. Ein Open-Source-Analysepaket (ephy_spatial_fidelity-Toolkit, erhältlich bei https://github.com/RazBalin/ephy_spatial_fidelity-toolkit), quantifiziert Ablauf der Gitterplatzierung von Sitzung zu Sitzung durch konservative Aufnahmen.
   5. Verbinden Sie das μECoG-Referenzkabel mit der vergoldeten Referenzfassung, die in Schritt 2.7 implantiert wurde.
      HINWEIS: Als optionale Qualitätskontrolle vor der Sitzung sollte man eine kurze Aufnahme mit Sonden und Array in einem 50-mL konischen ACSF-Röhrchen aufnehmen, um zu bestätigen, dass der Faraday-Käfig die elektromagnetische Störung der Umgebung effektiv abschwächt, bevor mit der In-vivo-Aufnahme fortgesetzt wird.
   6. Positioniere die kaudale hochdichte intrakranielle Elektrodensonde auf einem Mikromanipulatorarm, der senkrecht (≈ 90°) zur Gehirnoberfläche steht, und die rostrale hochdichte intrakranielle Elektrodensonde auf einem zweiten, um 50° geneigten Arm.
   7. Unter dem Fernmikroskop werden jede Sonde etwa 1 mm über die Dura vorgeschoben und die Y-Achse jeder Sonde mit der entsprechenden gravierten Führungsnut ausgerichtet, die in Schritt 3.2.4 gefräst wurde.
   8. Zeichnen Sie schriftlich oder per Foto mit dem Fernglas auf, wobei das μECoG-Elektrodengitter unmittelbar neben dem geplanten Eintrittspunkt jeder Sonde liegt.
      HINWEIS: Wenn die Operation ordnungsgemäß durchgeführt wird und kein kortikales Ödem vorliegt, ist der Abstand zwischen dem Knochenrand und dem μECoG-Array minimal, was die Auswahl des Einstiegspunkts eindeutig macht. Für maximale räumliche Präzision über Längssitzungen hinweg machen Sie ein Foto des freiliegenden Kortex mit dem Array und identifizieren Sie ein charakteristisches piales Gefäß im schmalen Bereich zwischen Knochenrand und μECoG-Array. Dieses Bild, annotiert mit dem Referenzbehälter und seiner relativen Position zu den μECoG-Pads, dient als Referenzkarte von Sitzung zu Sitzung, um denselben Eintrittspunkt an den folgenden Aufzeichnungstagen wiederzugeben.
   9. Ziehen Sie jede Sonde etwa 15 mm nach oben zurück, sobald die Korrespondenz zwischen Sonde und Pad aufgezeichnet wurde, um den empfindlichen Elektrodenschaft während der Duralpunktion zu schützen.
   10. Stellen Sie das Duralpunktionswerkzeug an, indem Sie eine sterile 30-G-Spritze an der Spitze eines Baumwollspitzenapplikators befestigen und die Nadelspitze mit nicht gezahnten Feinzangen auf 90° biegen.
   11. Führe das Stichwerkzeug langsam über die Kopfplatte. Durch das Fernglas zählen Sie μECoG-Elektrodenpads, um das Werkzeug mit der aufgezeichneten Eingabekoordinate auszurichten. Senken Sie die gebogene Spitze auf die Duraloberfläche, sodass die Schneidspitze sich der Dura im 90°-Winkel nähert, während der Schaft des Werkzeugs parallel zur langen Achse des Mausrückens gehalten wird.
   12. Schieben Sie die Spitze etwa 1 mm unter die Duralebene und ziehen Sie sie zurück. Eine leichte, vorübergehende Blutung an der Punktion ist zu erwarten; Trocknen Sie mit der verdrehten Ecke eines faserfreien Tuchs ab.
   13. Senken Sie jede hochdichte intrakranielle Elektrodensonde unmittelbar nach der Einstichung unter kontinuierlicher ferner Beobachtung auf die Duraloberfläche. Wenn die Einstichung präzise platziert wurde, gleitet die Sonde glatt durch die Perforation ohne Schaftablenkung.
   14. Senken Sie jede Sonde allmählich bis zur Zieltiefe von 5 mm unter die Dura mit einer kontrollierten Geschwindigkeit von etwa 0,1 mm/s oder langsameren²² mm.
   15. Lassen Sie die Sonden mechanisch für 10 Minuten zum Einsetzen bringen, bevor die Datenerfassung beginnt.
       HINWEIS: Die kleine Duralperforation, die durch die 30-G-Nadel erzeugt wird, schließt sich innerhalb von Minuten selbst; daher muss die Sondeneinführung ohne Verzögerung auf die Einstichung folgen.
3. Datenerfassung
   1. Beginnen Sie mit der Datenerfassung.
      HINWEIS: Die μECoG-Signale werden durch vier 128-Kanal-Digital-Headstages verstärkt, die über SPI-Schnittstellenkabel mit einer Open-Source-Erfassungskarte verbunden sind, während die beiden hochdichten intrakraniellen Elektrodensonden über ein dediziertes High-Density-Probe-Aufnahmemodul in einem modularen Messgehäuse zusammen mit Multifunktions-Ein-/Ausgabe- und Datenerfassungsmodulen für Synchronisation und digitale Signalisierung erfasst werden. Ein gemeinsamer TTL-Mastertakt wird von der Open-Source-μECoG-Aufnahmekarte erzeugt und als Hardware-Synchronisation an das Probe-Aufnahmechassis (über dessen Multifunktions-I/O-Modul) verteilt, sodass die beiden Aufnahmeströme eine sample-ausgeriichte Zeitbasis teilen. Alle Datenströme werden synchron über die grafische Benutzeroberfläche des Erfassungssystems aufgezeichnet; vollständige Hardwaremodelle und Katalognummern sind in der Materialtabelle aufgeführt.
   2. Am Ende der Aufnahmesitzung geben Sie 0,5 mL ACSF auf die μECoG-Gitter ab, ziehen Sie dann jede hochdichte intrakranielle Elektrodenprobe mit derselben Geschwindigkeit wie beim Einsetzen (≈6 mm/min) zurück und entfernen Sie das μECoG-Array vorsichtig.
   3. Reinigen Sie die Sonden und das Array, indem Sie es 45 Minuten in einer frisch zubereiteten 1%-enzymatischen Reinigungslösung (mit W/V) einweichen.
   4. Nach dem enzymatischen Waschmittel-Einweichen spülen Sie die Elektroden mit drei aufeinanderfolgenden Tauchgängen in umgekehrt osmosegereinigtem Wasser, wobei für jede Spülung ein neues Rohr verwendet wird.
   5. Ersetzen Sie die PDMS-Membran durch eine frische sterile Folie wie in Schritt 3.4.1.
   6. Das Elastomer-Dichtmittel erneut auftragen (Schritt 3.4.3–3.4.4) und eine neue 3D-gedruckte Schutzkappe anbringen (Schritt 3.4.5).
   7. Lassen Sie die wieder versiegelte Baugruppe 5 Minuten an der Luft trocknen, bevor Sie die Maus in ihren Heimkäfig zurückbringen. Das Verfahren kann über mehrere Aufnahmesitzungen über mehrere Wochen hinweg wiederholt werden.

Ergebnisse

Eine erfolgreiche Operation führt zu einem klaren, transparenten Fenster über dem Kortex mit sichtbarer Gefäßstruktur und minimalen Anzeichen von Entzündungen oder Infektionen. Diese Klarheit kann über 21 Tage aufrechterhalten werden (Abbildung 1), was langfristige Längsschnittstudien ermöglicht. Die Robustheit des Implantats zeigt sich darin, dass es auch während eines 21-tägigen Therapie-Paradigmas für chronische Corticosteron-Anwendung stabil bleibt – ein...

Diskussion

Dieser Bericht beschreibt ein zweistufiges, durasparendes Operationsprotokoll, das eine zuverlässige und äußerst effektive Methode bietet, um ein großes, chronisches und wiederverschließbares Schädelfenster bei Mäusen zu schaffen. Die Bedeutung dieser Technik geht über die Größe des Fensters hinaus. Sein Hauptvorteil ist die Fähigkeit zur gleichzeitigen, mehrskaligen Abfrage groß angelegter Gehirnnetzwerke über längere Zeiträume. Durch die Kombination von Oberflächen-μECoG-Gittern (die m...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
&Mikro; ECoG-Array — 512-Kanal benutzerdefiniert (2 & Times; 256 ch)	NeuroNexus	E256-200-30-80	Verpackung: IH256. Zweimal 16&&; 16 Untergitter (jeweils 3,3 mm & mal; 3,5 mm); 200 & mu; m-Tonhöhe; 80 μ m Elektrodendurchmesser. Oberflächliche DMN-Aufnahmen.
3-Achsen-Linkshand-Mikromanipulatorarm	Weltpräzisionsinstrumente (WPI)	504926	10 & mu; m Auflösung; digitale Anzeige; Zur Positionierung der Kopfplatte und Sonde während der Operation verwendet
3D-gedruckte Schutzkappe	In-house (Anycubic Photon Mono 4K)	N/A	Individuelles Design; gedruckt in Anycubic High Clear UV-Harz; STL-Datei verfügbar bei https://github.com/RazBalin/ProtectiveDMN_Cap
Aceton (Laborqualität)	Sigma-Aldrich	179973	Entfettung der Schädeloberfläche und Entfernung des Periosts vor dem Klebstoff
Adson Dura Hook 5 mm (Feiner Dura Haken)	gSource	gS 25.2570	Verwendet zum Abtrennen der Knochenplatten von der Dura entlang des Rands; gefertigt aus feinem Wolframdraht oder ähnlichem
Anycubic High Clear UV-Harz	Anycubic	STMGCL-102B	Photopolymerharz, das mit dem Anycubic Photon Mono 4K-Drucker für 3D-gedruckte Schutzkappen verwendet wird
Anycubic Photon Mono 4K 3D-Harzdrucker	Anycubic	PHOTON-MONO-4K	Verwendet zum Drucken von Schutzfensterkappen aus Anycubic High Clear Resin
Anycubic UV Resin Wash & Cure Machine 2.0	Anycubic	285-550	Nachdruckwäsche und UV-Aushärtung von 3D-gedruckten Kappen
Beweglicher Arm mit magnetischer Basis (& Times; 2)	Haas-Werkzeuge	09-0535	Früher hielt ich & Mikro; ECoG-Subgitter, die während der Aufzeichnungen auf der kortikalen Oberfläche vorhanden sind
Künstlicher Liquor (aCSF)	Interne Vorbereitung	N/A (In-house)	aCSF-Rezept: 124 mM NaCl, 3 mM KCl, 26 mM NaHCO3, 2 mM CaCl2, 1 mM MgSO4, 1,25 mM KH2PO4, 10 mM D-Glukose; Sauerstoff mit 95 % O2 / 5 % CO2 unmittelbar nach der Vorbereitung. Katalognummern separat aufgeführt.
Stumpfe mikrochirurgische Klinge (Kreisskalpell)	Iogen	374769	Verwendet zum Abkratzen der Schädeloberfläche und zum Entfernen der Kappe
Buprenorphin (Temgetisch)	Indivior	BE-112515	Opioid-Analgetikum; 0,05 mg/kg s.c. präoperativ
C57BL/6JRj-Mäuse	Janvier Labs		Männlich oder weiblich; Mindestens 10 Wochen alt, >20 g Körpergewicht zum Zeitpunkt der Operation
Calciumchloriddihydrat (CaCl2&Middot; 2H2O)	Sigma-Aldrich	C-7902	2 mM; MW 147,02; 0,29 g/L. Zubereitet als Ca & Times; 100 Aktie. Bestandteil des internen aCSF.
Carprofen (Rimadyl)	Zoetis Tiergesundheit	RXRIM-INJ	NSAID-Analgetikum; 5 mg/kg s.c. präoperativ
Kortikosteron	Sigma-Aldrich	C2505	Gelöst im Trinkwasser für 21-tägiges Modell chronischer Stress / Depression
Wattestäbchen	Fisherbrand	22-363-157	Dient als Griff für eine 30-G-Dura-Stichvorrichtung und zum Entfetten der Schädeloberfläche mit Aceton
Cyanoacrylat-Kleber & Mdash; Loctite 401	Henkel-Klebstoffe	Loctite 401	Cyanoacrylat mit dünner Viskosität; Verwendet für das Grundieren der Schädeloberfläche, zur Fixierung der Kopfplatte und zur Kappenfixierung
Zahnbohrer & Dash; Foredom K.1070	Vorherrschaft	K.1070	Rotationsbohrer mit flexiblem Schaft; Verwendet für das Verdünnen von Kraniotomie und das Bohren von Pilotbohrlöchern
Dexamethason	Dopharma	1DEX004	Kortikosteroid-Entzündungshemmend; 2 mg/kg s.c. präoperativ
D-Glukose	Sigma-Aldrich	G-7021	10 mM; MW 180.20; 1,80 g/L. Zubereitet als Glukose & Gang; 100 Aktie. Bestandteil des internen aCSF.
Bohrer Stahlbohrer rund 1/007W	Hager & Meisinger	18089	Verwendet für die Referenzseite und das Schädelfenster
Ethanol 80 % (v/v) – A12t Dilutus	Berner	13221132	Präoperatives Einweichen von chirurgischen Instrumenten und der operativen laminaren Haube zur Sterilisation
Gas-Evakuierungsgerät	RWD Life Science	R546W	Entfernt Anästhetikagase aus dem Operationsbereich
Vergoldete Referenzfassung	DigiKey	310-13-102-41-001000	Implantiert über dem linken Kleinhirn; dient als ECoG-Boden/Referenz
GRANT Ultraschallreiniger — Modell 17002A	GRANT-Instrumente	17002A	EAN: 4064343191654. Heißwasser-Ultraschallbad; verwendet mit TICKOPUR TR 3 zur Instrumentenreinigung
Heizkisse & Dash; Supertech TMP-5B	Supertech	TMP-5B	Hält die Körpertemperatur bei 37 °C; C während der Anästhesie
Isoflurane	Piramal Gesundheitsversorgung	66794-017-25	Inhalationsanästhetikum; Induktion 4 %, Pflege 1,5 % & Ndash; 2.5%
Kimtech Science, Präzisionstücher (faserfreies Gewebe)	KIMBERLY CLARK	7552	Verwendet mit spitzer Spitze, um restliche ACSF zu trocknen und die PDMS-Membranhaftung an der Dura zu unterstützen
Kwik-Cast steriles Elastomer-Dichtmittel	Weltpräzisionsinstrumente (WPI)	KWIK-CAST-s	Modell: KWIK-CAST-S. Biokompatibles Silikon; verwendet zur Herstellung von abnehmbarer Abdichtung um die PDMS-Membran.
LED-UV-Aushärtungsstift 405 nm	CureUV	514424-405	Wird verwendet, um UV-aktivierten Zahnklement (Total C-Ram) während der Einnistung auszuhärten
Lidocain-Epinephrin-Lösung	Orion Pharma	05 10 31	Lokalanästhesie; S.C.-Injektion unter der Kopfhaut
Magnesiumsulfat-Heptahydrat (MgSO4· 7H2O)	Sigma-Aldrich	M-7774	1 mM; MW 246,48; 0,25 g/L. Zubereitet als Mg & mal; 100 Aktie. Bestandteil des internen aCSF.
Metallkopfplatte & Bindestrich; Neurotar Modell 13	Neurotar	Modell 13	Titan-Kopfplatte; runde Öffnung mit 11 mm Durchmesser; am Schädel mit Cyanoacrylat und Zahnklement befestigt
NeuroNexus Headstage-Adapter )	NeuroNexus	Custom IH256 64× 4 Molex	Individuelle Adapterplatine; Sandwiches jeweils & Mikro; ECoG-Subgitter zwischen zwei Intan RHD 128-Kanal-Kopfstufen
Neuropixels 1.0-Sonde mit Metallkappe (& Times; 2)	IMEC	PRB_1_4_0480_1_C	960 Aufnahmestellen; 10 mm Schaft. Eine Sonde zielt auf die hippocampale-thalamus-visuelle Säule, eine auf die mPFC-Säule ab, eine auf die mPFC-Säule abzielt
NI PXIe-1083 Fahrgestell	Nationale Instrumente	PXIe-1083	9-Steckplätze PXI Express-Chassis mit Neuropixels-Modul und NI-DAQ-Karten
NI PXIe-3839 Multifunktions-I/O-Modul	Nationale Instrumente	PXIe-3839	Eingebaut im NI PXIe-1083-Gehäuse; verwendet für Synchronisation und Hilfs-I/O
NI PXIe-6363 Multifunktions-DAQ	Nationale Instrumente	PXIe-6363	Eingebaut im NI PXIe-1083-Gehäuse; analoge und digitale I/O für Synchronisation
Nova-Mikrozinator -  Infrarot-Sterilisator	Argos Tech	S3022	Verwendet zur schnellen Sterilisation aller Instrumente, die freiliegendes Gehirngewebe berühren könnten
Olympus SZ51 Stereo-Fernglasmikroskop	Olympus	SZ51	Chirurgische Visualisierung; Verwendet während der gesamten Kraniotomie- und Einnistungsphasen
Open Ephys Acquisition Board (One Box, 1. Generation)	Open Ephys	OEPS-9029	Empfängt & Mikro; ECoG-Datenströme über SPI; Open-Source-Hardware. Siehe open-ephys.org
Open Ephys GUI	Open Ephys	N/A (Open Source)	Kostenlose, quelloffene Software zur Erfassung der Elektrophysiologie. Verfügbar unter: open-ephys.org
Kaliumchlorid (KCl)	Sigma-Aldrich	P-5405	3 mM; MW 74,55; 0,22 g/L. Komponente des hausinternen aCSF.
Kaliumdihydrogenphosphat (KH2PO4)	Sigma-Aldrich	P-5655	1,25 mM; MW 136.09; 0,17 g/L. Komponente des hausinternen aCSF (Klebs & Times; 10 Serien).
Povidon-Jod-Lösung (BETADIN)	Takeda	45 70 28	Topisches Desinfektionsmittel für die Vorbereitung des chirurgischen Feldes
PXIe-Erfassungsmodul	Neuropixel	PXIE_1000	PXI-Format-Modul für Neuropixels 1.0 Datenerfassung; installiert im NI PXIe-1083-Gehäuse
Referenzsteckverbinder	DigiKey	342-10-102-00-591000	Entsprechender Verbindungsstecker für Referenzbuchse oben; Teile Teilenummer mit DigiKey bestätigen
RHD 128-Kanal-Headstage (& Times; 4)	Intan Technologies	RHD 128	Zwei Headstages pro µ ECoG-Subgrid; Modell bestätigen (z. B. RHD2132 oder RHD2164)
RHD SPI-Schnittstellenkabel, 0,9 m	Intan Technologien / Open Ephys	C3203	Standard-SPI-Kabel, das die RHD-Headstages mit der Open Ephys-Akquisitionsbox verbindet
Heckantriebsluftpumpe	RWD Life Science	R510-29	Sorgt für Luftzirkulation durch den Anästhesiekreis
RWD Tieranästhesie-Verdampfer	RWD Life Science	R5835	Präzisions-Isofluran-Verdampfer zur Einleitung und Aufrechterhaltung der Anästhesie
Skalpellklinge #11	Swann Morton	SM0103	Verwendet zum Gravieren von Kreuzmustern auf der Schädeloberfläche, um den Haftgriff zu verbessern
Haartrimmer für kleine Tiere – GT416	Aesculap Schermaschinen GmbH	D-98528H	Wurde verwendet, um die Tierkopfhaut vor der Operation zu trimmen
Natriumbicarbonat (NaHCO3)	Sigma-Aldrich	S-5761	26 mM; MW 84,01; 2,18 g/L. Komponente des hausinternen aCSF.
Natriumchlorid (NaCl)	Sigma-Aldrich	S-5886	124 mM; MW 58.44; 7,25 g/L. Bestandteil des internen aCSF.
SOL-M (Sterile Spritze 30 G)	Sol-Millennium Europa	113005	Bent 90 Grad; an der Spitze und am Wattestäbchen befestigt, um eine Dura-Stichvorrichtung zu bilden
Standard-Manipulatorarm, 3-Achs-LINKS (Stoelting)	Stoelting Co.	51604	Verwendet für das Einführen von Neuropixel-Sonden während der Aufnahmesitzungen
Standard-Manipulatorarm, 3-Achs-RECHTS (Stoelting)	Stoelting Co.	51606	Verwendet für das Einführen von Neuropixel-Sonden während der Aufnahmesitzungen
Stereotaktischer Rahmen & Dash; Heckantrieb F67001	RWD Life Science	F67001	Standard-stereotaxischer Rahmen; Verwendet für Kopfstabilisierung und koordinatenbezogene Implantation
Chirurgischer Marker-Hautstift mit Lineal (Violet Ink)	Fannin	SM0372	Biokompatibler, auf Enzian-Violett basierender chirurgischer Hautmarker, der verwendet wird, um die geplante Kraniotomie zu markieren und den Fußabdruck auf den Knochen zu implantieren. Resistent gegen Cyanoacrylat-Priming (Loctite 401) und bleibt durch Schädelentfettung und Kopfplattenfixierung sichtbar, was eine zuverlässige Übertragung stereotaktischer Koordinaten auf die Knochenoberfläche ermöglicht.
SYLGARD 184 Silikon-Elastomer-Kit (PDMS)	Dow (Deutschland)	1673921	Polydimethylsiloxan; In dünne (< 1 mm) Membranen; Auf der Duraloberfläche platziert, um das Gehirn zu schützen
Tergazym-enzymatisches Waschmittel	Alconox	1304-1	Protease-basierter Reiniger, der mit 1 % (W/V) in lauwarmem RO-Wasser für die Elektrodenreinigung nach der Sitzung verwendet wird (45 Minuten einweichen, dann dreifach in gereinigtem Wasser spülen).
Total C-Ram Automix UV Dental Cement (Weiß)	Itena	R301950	Modell: TTCRAM-BLC. UV-aushärtendes Zahnharz; Verwendet zur Verstärkung der Kopfplatte und zur Befestigung der Steckdose
Ultraschallreinigungslösung (TICKOPUR TR 3)	Dr. H. Stamm GmbH	TR-3-913	Konzentrat auf Zitronensäurebasis; Verwendung im Ultraschallbad zur Reinigung von Instrumenten nach der Operation
Viscotears Augengel 2 mg/g	Alcon	503849	Kohlenhydratbasierte gleitende Augensalbe; während der Anästhesie auf die Hornhäute aufgetragen, um das Austrocknen zu verhindern
Zeiss Cold Light Source KL1500 LCD	Carl Zeiss	KL1500 LCD	Glasfaser-Kaltbeleuchtung für das chirurgische Feld; verhindert thermische Schäden