Methodenartikel

Erzeugung des frühgestationalen mütterlichen Immunaktivierungsmodells zur Beurteilung pränataler Entzündungen auf die Neuroentwicklung

DOI:

10.3791/70352

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24. März 2026

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1Department of Cell Biology, College of Medicine, University of Oklahoma, 2Graduate Program in Neuroscience, College of Medicine, University of Oklahoma

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Der Artikel bietet ein umfassendes Protokoll zur Erstellung eines mütterlichen Immunaktivierungsmodells (MIA), das die Auswirkungen früher Schwangerschafts-Entzündungen auf die Neuroentwicklung untersucht, einschließlich wichtiger Kennzahlen zur Gewährleistung von Zuverlässigkeit und Reproduzierbarkeit.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Neuroentwicklungsstörungen (NDDs) entstehen aus komplexen Wechselwirkungen zwischen genetischen und Umweltrisikofaktoren, einschließlich pränataler Immunaktivierung. Die mütterliche Immunaktivierung (MIA) bei Mäusen ist ein weit verbreitetes Modell zur Untersuchung von Umweltbeiträgen zu NDDs; Die Variabilität der experimentellen Ergebnisse begrenzt die Reproduzierbarkeit. Hier präsentieren wir ein standardisiertes Protokoll zur Induzierung von MIA während der frühen Schwangerschaft am embryonalen Tag 9,5 (E9,5) bei Mäusen, das mehrere Qualitätskontrollkennzahlen einbezieht, um die Immunantwort zu bewerten und Schwangerschaftsergebnisse vorherzusagen. Nach der Verabreichung von Polyinosin:Polycytidylsäure (poly(I:C)) werden maternale Serumzytokine quantifiziert, um eine robuste Immunaktivierung zu bestätigen, was eine Ausschlussmetrik für niedrige Responder ermöglicht. Mütterliche Gewichtsverläufe von E0,5 bis E12,5 sind prädiktiv für die Wurflebensfähigkeit, wobei Damme, die Wurf produzierten, charakteristische Gewichtszunahmemuster aufweisen, die sich von Dämmen unterscheiden, die einen Wurf verloren haben. Wir beobachteten außerdem, dass der Tierverkäufer die Immunantwort der Mutter und die Wurflebensfähigkeit signifikant beeinflusste, während die Poly(I:C)-Formulierung kein signifikanter Faktor war. Insgesamt bietet das Protokoll Strategien, um die Reproduzierbarkeit des frühgestationalen MIA-Modells und die Lebensfähigkeit des Nachwuchses zu verbessern, indem die mütterliche Immunantwort und Gewichtsveränderungen überwacht und Tierhändler kontrolliert werden, um letztlich die Auswirkungen pränataler Immunaktivierung auf die Neuroentwicklung zu untersuchen.

Einleitung

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Aktuelle genomweite Assoziationsstudien identifizierten Hunderte von Risikoallelen, chromosomalen Umlagerungen und Kopienzahlvarianten, die zur Anfälligkeit für neuroentwicklungsbedingte Störungen (NDD) beitragen 1,2,3,4,5. Genetische Veränderungen bringen jedoch nur ein geringes erhöhtes Risiko mit sich, und die großen Kopienzahlen mit stärkeren Krankheitsassoziationen betreffen nur einen kleinen Prozentsatz der Fälle6. Darüber hinaus zeigen epidemiologische Studien am Menschen, dass Stressfaktoren im frühen Leben, wie pränatale Entzündungen, das Risiko für eine Diagnose von NDD 7,8,9 erhöhen. Daher ist gut belegt, dass Umweltfaktoren mit genetischen Risikofaktoren in der Ätiologie von NDDs zusammenwirken, und Mausmodelle sind ein wichtiges Werkzeug, um die Beiträge genetischer und umweltbedingter Risikofaktoren zur Gehirnentwicklung und zum Krankheitsrisiko zu entwirren. Während Tiermodelle, die genetische Risikofaktoren für NDDs bewerten, aufgrund ihrer robusten und reproduzierbaren Ergebnisse weithin anerkannt sind, haben Modelle, die Umweltrisiken bewerten, Schwierigkeiten mit einer konsistenten Standardisierung und Variabilität resultierender Phänotypen, wie etwa verhaltens- oder neuroanatomischen Unterschieden bei MIA-Nachkommen 10,11,12,13,14,15,16,17. Beispielsweise beeinflussen wichtige experimentelle Parameter wie der Schwangerschaftszeitpunkt der Immunherausforderung, Variabilität im Typ und in der Dosierung des Immunreizes, mütterliche Zytokinantworten und Wurfvariabilität, wie bei resilienten und empfänglichen Nachkommen, die experimentellen Ergebnisse erheblich, werden aber nicht immer in methodischen Beschreibungen behandelt. Hier wird ein standardisiertes Protokoll zur Erzeugung frühgestationeller mütterlicher Immunaktivierung (MIA) bei Mäusen präsentiert, einschließlich mehrerer Qualitätskontrollprüfungen, um Strenge und Reproduzierbarkeit sicherzustellen, wenn untersucht wird, wie Immunstress im frühen Leben die Neuroentwicklung und Gesundheitsergebnisse beeinflusst.

Unser Ziel ist es, ein Protokoll vorzustellen, um 1) die Zuverlässigkeit des MIA-Modells zu verbessern und 2) Variablen zu charakterisieren, die zur experimentellen Heterogenität beitragen können. Bei Nagetieren wird die MIA häufig durch systemische Verabreichung von Immunstimulanzien wie Polyinosin:Polycytidylsäure (poly(I:C)), einem viralen Mimetika, oder Lipopolysaccharid (LPS), einem bakteriellen Mimietikum, zu verschiedenen Gestationszeitpunkten, einschließlich embryonalem Tag 9,5 (E9,5), E12,5, E15,5, E17,5 und weiteren18,19, induziert. Diese Manipulationen induzieren eine robuste maternale Zytokinantwort, die die fetale Neuroentwicklung verändert und zu Verhaltens- und molekularen Phänotypen führt, die auf NDDs hindeuten: 20,21,22,23. Viele Studien bewerten jedoch die mütterliche Immunantwort nicht routinemäßig, was es erschwert, die Stärke oder Konsistenz der MIA-Induktion in den Experimenten 12,14,24 zu bestätigen. Um dem entgegenzuwirken, haben wir mehrere Qualitätskontrollkennzahlen festgelegt und eine Schwelle für die E9,5-MIA-Antwort der Mutter auf Basis der im mütterlichen Serum gemessenen Zytokinspiegel nach Poly(I:C)-Immunstimulation festgelegt. Unser Ansatz ermöglicht eine präzisere Dosierung des Immunstimulans sowie die Identifizierung und Ausschluss von Schwach- oder Nicht-Respondern, was letztlich die Zuverlässigkeit und Robustheit des Modells verbessert. Obwohl im Feld selten diskutiert, ist die Lebensfähigkeit mit niedriger Wurfbelebung eine bekannte Einschränkung des MIA-Modells, insbesondere bei der Induktion bei E9.5. Obwohl die Induktion zur Mitte der Schwangerschaft (E12.5) die Wurflebensfähigkeit verbessern kann, wollen wir während der frühen Schwangerschaftseinleitung Checkpoints einrichten, die helfen, die Wurflebensfähigkeit vorherzusagen und zusätzlich Variablen zu identifizieren, die den Fortpflanzungserfolg verbessern.

MIA ist ein wertvolles Modell zur Untersuchung von Umwelteinflüssen auf die Neuroentwicklung, da MIA im Gegensatz zu In-vitro-Modellen, die Zellen aus ihrer Umgebung isolieren, die In-utero-Umgebung nutzt, um die Auswirkungen auf die Neuroentwicklung der Nachkommen zu untersuchen. Obwohl MIA oft allein zur Modellierung von NDDs verwendet wird, kann sie auch mit genetischen Modellen oder zusätzlichen frühkindlichen Stressoren kombiniert werden, was Einblicke in das komplexe Zusammenspiel zwischen Genen und Umwelt oder wiederholte Umweltstressoren bietet. Studien kombinierten MIA mit Nagetieren, die genetische NDD-Risikovarianten wie DISC1, CNTNAP2 und SHANK3 tragen, um die synergetische Wechselwirkung zwischen Umwelt und Genetikzu demonstrieren. Darüber hinaus kombinierte ein "Zwei-Hit"-Modell von Umweltstress die Vermissung mit einem zweiten frühen Stressfaktor, wie psychischem Stress oder jugendlicher Drogenexposition, was postnatal zum Beginn oder zur Verschlechterung der Phänotypen führte. Zusammen unterstreichen diese Ansätze die Vielseitigkeit des MIA-Modells, das einzeln oder zusammen mit anderen Umwelt- oder genetischen Risikofaktoren verwendet werden kann.

Dieser Artikel bietet Schritt-für-Schritt-Methoden, um MIA bei Mäusen auszulösen, um die Auswirkungen pränataler Entzündungen auf die neurotische Entwicklung zu untersuchen. Es beinhaltet Kontrollpunkte zur Verbesserung der Reproduzierbarkeit und Einblick in die verschiedenen Faktoren, die die Effizienz der MIA-Effizienz beeinflussen (Abbildung 1).

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Abbildung 1: Zeitleiste der Erzeugung von vermissten Personen. Zeitlich befristete schwangere Mütter werden Poly(I:C) oder Kochsalzlösung bei E9,5 verabreicht, gefolgt von einer Blutabnahme 3 Stunden später. Mütterliche Gewichte werden bei E0,5, E9,5, E10,5, E11,5 und E12,5 gemessen, um den Verlauf der Schwangerschaft nach der Injektion zu überwachen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

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Protokoll

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Alle Tierversuche wurden gemäß ethischen Richtlinien der University of Oklahoma durchgeführt und vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) genehmigt. Die Tiere wurden in einzeln belüfteten Käfigen auf 1/8 Zoll dicker Zellulose-Bettwäsche mit ad libitum Zugang zu Futter und Wasser sowie in Käfigbereicherungen wie einem Nestlet und einer Hütte untergebracht. Die Tierzuchtanlage wird gemäß dem Jackson Laboratory mit einem 14-stündigen Ein- und 10-Stunden-Aus-Lichtzyklus betrieben, um die Photoperiode des späten Frühlings, einer Spitzenzeit der Mauszuchtzeit, widerzuspiegeln.

Siehe Tabelle 1 für spezifische Datenfelder, die im gesamten Protokoll erfasst werden sollen. Für detaillierte statistische Analysen finden Sie die ergänzende Statistiktabelle (Ergänzende Tabelle 1) und GitHub (https://hayes-lab.github.io/2026_Camfield_JoVE/).

Tabelle 1: Beispiel-Datenerhebungsblatt. Vorlage wichtiger Daten, die beim Erstellen des MIA-Modells gesammelt werden sollten. Bitte klicken Sie hier, um diese Tabelle herunterzuladen.

1. Entstehung zeitgesteuerter Schwangerschaften

  1. Stellen Sie am späten Nachmittag oder Abend zwei 8-10 Wochen alte, C57BL/6, weibliche Mäuse mit C57BL/6 Züchtermännchen auf. Die Verwendung erfahrener Männer im Alter von 2 bis 10 Monaten, die vor der Fortpflanzung isoliert sind, führt zu schnelleren und zuverlässigeren Schwangerschaften.
  2. Untersuchen Sie Frauen am nächsten Morgen auf Vaginalplugs und kontrollieren Sie weiterhin einmal täglich, bis das Stoppen erfolgt. Wichtig ist, dass die Stopfen temporär sind und bis zum Nachmittag herausfallen können, wenn sie morgens nicht kontrolliert werden.
    HINWEIS: Für ein detailliertes Protokoll zur Überprüfung der Stecker siehe Behringer et al. (2016)33.
  3. Nach der Bestätigung eines vaginalen Plugs wiegen Sie das Weibchen und zeichnen Sie das Gewicht auf, um den Schwangerschaftsstatus anhand der Gewichtszunahme während der Schwangerschaft zu überwachen.
  4. Getrennte Weibchen in einzelne Käfige und halten sie unter den üblichen Unterbringungsbedingungen mit Ad-Libitum-Zugang zu Futter und Wasser aufrecht. Bekenne eingestopfte Weibchen als embryonalen Tag 0,5 (E0,5). Zeichnen Sie das Datum des Steckens auf, um eine genaue Erfassung des Schwangerschaftsalters sicherzustellen.

2. Herstellung von Polyinosin:Polycytidylsäure (Poly(I:C))

  1. Repassitieren Sie lyophilisiertes Poly(I:C) zu einer hochkonzentrierten Lagerlösung (10-20 mg/mL) durch Auflösung in steriler Kochsalzlösung oder sterilem Wasser gemäß den Anweisungen des Herstellers, was zu einer klaren Lösung führt. Plattenverkäufer, Katalognummer und Chargennummer der Poly(I:C).
    HINWEIS: Poly(I:C) ist eine chemische Gefahr; gemäß institutionellen Biosicherheitsrichtlinien zu behandeln und in geeigneten Biohazard-Abfallbehältern mit geeigneter PSA zu entsorgen, um die Exposition zu minimieren.
  2. Vortex und weiter zu einer niedrigkonzentrierten Lagerlösung (4 mg/mL) in Kochsalzlösung verdünnen. Um wiederholte Frost-Tau-Zyklen zu vermeiden, werden Einwegvolumen mit niedriger Konzentration (~125 μL) in 1,5-mL-Röhren eingelagert und bei -20 °C oder -80 °C gelagert. Lassen Sie das rekonstituierte Poly(I:C) während der Vorbereitung und Handhabung auf Eis, um den Abbau zu minimieren.
    HINWEIS: Für eine umfassende Übersicht über die Variabilität von Poly(I:C) siehe Mueller et al. (2019)14.
  3. Unmittelbar vor der Injektion mit E9.5 wird der niedrig konzentrierte Poly(I:C)-Bestand (4 mg/mL) auf die gewünschte Arbeitskonzentration (2 mg/mL) in steriler Kochsalzlösung verdünnt.
    HINWEIS: Typische Poly(I:C)-Injektionsdosen bei Mäusen liegen zwischen ~5 und 20 mg/kg, aber die optimale Dosis sollte von jedem Forscher empirisch bestimmt werden.
  4. Erhitze den Arbeitsstock (2 mg/mL) bei 65 °C für 10 Minuten, um eine ordnungsgemäße Wiederannealung der doppelsträngigen RNA-Struktur sicherzustellen.
  5. Mischen Sie durch Vortexen oder Pipetten, um sicherzustellen, dass die Lösung vor der Injektion homogen ist.

3. Poly(I:C) injizieren

  1. Am Morgen von E9,5 sollte der Damm gewiegt werden, um die Schwangerschaft zu bestätigen, und mit dem Gewicht das Poly(I:C)-Injektionsvolumen für MIA und 0,9 % Kochsalzinjektionsvolumen für Kontrollgruppen (CON) berechnen. In den beschriebenen Ergebnissen wird eine Dosis von 10 mg/kg mit einem Injektionsvolumen erreicht, das 5 × des Körpergewichts des Tieres entspricht. Injektionen von mehr als dem Zehnfachen des Tiergewichts sollten vermieden werden.
    E9,5 Körpergewicht * 5 = μL Poly(I:C) (bei 2 mg/mL) oder 0,9 % Kochsalzlösung
    HINWEIS: Eine typische Gewichtszunahme von 2–3 Gramm wird zwischen E0,5 und E9,5 erwartet, um auf eine lebensfähige Schwangerschaft hinzuweisen.
  2. Ziehen Sie das entsprechende Volumen der vorbereiteten Poly(I:C)-Arbeitslösung (2 mg/mL) oder Kochsalzlösung in eine sterile Spritze mit 27 oder kleinerem Gauge.
  3. Sichern Sie den Damm richtig, um Schmerzen und Belastungen zu minimieren. Injizieren Sie die Poly(I:C) oder Kochsalzlösung intraperitoneal (IP) im unteren linken oder rechten Quadranten direkt oberhalb der Hüfte oder am zweiten Paar Brustwarzen. Entsorgen Sie Spritzen ordnungsgemäß in einem speziellen Biosicherheitsbehälter. Nimm die Injektionsseite auf, um die Konsistenz im gesamten Jahrgang zu gewährleisten.
  4. Bringt den Damm sofort zurück in seinen Stammkäfig und überwacht auf Anzeichen von Stress. Ergänzen Sie mindestens 24 Stunden nach der Injektion mit Hydrogel, um Dehydrierung durch Krankheitsverhalten zu vermeiden.
  5. Um eine gründliche Dokumentation zu gewährleisten, notieren Sie die Poly(I:C)-Dosierung, μL der injizierten Poly(I:C), Datum/Uhrzeit der Injektion, das Gestationsalter und die Chargenzahl des verwendeten Poly(I:C) (Tabelle 1).

4. Blutabnahme

  1. Drei Stunden nach der Injektion wurden die Mäuse einzeln eine Minute lang beobachtet. Das Vorhandensein eines der folgenden Verhaltensweisen, wie verminderte Aktivität, gekrümmte Haltung, Gesichtsgrimassen oder wässrigen Stuhl, wurde auf einer Dreipunktskala (kein Phänotyp, mild, auffällig) erfasst, und Mäuse mit einem oder mehreren Verhaltensweisen wurden als akut Krankheitsverhalten klassifiziert.
    HINWEIS: In CON-Dämmen sollten keine Krankheitsverhalten beobachtet werden.
  2. Zusätzlich sollten mütterliches Blut sorgfältig von den injizierten Müttern mit einer minimalinvasiven Methode wie Schwanzblutung gesammelt und in den Stammkäfig zurückgeführt werden. Ziel ist es, etwa 50 μL Blut zur Quantifizierung von entzündlichen Zytokinen zu entnehmen.
    HINWEIS: Alle Materialien, die mit Blut in Kontakt kommen, sollten als biologisch gefährlich gelten und mit geeigneter PSA sowie gemäß institutionellen Biosicherheitsrichtlinien entsorgt werden.
  3. Lass das Blut 30 Minuten bei Zimmertemperatur (20-25 °C) gerinnen. Zentrifugiere bei 2.000 x g für 5 Minuten bei Raumtemperatur, um das Serum vom Gerinnsel zu trennen. Die obere, klare Schicht stellt das Serum dar, während die dunkle Kugel unten das Gerinnsel enthält. Sammeln Sie das Serum vorsichtig auf, ohne einen Teil des Gerinnsels zu stören oder einzusaugen. Das Serum kann bei -20 °C gelagert werden, bis es für die nachgelagerte Zytokinanalyse bereit ist.

5. Überwachung der eingespritzten Dämme

  1. Wiegen Sie die Mutter täglich drei Tage nach der Injektion (E10,5, E11,5 und E12,5), um ihre Reaktion auf Poly(I:C) zu überwachen. Es ist üblich, am Tag nach der Poly(I:C)-Injektion (E10,5) einen Gewichtsverlust von bis zu 1 g zu beobachten, gefolgt von einer allmählichen Erholung, wobei das Gewicht typischerweise um E12,5 über dem E9,5-Basisstand liegt.
    HINWEIS: Ein Gewichtsverlust von mehr als 1 g oder das Ausbleiben der Gewichtszunahme bis E12,5 ist typischerweise ein Zeichen für einen verlorenen Wurf.
  2. Für den Rest der Tragzeit sollten die Dämme kontinuierlichen Zugang zu Nahrung, Wasser und Nistmaterialien haben. Zusätzlich sollten Sie den Umgang mit Tieren oder die Bewegung von Käfigen einschränken, da dies zusätzlichen Stress verursachen und die Streutragfähigkeit verringern kann.
  3. Am Tag der erwarteten Geburt (E19,5) werden Wurfergebnisse wie Wurfgröße, Welpenlebensfähigkeit oder kein Wurf angezeigt, was auf eine erfolglose Schwangerschaft hinweist. Entsorgen Sie umgehend alle verstorbenen Welpen und entsorgen Sie sie gemäß den institutionellen Biosicherheits- und IACUC-zugelassenen Richtlinien zur Entsorgung von Tierkadaver.
    HINWEIS: MIA kann kleinere Wurfgrößen haben und Komplikationen bei der Geburt haben, was zu einer verspäteten Geburt auf E20.5 führt.

6. Validierung der Immunantwort

  1. Mit dem nach MIA- und CON-Injektionen gesammelten mütterlichen Serum quantifizieren Sie entzündliche Zytokine wie IL-6 oder TNF-α mittels enzymgebundener Immunsorbent-Assays (ELISA) oder Multiplex-Assays gemäß den Anweisungen des Herstellers. Typische Serumverdünnungen sind 1:100 für MIA-Serum und 1:25 für CON-Serum.
  2. Nach der Quantifizierung werden die Ergebnisse verwendet, um einen repräsentativen Schwellenwert für die MIA-Antwort festzulegen. Der MIA-Schwellenwert ist definiert als mütterliche Serum-IL-6-Antwort von mehr als 1.000 pg/mL (etwa 25 % niedriger als die durchschnittliche MIA-Gruppenantwort), und alle MIA-Dams mit Antworten unterhalb dieser Schwelle werden als niedrige oder Nicht-Responder aus dem Datensatz ausgeschlossen.
    HINWEIS: CON-Dämme sollten sehr niedrige oder nicht nachweisbare Zytokinwerte aufweisen; alle CON-Dams mit Zytokinwerten über 25 % des CON-Gruppendurchschnitts (d. h. 250 pg/mL-Schwelle) sollten ausgeschlossen werden.

7. Statistische Analyse

  1. Führen Sie alle statistischen Analysen mit der R-Statistiksoftware durch. Betrachten Sie den Damm als biologische Einheit in allen Analysen. Definiere statistische Signifikanz als p < 0,05. Präsentieren Sie die Daten als Boxplots, die den Median- und Interquartilbereich (IQR; 25.–75. Perzentile) darstellen, Schnurrhaare reichen bis zu 1,5 × IQR, und die Punkte repräsentieren den einzelnen Damm.
  2. Bewerten Sie die Normalität anhand des Shapiro-Wilk-Tests, um die Auswahl parametrischer oder nichtparametrischer Analysen zu leiten. Vergleiche zwischen zwei unabhängigen Gruppen mit ungepaarten, beidseitigen t-Tests (normal) oder Wilcoxon-Rangsummentests (nicht-normal) durchführen, je nachdem. Analysieren Sie gepaarte Messungen innerhalb derselben Tiere (d. h. Gewichte) mit gepaarten t-Tests (normal) oder Wilcoxon-Zeichen-Rang-Tests (nicht-normal). Führen Sie Ein-Stichprobe-Tests gegen einen Mittelwert von null durch, um die relative Gewichtszunahme über die Embryonaltage hinweg zu bewerten.
  3. Bewerten Sie die Beziehung zwischen den Niveaus des maternelen Serums IL-6 und TNF-α anhand der Spearman-Rangkorrelation. Verwenden Sie Fishers exakten Test, um den Anteil erfolgreicher Würfe zwischen Anbietern und Poly(I:C)-Formulierungen zu vergleichen. Siehe die detaillierte statistische Zusammenfassung in der ergänzenden Tabelle 1 sowie den Analysecode auf GitHub (https://hayes-lab.github.io/2026_Camfield_JoVE/).

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Ergebnisse

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Nach der Verabreichung von Poly(I:C) oder Kochsalzlösung bei E9,5 wurden maternelle Serumzytokine bewertet, um die Effizienz und Robustheit der MIA-Induktion zu bewerten (Abbildung 2). MIA-Dämme zeigten signifikant erhöhte Interleukin-6 (IL-6)-Spiegel im Vergleich zu CON-Dämmen (Abbildung 2A). Zusätzlich ermöglichte die Bewertung der IL-6-Werte den Ausschluss von MIA-Dämmen, die die vordefinierte Schwelle von 1.000 pg/ml nicht e...

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Diskussion

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In diesem Protokoll haben wir Checkpoints eingerichtet, um die Effizienz, Robustheit und Reproduzierbarkeit des frühgestationalen maternlen Immunaktivierungsmodells (MIA) zu erhöhen, wobei wir uns auf mütterliche Zytokinantworten, Gewichtsverläufe und experimentelle Variablen konzentrieren, die Schwangerschaftsergebnisse beeinflussen. Unsere Ergebnisse zeigen, dass MIA variable mütterliche Immunantworten auslöst, wobei IL-6 als zuverlässiger Biomarker zur Identifizierung von Dammen mit s...

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Offenlegungen

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Die Autoren haben keine Interessenkonflikte, die offengelegt werden müssen.

Danksagungen

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Die Forschung wurde großzügig durch einen K01 des NIH (K01AG087810), einen Burroughs Wellcome Fund Next Gen Schwangerschaftsinitiative (1266845) und einen COBRE-Pilotzuschuss (P20GM134973) finanziert. Abbildung 1 wurde mit BioRender.com erstellt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
TierwaageKent ScientificSCL-4000Zum Wiegen von Mäusen
BD Lo-Dose U-100 Insulinspritzen - 28GFisher Scientific14-826-79Für PIC, intraperitoneale Injektion
C57BL/6J weibliche MäuseThe Jackson Laboratory00066410-12 Wochen alte, jungfräuliche Weibchen
C57BL/6J männliche Mäuse The Jackson Laboratory000664Zuchtmännchen
C57BL/6NCrl weibliche MäuseCharles River Laboratories02710-12 Wochen alte, jungfräuliche Weibchen
Zentrifuge (24-Plätze Laborstandard)Eppendorf5425 RBlut zentrifugieren, um Serum zu sammeln
Datendokumentationsplattform Airtable, Microsoft Excel, etc.Erstellen von Aufzeichnungen wichtiger Daten, wie Gewichte, Zeitpunkt der Injektion, etc. (Tabelle 1)
Digitales Trockenbad - Ein BlockMedicus Health5277M1Verwenden zum Erhitzen von PIC vor der Injektion
Eppendorf-Röhrchen - 1,5 mLEppendorf30123611Verwenden beim Verdünnen von PIC zu Lager- und Arbeitskonzentrationen
Fisherbrand GazeschwämmeFisher ScientificMSD-1400250Verwenden zum Stoppen von Blutungen des Schwanzes nach der Blutentnahme
Fisherbrand kleiner Sondenstift 6 ZollFisher Scientific13-820-026Verwenden zum Verschließen
HydroGelClear H2070-01-5022Ergänzung nach Injektionen
Mouse IL-6 unbeschichtetes ELISA-KitThermo Fisher Scientific88-7064-88Quantifizierung von IL-6-Spiegeln im mütterlichen Serum
Nalgene Polypropylen Griffin niedrige Form PlastikbecherThermo Fisher Scientific1201-1000PKMäuse in Becher zum Wiegen legen
Poly(I:C) (LMW)Invivogentlrl-picwPIC (LMW) für MIA-Injektion
Polyinosinsäure–Polycytidinsäure-NatriumsalzSigmaP9582PIC (Sigma) für MIA-Injektion
Skalpellklingen, #22, 10er-PackHome Science ToolsDE-SC22BLDVerwenden zum Abschneiden des Schwanzendes für die Blutentnahme
Natriumchlorid 0,9% (Normale Kochsalzlösung), USP, Sterile Qualität, Cytiva HycloneCytivaZ1376Injizieren zur Erzeugung von Kontrollmäusen
Schwanzstumpf-PlattformBraintree Scientific, Inc.IL-200Richtiges Zurückhalten der Mäuse während des Schwanzblutens
Vortex-Genie 2Scientific Industries, Inc.SI-0236PIC nach der Verdünnung im Vortex mischen

Referenzen

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  1. Taylor, M. J., et al. Association of Genetic Risk Factors for Psychiatric Disorders and Traits of These Disorders in a Swedish Population Twin Sample. JAMA Psychiatry. 76, 280-289 (2019).
  2. Azidane, S., et al. Identification of novel driver risk genes in CNV loci associated with neurodevelopmental disorders. Hum. Genet. Genomics Adv. 5, (2024).
  3. Price, K. M., et al. Hypothesis-driven genome-wide association studies provide novel insights into genetics of reading disabilities. Transl. Psychiatry. 12, 495(2022).
  4. Ripke, S., et al. Genome-wide association analysis identifies 13 new risk loci for schizophrenia. Nat. Genet. 45, 1150-1159 (2013).
  5. Talkowski, M. E., et al. Sequencing chromosomal abnormalities reveals neurodevelopmental loci that confer risk across diagnostic boundaries. Cell. 149, 525-537 (2012).
  6. Sanders, S. J., et al. Insights into Autism Spectrum Disorder Genomic Architecture and Biology from 71 Risk Loci. Neuron. 87, 1215-1233 (2015).
  7. Han, V. X., et al. Maternal acute and chronic inflammation in pregnancy is associated with common neurodevelopmental disorders: a systematic review. Transl. Psychiatry. 11, 71(2021).
  8. Barr, C. E., Mednick, S. A., Munk-Jorgensen, P. Exposure to influenza epidemics during gestation and adult schizophrenia. A 40-year study. Arch. Gen. Psychiatry. 47, 869-874 (1990).
  9. Brown, A. S. Epidemiologic studies of exposure to prenatal infection and risk of schizophrenia and autism. Dev. Neurobiol. 72, 1272-1276 (2012).
  10. Meyer, U. Sources and Translational Relevance of Heterogeneity in Maternal Immune Activation Models. Curr. Top. Behav. Neurosci. 61, 71-91 (2023).
  11. Mueller, F. S., Polesel, M., Richetto, J., Meyer, U., Weber-Stadlbauer, U. Mouse models of maternal immune activation: Mind your caging system. Brain. Behav. Immun. 73, 643-660 (2018).
  12. Kentner, A. C., et al. Maternal immune activation: reporting guidelines to improve the rigor, reproducibility, and transparency of the model. Neuropsychopharmacology. 44, 245-258 (2019).
  13. Schaer, R., Mueller, F. S., Notter, T., Weber-Stadlbauer, U., Meyer, U. Intrauterine position effects in a mouse model of maternal immune activation. Brain. Behav. Immun. 120, 391-402 (2024).
  14. Mueller, F. S., et al. Influence of poly(I:C) variability on thermoregulation, immune responses and pregnancy outcomes in mouse models of maternal immune activation. Brain. Behav. Immun. 80, 406-418 (2019).
  15. Carloni, E., Ramos, A., Hayes, L. N. Developmental Stressors Induce Innate Immune Memory in Microglia and Contribute to Disease Risk. Int. J. Mol. Sci. 22, 13035(2021).
  16. Smolders, S., Notter, T., Smolders, S. M. T., Rigo, J. -M., Brône, B. Controversies and prospects about microglia in maternal immune activation models for neurodevelopmental disorders. Brain. Behav. Immun. 73, 51-65 (2018).
  17. Mueller, F. S., et al. neuroanatomical, and molecular correlates of resilience and susceptibility to maternal immune activation. Mol. Psychiatry. 26, 396-410 (2021).
  18. Meyer, U. Prenatal poly(i:C) exposure and other developmental immune activation models in rodent systems. Biol. Psychiatry. 75, 307-315 (2014).
  19. Guma, E., et al. Differential effects of early or late exposure to prenatal maternal immune activation on mouse embryonic neurodevelopment. Proc. Natl. Acad. Sci. 119, e2114545119(2022).
  20. Guma, E., et al. Early or Late Gestational Exposure to Maternal Immune Activation Alters Neurodevelopmental Trajectories in Mice: An Integrated Neuroimaging, Behavioral, and Transcriptional Study. Biol. Psychiatry. 90, 328-341 (2021).
  21. Smith, S. E. P., Li, J., Garbett, K., Mirnics, K., Patterson, P. H. Maternal Immune Activation Alters Fetal Brain Development through Interleukin-6. J. Neurosci. 27, 10695-10702 (2007).
  22. Haddad, F. L., Patel, S. V., Schmid, S. Maternal Immune Activation by Poly I:C as a preclinical Model for Neurodevelopmental Disorders: A focus on Autism and Schizophrenia. Neurosci. Biobehav. Rev. 113, 546-567 (2020).
  23. Gzielo, K., et al. The Effect of Maternal Immune Activation on Social Play-Induced Ultrasonic Vocalization in Rats. Brain Sci. 11, 344(2021).
  24. Tillmann, K. E., et al. Differential effects of purified low molecular weight Poly(I:C) in the maternal immune activation model depend on the laboratory environment. Transl. Psychiatry. 14, 300(2024).
  25. Lipina, T. V., Zai, C., Hlousek, D., Roder, J. C., Wong, A. H. C. Maternal immune activation during gestation interacts with Disc1 point mutation to exacerbate schizophrenia-related behaviors in mice. J. Neurosci. Off. J. Soc. Neurosci. 33, 7654-7666 (2013).
  26. Haddad, F. L., De Oliveira, C., Schmid, S. Investigating behavioral phenotypes related to autism spectrum disorder in a gene-environment interaction model of Cntnap2 deficiency and Poly I:C maternal immune activation. Front. Neurosci. 17, 1160243(2023).
  27. Möhrle, D., et al. Characterizing maternal isolation-induced ultrasonic vocalizations in a gene-environment interaction rat model for autism. Genes Brain Behav. 22, e12841(2023).
  28. Atanasova, E., et al. Immune activation during pregnancy exacerbates ASD-related alterations in Shank3-deficient mice. Mol. Autism. 14, 1(2023).
  29. Abazyan, B., et al. Prenatal Interaction of Mutant DISC1 and Immune Activation Produces Adult Psychopathology. Biol. Psychiatry. 68, 1172-1181 (2010).
  30. Capellán, R., et al. Interaction between maternal immune activation and peripubertal stress in rats: impact on cocaine addiction-like behaviour, morphofunctional brain parameters and striatal transcriptome. Transl. Psychiatry. 13, 84(2023).
  31. Zhao, Q., et al. Microglia-mediated neurogenesis is linked to cognitive deficits in a two-hit model of maternal immune activation and juvenile stress. Brain. Behav. Immun. 129, 649-661 (2025).
  32. Guma, E., et al. Investigating the "two-hit hypothesis": Effects of prenatal maternal immune activation and adolescent cannabis use on neurodevelopment in mice. Prog. Neuropsychopharmacol. Biol. Psychiatry. 120, 110642(2023).
  33. Behringer, R., Gertsenstein, M., Nagy, K. V., Nagy, A. Selecting Female Mice in Estrus and Checking Plugs. 2016, Cold Spring Harb. Protoc. (2016).
  34. Urakubo, A., Jarskog, L. F., Lieberman, J. A., Gilmore, J. H. Prenatal exposure to maternal infection alters cytokine expression in the placenta, amniotic fluid, and fetal brain. Schizophr. Res. 47, 27-36 (2001).
  35. Solek, C. M., Farooqi, N., Verly, M., Lim, T. K., Ruthazer, E. S. Maternal immune activation in neurodevelopmental disorders. Dev. Dyn. Off. Publ. Am. Assoc. Anat. 247, 588-619 (2018).
  36. Ozaki, K., et al. Maternal immune activation induces sustained changes in fetal microglia motility. Sci. Rep. 10, 21378(2020).
  37. Kim, S., et al. Maternal gut bacteria promote neurodevelopmental abnormalities in mouse offspring. Nature. 549, 528-532 (2017).
  38. Sal-Sarria, S., Conejo, N. M., González-Pardo, H. Maternal immune activation and its multifaceted effects on learning and memory in rodent offspring: A systematic review. Neurosci. Biobehav. Rev. 164, 105844(2024).
  39. Martín-Guerrero, S. M., et al. Maternal immune activation imprints translational dysregulation and differential MAP2 phosphorylation in descendant neural stem cells. Mol. Psychiatry. 30, 2994-3007 (2025).
  40. Yu, D., et al. Microglial GPR56 is the molecular target of maternal immune activation-induced parvalbumin-positive interneuron deficits. Sci. Adv. 8, eabm2545(2022).
  41. Hayes, L. N., et al. Prenatal immune stress blunts microglia reactivity, impairing neurocircuitry. Nature. 610, 327-334 (2022).

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