Methodenartikel

Gehirn- und Darmdissektion in Oberflächenfisch- und Höhlenfischpopulationen von Astyanax mexicanus

DOI:

10.3791/70412

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24. Februar 2026

 ,  ,  ,  , 
1Department of Anatomy and Neurobiology, UPR- Medical Sciences Campus, 2Molecular Sciences Research Center

In diesem Artikel

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hier präsentieren wir ein Protokoll zur Zerlegung und Extraktion ganzer Gehirn- und Darmkomponenten von oberflächen- und höhlenadaptierten Morphotypen von Astyanax mexicanus. Dieses Protokoll kann für nachgelagerte Anwendungen angepasst werden, einschließlich Transkriptomik, Metabolomik und Analyse von Darmmikrobiota.

Zusammenfassung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Teleostfische werden verwendet, um eine breite Palette von Forschungsfragen zu beantworten, die von der Entwicklung über Genetik und Neurowissenschaften bis hin zu den Komplexitäten der Darm-Hirn-Achse und sogar in einem weiteren Kontext der Darm-Gehirn-Leber-Achse reichen, um die Komplexität der Darm-Hirn-Leber-Achse zu verstehen. Der mexikanische Tetra, Astyanax mexicanus, wird zunehmend in vergleichenden und entwicklungsbedingten Evolutionsrahmen eingesetzt, da morphologisch und physiologisch unterschiedliche Morphotypen vorhanden sind, darunter flusslebende Oberflächenfische und höhlenangepasste, blinde Höhlenfische. Die Anpassung an Höhlenlebensräume ist mit Veränderungen morphologischer Merkmale, Verhaltensmerkmale und der Vielfalt der Darmmikrobiota verbunden, die auch unter Laborbedingungen zu finden sind. Dies hat die Möglichkeit eröffnet, Fragen zu den Wechselwirkungen zwischen dem Mikrobiom, der Stoffwechselaktivität, neuronaler Anpassung und komplexen Verhaltensausgaben zu stellen. Diese Interaktionen können nun durch Whole-Brain Mapping-Studien mit freigegebenen Gehirnen und Darmmikrobiota-Sequenzierung untersucht werden, um bakterielle Vielfalt im Zusammenhang mit oberflächen- und höhlenadaptierten Phänotypen zu erkennen. Die meisten dieser Studien würden jedoch von intakten, sorgfältig dissektionierten und konservierten ganzen Organen und Geweben profitieren, die eine Nachbearbeitung in nachgelagerten Anwendungen ermöglichen. Dieses Protokoll beschreibt eine Schritt-für-Schritt-Methode zur Gehirn- und Darmdissektion, bei der das gesamte Gehirn und die Bauchorgane entfernt und für Oberflächenfisch- und Höhlenfischmorphotypen isoliert werden.

Einleitung

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tiermodelle, einschließlich Wirbeltierfische, sind entscheidende Werkzeuge zur Modellierung biologischer Phänomene und komplexer Pathologien in relativ einfacheren, zugänglichen Systemen. Zum Beispiel ist der Zebrafisch, Danio rerio, eines der am weitesten verbreiteten Teleost-Fischmodelle, mit einer Vielzahl von Methoden, die zur Untersuchung ihrer Entwicklung, Genetik, Physiologie und Verhalten angewandt werden – mit erheblichem Einfluss in den biomedizinischen und neurobehavioralen Wissenschaften 1,2,3,4,5,6,7,8 . Ein großer Vorteil der heutigen Verwendung von Zebrafischen ist die Verfügbarkeit zahlreicher Methoden zur Untersuchung der Organ- und Gewebehistologie sowie -pathologie in funktionsverlustigen Mutantenlinien, für die es Schritt-für-Schritt-Dissektionsprotokolle gibt, 3,9,10.

Allerdings sind in den letzten Jahrzehnten eine Reihe weiterer Teleost-Fischmodelle im Aufstieg, die sich eignen, um andere Arten von Fragen zu stellen, darunter solche innerhalb der Evolutionsbiologie 11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21, biologische Mechanismen, die dem Altern zugrunde liegen,2,22, Toxikologie23,24 und andere 25,26. Ein Beispiel hierfür ist der mexikanische Tetra, Astyanax mexicanus, ein Teleostfisch aus Nordostmexiko, mit ursprünglichen Populationen von flussbewohnenden Oberflächenfischen und über 30 Populationen blinder, höhlenlebender Höhlenfische (Abbildung 1)12.

Höhlenfische haben eine Reihe morphologischer Merkmale angeeignet, darunter Augenverlust12,27, Pigmentverlust28, Erweiterung der Sinnessysteme 17,29,30 und erhöhte Fettspeicherung 12,31, die es ihnen ermöglichten, in feindlichen Höhlenlebensräumen zu überleben. Diese Fische haben außerdem eine Reihe von Verhaltensmerkmalen übernommen, darunter Schlafreduktionvon 19,20, Angst32, Schwarmbildung33 und Aggression 13,18,19,20,29,34,35,36,37, im Vergleich zu ihren Vorfahren an der Oberfläche vergleichbar. Die Anpassung der meisten dieser Merkmale resultierte höchstwahrscheinlich aus einer Kombination aus genetischer Variation und Umweltdruck 35,36,28, zu denen auch Lebensraumunterschiede zwischen den Flüssen und Höhlen gehören. Ein zunehmend nützliches Modell, um Fragen zum Einfluss genetischer Variation auf morphologische und verhaltensbezogene Anpassung zu stellen 16,18,19,20,35,38,39 und neuerdings auf die Vielfalt der Darmmikrobiota 14,15, Fragen, die die Sammlung von Organen wie Gehirn, Darm, Leber und anderen erfordern könnten, besteht ein standardisiertes Protokoll zur groben Anatomie-Dissektion, das von der gesamten Gemeinschaft verwendet werden kann. Obwohl Ganzhirndissektionen und Organdissektionen bei A. mexicanus bereits zuvor durchgeführt wurden, fehlt es an einer umfassenden, zentralen Methode, die es ermöglicht, zu verstehen, wie diese Arten von Dissektionen zeiteffizient durchgeführt werden können, was für viele Projekte entscheidend ist, einschließlich solcher, die Proben für Metabolomics40 und Metagenomics41 erfordern, oder Ganzorganbildgebung16,38. Unser Ziel ist es, die Fehlerbehebungshürde beim Zugang zu Organen in diesem Modell für die Nachbearbeitung zu beseitigen, sodass Nutzer in der Community sich nahtlos auf ihre Forschung konzentrieren können.

In diesem Protokoll skizzieren wir eine Schritt-für-Schritt-Methode zur Gehirn- und Magen-Darm-Dissektion bei erwachsenen Oberflächenfischen und Pachón-Höhlenfischen der Art Astyanax mexicanus. Diese Methodik kann an verschiedene nachgelagerte Protokolle angepasst werden, darunter solche, die mit dem Darmmikrobiom verbunden sind, Gewebemetabolomik und der Gehirnreinigung für die Ganzhirnbildgebung mit einem Lichtblattmikroskop. Diese Technik lässt sich auch für die gleichzeitige Anwendung auf dasselbe Exemplar anpassen.

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Protokoll

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dieses Protokoll wird gemäß den von der IACUC genehmigten Protokollen 2024-0004 und A790125 am Zentrum für Molekulare Wissenschaften und dem Campus für Medizinische Wissenschaften der Universität von Puerto Rico durchgeführt.

1. Vorbereitung vor der Dissektion

  1. Wenn Sie eine Sylgard-Petri-(SP)-Schale zum Zerlegen verwenden, achten Sie darauf, dass sie vor dem Eingriff vorbereitet ist, wobei berücksichtigt werden kann, dass es einige Tage dauern kann, bis sie fest sind.
  2. Um ein SP-Gericht zuzubereiten, verwenden Sie Sylgard 184 und Elastomer 184 im Verhältnis 10:1. Mische 200 g Sylgard 184 Basis mit 20 g Elastomer in einem Einwegbecher. Gießen Sie in Petrischalen auf etwa ein Drittel bis zur Hälfte der Tiefe. Klopfen Sie auf die Schale, um Blasen zu entfernen und den Deckel zu verschließen. Stellen Sie sicher, dass die Schalen gefüllt und auf einer ebenen Fläche stehen. Lassen Sie mindestens eine Wocheund 42 Jahre aushärten.
    HINWEIS: Wenn Sie Proben für 16s rRNA-Sequenzierung oder Metagenomik sammeln, sollten Sie auf SP-Schüsseln verzichten. Verwenden Sie stattdessen sterilisierte, einmalige Petriplatten und folgen Sie der aseptischen Technik unter einer laminaren Flusshaube. Bei aseptischer Technik wird empfohlen, die laminare Flusshaube mit 70 % Ethanol, einem keimtötenden Waschmittel, zu reinigen und die Haube idealerweise 15 Minuten lang einer keimtötenden ultravioletten C-Lampe auszusetzen. Dies sollte vor dem Platzieren desinfizierter und autoklavierter Materialien/Werkzeuge in die laminare Flusshaube geschehen.
  3. Stellen Sie ein Dissektionsmikroskop mit Papiertüchern auf beiden Seiten auf. Bestimmen Sie eine Seite für die Abfalllagerung (z. B. überschüssiges Organgewebe) und die andere Seite für das Platzieren sterilisierter Dissektionswerkzeuge. Schneiden Sie kleine Stücke Papiertuch, um Werkzeuge zwischen den Sektionen zu reinigen.
  4. Bereiten Sie 1 PBS vor und bewahren Sie es in einer kalten Eisllamm auf und bereit, falls es zur Reinigung von Bereichen oder Proben für bessere Sicht benötigt wird. Je nach Protokoll sollten Sie 1PBS nicht verwenden.
    HINWEIS: Es wird beispielsweise empfohlen, es nicht zu verwenden, wenn man Proben für Metagenom-Sequenzierung43 entnimmt. Bei der Verwendung von 1 PBS bei diesem Ansatz wird empfohlen, eine 1PBS-Probe zur Sequenzierung zu entnehmen, um auf mögliche Kontamination zu screenen.
  5. Stellen Sie die SP (oder eine Einmal-sterilisierte Petrischale) unter das Mikroskop und achten Sie darauf, alle Werkzeuge griffbereit zu haben (Sezierungsset, Mikrozentrifugenröhren zur Gewebeentnahme auf Eis usw.).
  6. Legen Sie 1 PBS- und beschriftete Mikrozentrifugenröhrchen in einen nahegelegenen Eisbehälter. Habe einen Plastiktropfen in der Hand für 1 PBS.
  7. Richte eine Fisch-Euthanasiestation in der Nähe ein. Bereiten Sie ein Eisbad vor, indem Sie Eisschlamm in ein Aquarium mit einem Kunststoffgitter legen und es dann mit Fischwasser (aus dem Heimatsystem oder Heimbecken) füllen.
    HINWEIS: MS-222 kann ebenfalls verwendet werden, abhängig von nachgelagerten Protokollen (Beispiel-Nachbearbeitungsanforderungen).

2. Gehirndissektion bei erwachsenen Oberflächenfischen und Höhlenfischen

  1. Fische in einem Eisschlamm eingeschläfert. Achte darauf, dass keine Bewegung stattfindet, und der Fisch sinkt auf den Boden, ohne dass sich operkulär bewegt. Die Zeit hängt von der Größe ab. Größere Fische brauchen länger, um die operuläre Bewegung zu beenden.
    HINWEIS: Jungfische benötigen etwa 2–5 Minuten für das Stoppen der operkulären Bewegung (Euthanasie), während erwachsene und große Fische etwa 10–15 Minuten benötigen. Es gibt Morphotyp-basierte Unterschiede. Einige Höhlenfischpopulationen benötigen länger als Oberflächenfische für Anästhesie/Euthanasie. Pflege- und experimentelle Protokolle empfehlen die Validierung von Anästhesie- und Euthanasieverfahren in verschiedenen Populationen, da die Reaktionen zwischen Morphen und Populationen variieren können11.
  2. Führe die Fische in eine SP (oder eine Einweg-sterilisierte Petrischüssel in der Haube) und bade mit einem Tropfen mit eiskalten 1x PBS (Abbildung 1).
  3. Lösen Sie den Kopf vom Körper, indem Sie mit einem Skalpell etwa 2 mm hinter den Kiemen schneiden (Abbildung 2). Dies schützt einen Teil des Mittelhirns und ermöglicht die Manipulation des Gehirns nach der Zerlegung, ohne Schaden zu verursachen. Bringen Sie den Körper mit einem Papiertuch in Richtung Abfallbereich und legen Sie ihn dann in einen Biohazard-Beutel im Biohazard-Abfallbehälter zur Entsorgung.
  4. Mit einer feinen Zange oder einem Hämostat sollten Sie den hinteren Teil des Fischkopfes gut greifen. Mit einer Mikro-Schere wird durch die Mundränder zum Hinterkopf und den Kiemen geschnitten (Abbildung 3).
  5. Wiederhole das auf der anderen Seite. Entfernen Sie den Unterkiefer und reinigen Sie dann die Unterseite gründlich mit einer zweiten feinen oder ultrafeinen Pinzette.
    HINWEIS: Folgen Sie der inneren Kontur der Kiemen.
  6. Zu diesem Zeitpunkt halten Sie den Kopf des Fisches fest mit einem Hämostat oder fixieren Sie ihn mit einem T-Pin an die SP (falls verwendet), vorsichtig an der Mundspitze.
  7. Trennen Sie beide Augen mit einer ultrafeinen Pinzette oder einer Schere. Führen Sie die Spitze in den Rand des Auges ein und ziehen Sie das Auge dann vorsichtig heraus oder schneiden Sie es heraus (Abbildung 4).
    HINWEIS: Gilt nicht für Höhlenfische (Haut vom Augenbereich abkratzen).
  8. Kratze eine sagittale Linie oben am Kopf, die zwischen den Augen von vorne nach hinten verläuft und den Kopf in links und rechts teilt. Anschließend schneiden Sie mit der Mikroschere flach durch die Linie (Abbildung 5).
  9. Mit einer feinen Pinzette beginnen Sie vorsichtig, die beiden Seiten des Kopfes zu ziehen, wobei Sie besonders darauf achten, das darunterliegende Gehirn, das unter dem Bindegewebe eingebettet ist, nicht zu brechen. Sobald das Gehirn sichtbar ist, lösen Sie mit der Spitze einer superfeinen Pinzette das Gehirn vom Schädel ab (Abbildung 6).
    1. Vermeiden Sie es, das Gehirn zu zerquetschen, indem Sie mit einer Pinzette herausziehen. Halten Sie es stattdessen am Hinterhirn oder am Rückenmark, wenn noch ein Rest davon vorhanden ist, um die Integrität zu bewahren.
    2. Wenn das Gehirn noch auf einer Seite des Kopfes sitzt, verwenden Sie die ultrafeine Pinzette, um es vorsichtig vom Bettschädel zu lösen, indem Sie die Spitzen vorsichtig hinter das Gehirn einführen und vorsichtig anheben. Vermeiden Sie jederzeit das Ziehen, da dies das Ziehen beschädigen könnte.
  10. Sobald das Gehirn entnommen ist, reinigen Sie vorsichtig mit ultrafeiner Pinzette, wobei Fett oder umliegendes Gewebe entfernt werden. Platziere sie in ein Mikrozentrifugenrohr oder eine geeignete Lagerung für das nachgelagerte Protokoll. An diesem Punkt erhalten Sie das gesamte Gehirn oder sammeln Sie Unterregionen des Gehirns (z. B. Telenzephalon, optisches Tectum, Riechbulben) (Abbildung 7).
  11. Telenzephalon-Isolierung: Um das Telenzephalon zu extrahieren, kneifen Sie an der Basis zwischen Telenzephalon und Optikus mit ultrafeinen Zangen und trennen Sie das Telenzephalon vom restlichen Gehirn. Übertrage in das entsprechende Speicherrohr.
  12. Bei der Verwendung für Metagenomik wird gesammelte Proben in flüssigem Stickstoff mit Schnelleinfrieren durchgeführt und bei -80 °C gelagert. Tun Sie dies, indem Sie das Mikrozentrifugenrohr für 5 Sekunden in flüssigen Stickstoff tauchen.

Abbildung 1
Abbildung 1: Astyanax mexicanus-Morphotypen . (A) Oberflächenfisch. (B) Pachón-Höhlenfisch. Maßstabsleiste: 10 mm Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 2
Abbildung 2: Ablösung des Kopfes. (A) Oberflächenfische. (B) Pachón-Höhlenfisch Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 3
Abbildung 3: Entfernung des Kiefers von einem abgetrennten Fischkopf. (A) Oberflächenfische. (B) Pachón-Höhlenfisch Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 4
Abbildung 4: Entfernung des Auges aus einem abgetrennten Fischkopf. Bei Höhlenfischen kann das Abkratzen des Bereichs durchgeführt werden, um das Gewebe zu verdünnen. (A) Oberflächenfisch. (B) Pachón-Höhlenfisch Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 5
Abbildung 5: Sagittalschnitt durch die obere Seite des Fischkopfes. (A) Oberflächenfisch. (B) Pachón-Höhlenfisch. Maßstabsleiste: 5 mm Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur anzusehen.

Abbildung 6
Abbildung 6: Trennung der seitlichen Teile des Kopfes und Freilegung des Gehirns innerhalb der Schädelhöhle. (A) Oberflächenfische. (B) Pachón-Höhlenfisch. (C,D) Entfernung des Gehirns aus dem Schädelbett. Maßstabsleiste: 5 mm Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur anzusehen.

Abbildung 7
Abbildung 7: A. mexicanus regionale Gehirnanatomie. (A) Oberflächenfisch. (B) Pachón-Höhlenfisch. Maßstabsleiste: 5 mm Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Figur anzusehen.

3. Darmdissektion bei erwachsenen Oberflächenfischen und Höhlenfischen

  1. Folgen Sie der oben beschriebenen Methode für die Euthanasie.
  2. Tupfen Sie den Fisch mit einem fusselfreien Tuch trocken, bevor Sie ihn auf eine saubere SP legen und mit der Tropfe mit eiskalten 1 PBS (oder Systemwasser, je nach nachgeschalteter Anwendung) abdecken, um das Gewebe feucht zu halten.
  3. Sichern Sie den Fisch am SP (falls verwendet) mit T-Pins.
    1. Wenn kein SP verwendet wird, reicht ein Hämostat, der beim Schneiden fest nach vorne am Mund greift. Setzen Sie die Nadel vorne in die Augenhöhle (gilt auch für Höhlenfische) und stellen Sie sicher, dass sie den SP erreicht.
    2. Nach hinten durch den Schwanz zur Platte gesteckt. Stellen Sie sicher, dass der Fisch während des Eingriffs still bleibt.
      HINWEIS: Wenn man an derselben Proben wie die Gehirndissektion eine gastrointestinale Dissektion vornimmt, enthaupten Sie schnell mit einem Skalpell, bevor Sie mit der Dissektion beginnen und den Fisch an der Platte festnageln. Machen Sie einen diagonal vorne verlaufenden Schnitt hinter dem Operculum, der die Oberseite des Kopfes erhält und den Darm umgeht. Idealerweise sollte man Kopf und Körper aufteilen und zwei erfahrene Dissektoren an jedem arbeiten, um Zeit zu sparen. Der vordere Stift kann nach der Enthauptung am obersten vorderen Teil des Körpers platziert werden, während der hintere Stift an derselben Stelle verbleibt (Abbildung 8).
  4. Mit einer Dissektions-Mikroschere schneiden Sie die Haut und den darunterliegenden Muskel entlang der ventralen Mittellinie von der Afterflosse/Anus bis zum Operkulum (der harten Kiemenbedeckung) in einer halbkreisförmigen Linie, die der Unterseitenkurve des Fisches folgt (Abbildung 9).
  5. Entfernen Sie das Operculum und die Brustflosse mit der Mikroschere und der feinen Pinzette.
    HINWEIS: Dieser Schritt hilft, die Hautentfernung effizienter zu machen, kann jedoch die Dissektion verlangsamen und je nach Bedarf übersprungen werden.
  6. Schneiden Sie die Haut und den darunterliegenden Muskel oberhalb von der Afterflosse ab und schneiden Sie dann vorne in Richtung der Kiemen, wobei der ventrale Schnitt bei Bedarf verlängert wird (Abbildung 10). Das schafft letztlich ein Fenster.
  7. Öffnen Sie den Schnitt mit Hilfe einer feinen Pinzette, um die Körperhöhle freizulegen. Verwenden Sie die feine Pinzette, um die Haut zu greifen, und heben Sie sie vorsichtig an, um sie zu entfernen (Abbildung 11).
  8. Schneiden Sie sowohl die vorderen als auch die hinteren Ansätze des Darms durch und entfernen Sie vorsichtig alle inneren Organe – entfernen Sie das Magen-Darm-System aus dem Körper und legen Sie es auf eine saubere Stelle der SP (oder einmal-sterilisierte, sterilisierte Petrischale) (Abbildung 12 und Abbildung 13).
  9. Zuerst trennen Sie die Leber mit der ultrafeinen Zange von den übrigen Bauchorganen. Wenn die Leber isoliert wird, werden sie in ein Mikrozentrifugenrohr gelegt oder eine geeignete Speichermethode entsprechend dem nachgelagerten Protokoll oder Bedarf verwendet. Dehnen Sie vorsichtig den Darm und identifizieren Sie die Bauch- sowie Mittel- und Hinterdarmbereiche (Abbildung 14).
  10. Lösen Sie den Magen vom Mittel- und Hinterdarm.
  11. Halte die vorderen und hinteren Enden des Mittel- und Hinterdarms mit einer feinen Pinzette und dehne ihn vorsichtig aus, um ihn auf seine gesamte Länge zu verlängern.
  12. Sammeln Sie Gewebe in einem Mikrozentrifugenröhrchen und lagern Sie es entsprechend.
  13. Bei der Verwendung für Metagenomik wird gesammelte Proben in flüssigem Stickstoff mit Schnelleinfrieren durchgeführt und bei -80 °C gelagert. Dies geschieht, indem das Mikrozentrifugenrohr für 5 Sekunden in flüssigen Stickstoff getaucht wird.

Abbildung 8
Abbildung 8: Pin-Platzierung für gastrointestinale Dissektion. (A) Oberflächenfisch. (B) Pachón-Höhlenfisch Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 9
Abbildung 9: Unterseitenschnitt bis vor der Dissektion. (A) Oberflächenfisch. (B) Pachón-Höhlenfisch Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 10
Abbildung 10: Entfernung des Operkulums und Entstehung eines Fensters. (A) Oberflächenfisch. (B) Pachón-Höhlenfisch Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 11
Abbildung 11: Entfernung oberflächlicher lateraler Haut und Muskeln. (A) Oberflächenfische. (B) Pachón-Höhlenfisch Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 12
Abbildung 12: Organe in situ in der Körperhöhle der adulten Fische nach Entfernung von Muskel und Haut. (A) Weibliche Oberflächenfische mit freiliegender Bauchhöhle und entfernten Eiern, um Organe freizulegen. (B) Männliche Oberflächenfische mit freiliegender Bauchhöhle und freiliegenden Organen. (C) Weiblicher Pachón-Höhlenfisch mit freiliegender Bauchhöhle und entfernten Eiern, um Organe freizulegen. (D) Männlicher Pachón-Höhlenfisch mit Bauchhöhle und Organen. Schwarze Pfeile zeigen auf den Bereich, in dem sich das Magen-Darm-Bündel befindet. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

Abbildung 13
Abbildung 13: Magen-Darm-Bündel aus der Körperhöhle des Fisches entfernt. (A) Oberflächenfisch. (B) Pachón-Höhlenfisch. Maßstabsleiste: 10 mm Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

Abbildung 14
Abbildung 14: Isolierte Magen-Darm-Organe von Oberflächenfischen und Höhlenfischen. (A) Oberflächenfisch. (B) Pachón-Höhlenfisch. Maßstabsleiste: 10 mm Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.

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Ergebnisse

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Nach diesem Protokoll wurden Gehirn- und Darminhalte extrahiert und Messungen der Länge des vollständigen Darms, des Telencephalon und des optischen Tectums durchgeführt und zwischen Oberflächenfischen und Höhlenfischmorphotypen verglichen (Abbildung 15). Wir verwendeten unabhängige Welch-t-Tests für statistische Vergleiche, mit einer Stichprobengröße von n = 6 Oberflächenfischen und n = 6 Pachón-Höhlenfischen. Oberflächenfische hatten deutlich größere optische Tectum-Dimensionen al...

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Diskussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Die zunehmende Relevanz von A. mexicanus als Forschungsmodell in verschiedenen Bereichen – von der Evolution über biomedizinische Neurowissenschaften bis hin zur Mikrobiologie – erfordert eine standardisierte Methode der Organdissektion und -entnahme. Obwohl bereits isolierte Strukturen untersucht und dokumentiert wurden, darunter das Optikus-Tectum16,38, adultes Herz11 und andere

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Offenlegungen

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Es besteht kein Interessenkonflikt. Alle Verfahren folgen dem vom IACUC genehmigten Protokoll 2024-0004.

Danksagungen

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Diese Arbeit wird durch den NIH-Zuschuss 5R16EY037336-02, den RCMI-Zuschuss U54 MD007600 und den NIH-Zuschuss 1P20GM156713-01 (COBRE Puerto Rico Center for Microbiome Sciences) finanziert.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
1,0-Liter-Zuchtbecken für ZebrafischeTecniplasthttps://shop.tecniplastusa.com/products/1-0-liter-zebrafish-breeding-tankUm die Eisschlamm zur Euthanasie vorzubereiten. Der Tank ist halb mit Eis gefüllt und dann wird der perforierte innere Tank darauf gelegt. Dann wird es bis zur Oberfläche mit Wasser gefüllt.
4-Liter-Polyurethan-EispfanneUSA ScientificArtikel #2328-7242
Biohazard-AbfallbeutelFisherbrand14-828-244
Calbiochem OmniPur PBS 10x Flüssigkonzentrat, Molekularbiologie-Qualität, sterilMilliporeSigma65074L
Sezierendes Mikroskop Olympus SZ51Olympus OLSZ51NPS-LED/R
Zerschneidende GewebezangeFisherbrand08-953G
Dissektionsstifte, 100er-PackungHeimwissenschaftswerkzeugehttps://www.homesciencetools.com/product/dissection-pins-100-pack/?srsltid=AfmBOoofk8r6_hd4nx_7bjjP2
GzkNBlnOJ3vUKor5
rFCJvVxPN9xRlpc
Pinzette, zart, extra feine scharfe Spitzen MOPECAB132
Pinzette, Taschentuch, zarte, superfeine SpitzeMOPECAB047
Hämostat, 12,5 cm, geradeWorld Precision Instrumentshttps://wpiinc.com/products/var-15920-halsted-mosquito-hemostatic-forceps
Jewelers Zange, Dumont Nr. 5MilliporeSigmahttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/f6521
Kimwipes EX-LKimberly-Clark34155
Flüssiger StickstoffBereitgestellt von der Institution
Noyes Micro Scissors, 12 cmWorld Precision Instruments500228
PapiertücherBereitgestellt von der Institution
Petrischalen mit klarem Deckel, 95 mm, 15 mm, rundFisherbrandFB0875714G
Scalpel Blades, #22, 10er-PackHeimwissenschaftswerkzeugehttps://www.homesciencetools.com/product/scalpel-blades-22-10-pack/
Skalpellgriff #4Surtexhttps://surtex-instruments.com/product/scalpel-handle-no-4/
Schere, Iris-DissektionMOPECAA146
Schere, Superfine MicroMOPECAA152
Standard-Einweg-TransferpipettenThermowissenschaftlich13-711-9D
Sterile Eppendorf Mikrozentrifuge 1.5 & Mikro; L-RöhrenEppendorf05-402-25
Sylgard 184Elektronenmikroskopiewissenschaften24236-10
ThermokolbenLab-Line Instruments Inc.2119
Ultra Feine SchereNEWMED-InstrumenteNM-DI-206023
Wasser, das für Elektrophorese, PCR geeignet istSigma-AldrichW4502-1L

Referenzen

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