Alle Verfahren wurden gemäß dem mexikanischen offiziellen Standard für die Pflege und Nutzung von Labortieren (NOM-062-ZOO-199) durchgeführt und vom Institutionellen Ausschuss für Pflege und Nutzung von Labortieren (CICUAL) der Universidad Nacional Autónoma de México (UNAM) unter Protokollnummer 035-CIC-2023 genehmigt. Alle in der Studie verwendeten Materialien sind in der Materialtabelle aufgeführt.
Bevölkerungsdefinition und Erwerb
Am postnatalen Tag 30 (P30) wurden insgesamt 30 C57BL/6 Mäuse (9 Weibchen und 21 Männchen) am postnatalen Tag 30 (P30) mit einem Anfangsgewicht von 15–18 g eingesetzt. Die Mäuse wurden einzeln in Hauskäfigen unter kontrollierten Umweltbedingungen gehalten: ein 12:12-Stunden-Hell-Dunkel-Zyklus (Licht an um 6:00 Uhr), eine Umgebungstemperatur von 23 ± 2 °C und eine relative Luftfeuchtigkeit von 70 ± 10 %.
Gewöhnung
Bei P30 wurden die Tiere einzeln in Hauskäfigen mit Ad-Libitum-Zugang zu Wasser und Standardfutter untergebracht. Alle Käfige wurden mit Pappröhren umweltschädlich gestaltet, und Holzspäne wurden als Einstreu verwendet. Während der siebentägigen Gewöhnungsphase wurden Körpergewicht, Nahrungsaufnahme und Wasserverbrauch alle 24 Stunden erfasst.
Binge-ähnliche Aufnahme
Das in dieser Studie verwendete experimentelle Modell basiert auf dem von den Forschern beschriebenen intermittierenden Binge-IntakeParadigma 14. Vor der Gruppenzuteilung wurden alle Tiere auf ein vergleichbares mittleres Körpergewicht (17 g) gebracht, um die Ausgangsvariabilität zu verringern. Die Tiere (N = 30) wurden dann mit einem digitalen "Dreh-das-Rad"-Tool zufällig experimentellen Gruppen zugeteilt, bei dem einzelne Probanden aufgelistet und nacheinander einer der drei Gruppen zugeteilt wurden. Die Standardgruppe umfasste Frauen (Standardweibliche Gruppe, SFG; n = 3) und Männer (Standardmännchengruppe, SMG; n = 7), die kontinuierlichen Zugang zu Standardessen und Wasser hatten. Die Gruppe des kontinuierlichen Zugangs umfasste Weibchen (kontinuierliche weibliche Gruppe, CFG; n = 3) und Männchen (kontinuierliche männliche Gruppe, CMG; n = 7) mit kontinuierlichem Ad-Libitum-Zugang zu Standardfutter, Wasser und schmackhafter Nahrung (M&M's). Die Gruppe des intermittierenden Zugangs umfasste Weibchen (intermittierende Weibchengruppe, IFG; n =3) und Männchen (intermittierende Männchengruppe, IMG; n = 7), die ad libitum Zugang zu Standardessen und Wasser hatten und dreimal pro Woche (Montag, Mittwoch und Freitag) für 2 Stunden (16:00 bis 18:00 Uhr) auf schmackhafte Nahrung gewährt wurden. Diese Fütterungsbedingungen wurden 35 Tage lang aufrechterhalten.
Ganzkörpermagnetische Stimulation (WB-MS)
Dieses Stimulationsparadigma wurde auf Grundlage früherer Studien mit niederfrequenten elektromagnetischen Feldern (50 Hz, 1 mT) in C57BL/6 Mäusen unter ähnlichen experimentellen Bedingungen20,21 ausgewählt. WB-MS wurde mit einem gepulsten Magnettherapiegerät (Dhan 1000, Magnettherapie-Einheit) durchgeführt, das ein sinusoides, wechselndes Magnetfeld von 10 Gauss (1 mT) bei 50 Hz erzeugte. Für Stimulationssitzungen blieben die Mäuse einzeln in ihren Hauskäfigen untergebracht, die zwischen zwei elektromagnetischen Platten auf gegenüberliegenden Seiten jedes Käfigs platziert waren. Um Störungen durch das magnetische Feld zu vermeiden, wurden während der Stimulation metallische Bauteile, darunter der Drahtkäfig, das Gitter und die Wasserflasche, vorübergehend entfernt. Dieses Setup ermöglichte es den Tieren, sich während des gesamten Eingriffs frei zu bewegen, ohne Einschränkungen oder zusätzlichen Stress.
Um die experimentelle Konsistenz zu gewährleisten, wurden identische Handhabungs- und Umweltbedingungen sowohl während der Stimulations- als auch bei Nicht-Stimulationssitzungen aufrechterhalten. Während der Kontrollsitzungen (Tage 15–21) waren die magnetischen Platten identisch positioniert, blieben aber inaktiv, wodurch mögliche Auswirkungen von Handhabung, Manipulation des Käfigs, Umgebungsgeräuschen oder der Platzierung elektromagnetischer Platten berücksichtigt wurden.
WB-MS bestand aus täglichen 20-minütigen Expositionen von 15:40 bis 16:00 Uhr über sieben aufeinanderfolgende Tage (die Tage 22–28 des experimentellen Protokolls), unmittelbar vor der essanfälligen Essbewertungsphase (16:00–18:00 Uhr). Von den Tagen 29 bis 35 wurden die Mäuse erneut Sitzungen ohne Stimulation unterzogen, woraufhin ihre Nahrungsaufnahme bewertet wurde.
Fettgewebesammlung
Am Ende des experimentellen Protokolls (Tag 36, 8:00 Uhr) wurde Fettgewebe aus allen Versuchsgruppen gesammelt. Die SG bestand aus drei Frauen und zwei Männern (n = 5), der CG aus drei Frauen und drei Männern (n = 6) und der IG aus drei Frauen und vier Männern (n = 7). Alle Tiere wurden mit Ketamin (60 mg/kg) und Xylazin (5 mg/kg)22 betäubt, und das Fehlen einer nozizeptiven Reaktion auf die Zehenkneifstimulation bestätigte eine ausreichende Tiefe der Anästhesie. Anschließend wurde ein ventraler Mittellinienschnitt mit einer Skalpellklinge Nr. 3 durchgeführt, die durch die Subkostal-, Leisten- und Mittellinien-Bauchregionen führte, gefolgt von einer sanften seitlichen Zurückziehung der Haut, um die Bauchhöhle freizulegen.
Gonadale, retroperitoneale und subkutane Fettgewebe-Depots wurden sorgfältig identifiziert, seziert und unter standardisierten Bedingungen entfernt, um die Variabilität zwischen den Proben zu minimieren. Unmittelbar nach der Sektion wurden die Gewebe mit einer kalibrierten Analysewaage (maximale Kapazität 220 g, Lesbarkeit 0,1 mg) gewogen, die zuvor gemäß den Herstellerspezifikationen23 überprüft wurde. Alle Proben wurden unter identischen Bedingungen über die Gruppen hinweg verarbeitet, um experimentelle Konsistenz sicherzustellen.
Hirngewebevorbereitung und Immunfluoreszenz
Die Mäuse wurden 90 Minuten nach der letzten Essenssitzung24 eingeschläfert. Die Gehirne wurden nach intrakardialer Perfusion mit 4 % Paraformaldehyd entnommen und anschließend für eine histologische Analyse verarbeitet. Koronale Hirnschnitte (30 μm) wurden mit einem Kryostat gewonnen, der bei −18 °C gehalten und in PBS mit Natriumazid gelagert wurde, bis zur Verarbeitung gelagert. Eine Teilmenge männlicher Tiere aus jeder Versuchsgruppe wurde der Hirngewebepräparation für Immunfluoreszenzanalysen zugeteilt (SG, n = 4; CG, n = 4; IG, n = 4), während die übrigen Tiere zur Fettgewebesammlung verwendet wurden. Diese differenzielle Zuteilung wurde a priori auf Grundlage methodischer Anforderungen bestimmt, da die intrakardiale Perfusion mit Paraformaldehyd zu einer Gewebefixation führt, die mit der anschließenden Fettgewebeentnahme aufgrund der Störung der Integrität des Fettgewebes nicht vereinbar ist. Daher wurde die Stichprobenverteilung ausschließlich durch technische Einschränkungen bestimmt und war unabhängig von der experimentellen Gruppenzuweisung oder biologischen Ergebnissen.
Für c-Fos-Immunofluoreszenz wurden Schnitte 72 Stunden lang mit einem maus-monoklonalen Anti-c-Fos-Antikörper (1:1000, sc-166940) inkubiert, der in PBS verdünnt und 0,25 % Schweinehautgelatine und 0,5 % Triton X-100 enthielt, welche als Blockierungs- und Permeabilisierungslösung diente. Die primäre Antikörperinkubation erfolgte 24 Stunden bei Raumtemperatur, gefolgt von 48 Stunden bei 4 °C. Nach der Inkubation wurden die Schnitte gründlich in PBS abgespült und 2 Stunden lang mit einem esel-polyklonalen Anti-Maus-Sekundärantikörper (Alexa Fluor 488-konjugiert, 1:500, AB_2338840) in derselben Lösung verdünnt. Schließlich wurden Abschnitte mit Montagemedium auf Glasschiene montiert.
Bildaufnahme und Quantifizierung
Die konfokale Bildgebung wurde mit einem Mikroskop mit einem 488-nm-Laser und einer 20-fachen Objektivlinse durchgeführt. Z-Stack-Bilder wurden mit der NIS-Elements C-Software aufgenommen und unter codierten Identifikatoren für die Blindanalyse gespeichert. Die Quantifizierung der c-Fos-positiven Kerne erfolgte mit ImageJ (ImageJ 2.9.0 / 1.53t). Nur vollständig enthaltene Kerne wurden in die Zählungen einbezogen, und ein quadrantenbasierter Ansatz wurde angewandt, um Doppelzählungen einzelner Zellen zu verhindern. Für jedes Tier wurde jeweils ein Bild aus drei unabhängigen immungefärbten Abschnitten aufgenommen, wobei identische Aufnahmeparameter in allen experimentellen Gruppen verwendet wurden. Die Anzahl der c-Fos-positiven Kerne wurde für jedes Bild einzeln quantifiziert, und die Werte aus den drei Abschnitten, die demselben Tier entsprechen, wurden addiert. Dieser Gesamtwert wurde anschließend auf die insgesamt analysierte Fläche normalisiert und als c-Fos-Dichte (positive Kerne/mm2) angegeben. Das Gesamtschema der verwendeten experimentellen Verfahren ist in Abbildung 1A–H dargestellt.

Abbildung 1: Experimentelles Design und Zeitplan des exzessähnlichen Essensprotokolls und der WB-MS-Intervention. (A) zeigt ein repräsentatives Bild einer Maus, das die anfänglichen Wohnbedingungen anzeigt. Insgesamt wurden 30 Mäuse (9 Weibchen und 21 Männchen) ab P30 einzeln in Hauskäfigen gehalten und durchliefen eine einwöchige Gewöhnungsphase. (B) veranschaulicht die Ernährungsbedingungen, die während des exzessähnlichen Essprotokolls vom experimentellen Tag 1 bis Tag 35 angewendet werden. Die Kontrollgruppe hatte ad libitum Zugang zu Standardessen und Wasser. Kontinuierliche Zugangsgruppen hatten ad libitum Zugang zu Standardessen, Wasser und schmackhaftem Essen. Intermittierende Zugangsgruppen hatten ad libitum Zugang zu Standardessen und Wasser. Gleichzeitig wurde schmackhaftes Futter nur montags, mittwochs und freitags von 16:00 bis 18:00 Uhr bereitgestellt. (C) zeigt, dass die Tiere von Tag 15 bis 21 weiterhin unter denselben Ernährungsbedingungen lebten, während magnetische Stimulationsplatten unter den Käfigen platziert wurden, ohne Stimulation zu liefern (Scheinexposition). (D) zeigt, dass von Tag 22 bis 28 WB-MS 20 Minuten vor der schmackhaften Nahrungsmittelexposition verabreicht wurde, wobei die entsprechenden Ernährungsbedingungen für jede Gruppe eingehalten wurden. (E) gibt an, dass von Tag 29 bis 35 WB-MS gestoppt wurde, obwohl die Ernährungsbedingungen unverändert blieben. (F) zeigt, dass die Gehirne am postnatalen Tag 72 (P72) entnommen wurden, gefolgt von der Fettgewebeentnahme am postnatalen Tag 73 (P73). (G) veranschaulicht die Zerschneidung des Gehirns mittels eines Kryostats und immunhistochemischer Verfahren. Abschließend zeigt (H) eine konfokalmikroskopische Analyse der c-Fos-Immunreaktivität. Die Bilder wurden von den Autoren mit Biorender erstellt, und eine ordnungsgemäße Lizenz wurde erworben. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.
Statistische Analyse
Statistische Analysen wurden mit SPSS Version 25 durchgeführt. Da die Normalverteilung nicht angenommen werden konnte, wurden während der gesamten Studie nichtparametrische Tests verwendet. Unterschiede zwischen SG, CG und IG wurden mit dem Kruskal–Wallis-Test bewertet. Wiederholte Vergleiche innerhalb jeder Versuchsgruppe wurden mit dem Friedman-Test analysiert, gefolgt von Mehrfachvergleichstests, wenn es angebracht war. Aufgrund begrenzter Stichprobengrößen für bestimmte experimentelle Endpunkte, insbesondere bei Weibchen (n = 3 pro Gruppe), wurden Daten von männlichen und weiblichen C57BL/6-Mäusen für die in Abbildung 2, Abbildung 3 und Abbildung 4 dargestellten Analysen zusammengefasst, um die statistische Robustheit zu verbessern und eine explorative Bewertung experimenteller Ergebnisse zu unterstützen. Zusätzlich wurden gebündelte, fressähnliche Aufnahmedaten von männlichen und weiblichen C57BL/6-Mäusen mittels einer zweiseitigen ANOVA analysiert, gefolgt von Mehrfachvergleichstests, um die Effekte der experimentellen Gruppe und der Zeit während des Fütterungsprotokolls, einschließlich der WB-MS-Stimulationswoche, zu bewerten. Die statistische Signifikanz wurde als p ≤ 0,05 definiert.