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Methodenartikel

Die Beurteilung des lymphatischen Abflusses mittels ICG-Nahinfrarotbildgebung und Ultraschall nach einem Bruch

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DOI:

10.3791/70466

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23. Juni 2026

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1Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Spine Institute, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 3Key Laboratory of Theory and Therapy of Muscles and Bones, Ministry of Education (Shanghai University of Traditional Chinese Medicine), 4School of Traditional Chinese Medicine, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 5Shanghai Pudong New Area Hospital of Chinese Traditional Medicine

* These authors contributed equally

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll bewertet den lymphatischen Abfluss nach einer Fraktur, indem es die Nahinfrarotbildgebung von Indocyanin Green(ICG) mit Ultraschall kombiniert, um die Entfernung des plantaren ICG und die Vergrößerung des poplitealen Lymphknotens bei Mäusen zu quantifizieren.

Zusammenfassung

Traumatische Brüche gehen häufig mit einer beeinträchtigten Lymphdrainagefunktion einher. Verminderter Lymphabfluss und Lymphknotenvergrößerung nach einer Fraktur deuten auf fortlaufende, dynamische Prozesse der akuten Entzündungsreaktion und der Rekrutierung von Immunzellen hin. Dieser Artikel beschreibt eine Methode, bei der 6 μL 0,2 mg/mL Indocyaningrün intradermal in den Plantarbereich von Mäusen injiziert wurden, die sich einer Schein- oder Schienbeinfrakturoperation unterzogen. Nahinfrarot-Fluoreszenzbildgebung quantifizierte das plantare ICG-Signal bei 0 Stunden und 24 Stunden, um die 24-Stunden-Clearance-Rate als Auswertung des Maus-Lymphdrainages zu berechnen. Gleichzeitig wurde ein Ultraschall verwendet, um die poplitealen Lymphknoten (PLNs) in 3D zu rekonstruieren, deren Volumen zu vergleichen und die frakturbedingte Vergrößerung zu beurteilen.  Die Ergebnisse zeigten, dass nach dem Bruch die lymphatische Clearance-Rate signifikant abnahm, die Fluoreszenzintensität des ICG im Plantarbereich deutlich höher war und das Volumen der PLNs signifikant vergrößert war.  Im Vergleich zu früheren Messmethoden des Lymphsystems, wie histopathologischen Schnitten oder Lymphoszintigraphie, die oft keine in vivo, dynamische und kontinuierliche Beobachtung erreichen, zeigt diese Methode eine hohe Stabilität und Reproduzierbarkeit. Bemerkenswert ist, dass es eine dynamische in vivo Überwachung der Funktion des lymphatischen Drainages ermöglicht und eine solide technische Unterstützung für die Untersuchung von Veränderungen des lymphatischen Reflux in Frakturmodellen bietet.

Einleitung

Traumatische Brüche verursachen oft erhebliche Gewebeschäden und Schwellungen, was das Risiko für Komplikationen wie Infektionen, Nekrose und Knochenununionerhöht 1,2. Grzegorz Szczesny et al. zeigten, dass eine Funktionsstörung des Lymphdrainages, die zu Gewebeödemen führt, mit verzögerter Heilung in Verbindung steht3. Studien zeigen, dass während des Bruchheilungsprozesses neben der Reparatur des Knochengewebes auch das Lymphsystem an der Bruchstelle eine wichtige Rolle spielt. Lymphgefäße sind nicht nur für die Ableitung von Zwischenflüssigkeit und die Verhinderungvon Schwellungen verantwortlich, sondern auch für die Regulierung der Zellwanderung der Immunität und den Ausbau von Stoffwechselabfällen. In den frühen Stadien der Fraktur können proinflammatoriske Faktoren wie TNF-α, IL-1, IL-6 und Macrophage Colony-Stimulating Factor (MCSF) jedoch lymphatische Endothelzellen5 schädigen, was zu pathologischen Veränderungen wie Degeneration, Ödem und Fibrose6 führt. Relevante Studien haben das Vorhandensein lymphatischer Endothelzellen in Knochen und Periost sowie im umliegenden Fett- und Muskelgewebe gezeigt. Darüber hinaus trägt der lymphatische Abfluss auch zur Regulierung der Mikroumgebung des Hämatoms nach einer Fraktur bei; ein wirksamer lymphatischer Abfluss erleichtert das Überleben der Osteoblasten und die Proliferation von Knochenmark-mesenchymalen Stammzellen (BMSCs)7. Während eines Bruchs sind die pro-inflammatorischen Faktoren (TNF-α, IL-1 und IL-6) und Wachstumsfaktoren (TGFβ1 und PDGF), die von Immunzellen an der geschädigten Stelle produziert werden, wichtige regulatorische Faktoren für die Osteoblastenapoptose und die Proliferation von BMSC8. Hüseyin Arslan und andere Wissenschaftler haben die negative Auswirkung des lymphatischen Ödems auf Osteoblasten bestätigt. Diese Forschungsergebnisse unterstreichen die wichtige Rolle des Lymphabflusses bei der Bruchheilung. Jüngste Fortschritte in der ICG-Nahinfrarot-(NIR)-Fluoreszenzbildgebung haben die nicht-invasive, Echtzeit-Beobachtung der lymphatischen Flussdynamik sowohl in Tiermodellen als auch beim Menschen ermöglicht. Diese Technik ermöglicht eine quantitative Bewertung der Kontraktilität lymphatischer Gefäße, der Abflussgeschwindigkeit und der Integrität des Signalwegs10,11. Eine Studie mit Mausmodellen von Arthritis und Entzündungen hat gezeigt, dass ICG-NIR-Bildgebung zwischen akuten und chronischen lymphatischen Reaktionen unterscheiden kann und dabei unterschiedliche Abflussmuster während Gewebeverletzung und Genesung hervorhebt. Darüber hinaus hat sich gezeigt, dass die NIR-Lymphbildgebung wirksam ist, um die funktionelle Erholung nach manuellem Lymphdrainage zu überwachen und die Wirksamkeit lymphatisch-gezielter Therapien zu bewerten. Die Ultraschalluntersuchung bietet eine komplementäre quantitative Methode zur Beurteilung der Morphologie und des Volumens drainierender Lymphknoten sowie des Gewebeödems, das mit einer beeinträchtigten Lymphdrainage verbunden ist. Die Integration der NIR-Fluoreszenzbildgebung mit Ultraschall ermöglicht eine gleichzeitige Beurteilung der lymphatischen Funktion und anatomischer Veränderungen und bietet einen multimodalen Ansatz zur Untersuchung lymphatischer Dynamik in vivo. Trotz wachsender Anerkennung der entscheidenden Rolle der lymphatischen Dysfunktion bei der posttraumatischen Heilung fehlen weiterhin standardisierte und reproduzierbare Methoden zur Beurteilung des Lymphabflusses nach Frakturen. Viele derzeitige Bildgebungsmethoden sind invasiv, haben keine ausreichende räumliche Auflösung oder können den Lymphfluss nicht dynamisch überwachen. Daher wird erwartet, dass die Entwicklung eines Protokolls, das ICG-NIR und Ultraschallbildgebung kombiniert, diesen methodischen Mangel beheben und ein wirksames Instrument zur Bewertung der lymphatischen Genesung sowie deren Beitrag zur Knochenreparatur bietet.

Diese Studie präsentiert einen innovativen Rahmen, der ICG-NIR-Fluoreszenzbildgebung mit hochauflösendem Ultraschall kombiniert, um den Lymphabfluss nach Tibiafrakturen bei Mäusen zu beurteilen. Dieser Ansatz ermöglicht eine halbquantitative Analyse der Drainageeffizienz und misst das Volumen der Lymphknoten während des Bruchheilungsprozesses. Es hat auch einige Einschränkungen. Erstens wird ICG-NIR hauptsächlich zur Bewertung oberflächlicher lymphatischer Gefäße eingesetzt, und seine Bildgebungsfähigkeit für tiefere Strukturen ist begrenzt. Zweitens, obwohl Veränderungen im Lymphknotenvolumen einige Informationen liefern, fehlt ihnen die Spezifität und sie können direkte funktionelle Messungen nicht vollständig ersetzen. Diese Methodik hat ein erhebliches translationales Potenzial und verbessert unser Verständnis der lymphatischen Funktion bei der Knochenregeneration.

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Protokoll

Die Tierversuche wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee des Shanghai Model Organisms Center genehmigt (Genehmigungsnummer NMB-SMP-IACUC-01-0002-R02-03). In dieser Studie wurden männliche C57-Mäuse mit einem Bruchmodell (6–8 Wochen alt) verwendet. Die Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Präoperative Versorgung

  1. Gewöhne die Mäuse mindestens eine Woche lang an ad libitum. Zugang zu Nahrung und Wasser. Die Tiere werden zufällig der Fraktur- oder Scheingruppe mit einer computergenerierten Zufallsliste zugeordnet.
  2. Legen Sie die Mäuse auf ein Tierheizpad und halten Sie eine konstante Temperatur von 37 °C.
  3. Schalten Sie die Gasanästhesiemaschine ein und setzen Sie die Maus für 5 Minuten in die Induktionskammer mit 2–3 % Isofluran.
  4. Nach der Einleitung werden auf 1%–2% Isofluran umgestellt und die Anästhesie über eine Nasenkegel bis zum Ende des Eingriffs aufrechterhalten.

2. Experimentelles Verfahren

HINWEIS: Standardisieren Sie die Anästhesieeinstellungen, ICG-Dosis und -volumen, Injektionsstelle und -tiefe, Expositionszeit, ROI-Definition und Ultraschallparameter über alle Sitzungen hinweg, um die Variabilität zwischen Tieren zu minimieren.

  1. NIR-ICG-Bildgebung
    HINWEIS: Das Schritt-für-Schritt-Verfahren für ICG-Nahinfrarotbildgebung ist in Abbildung 1 dargestellt.
    1. Wäge 0,2 mg Indokyanin Green (ICG), gib es in ein 1,5 mL Mikrozentrifugenrohr und löse es in 1 mL PBS auf, um eine 0,2 mg/mL ICG-Lösung herzustellen. Wickle das Rohr mit Alufolie um, um es vor Licht zu schützen.
    2. Schalte das Bildgebungssystem ein und öffne FluoBeam v1.46. Passen Sie die Kameragröße nach Bedarf ein.
    3. Befeuchten Sie einen Wattestäbchen mit 75 % Ethanol und desinfizieren Sie die Pflanzfläche der modellierten Hinterpfote.
    4. Mit einer 10 μL Mikrospritze wird 6 μL der ICG-Lösung aspiriert. Führen Sie die Nadel etwa 1 mm in die Plantaroberfläche ein und injizieren Sie die Lösung mit konstanter Geschwindigkeit, bis das volle Volumen abgegeben ist.
    5. Aktiviere in der Software sowohl die "Kamera"- als auch die "Laser"-Funktion. Klicken Sie auf "Ändern", um einen neuen Ordner zu erstellen und ihn als Speicherverzeichnis einzustellen. Halten Sie die Belichtungszeit für die Bildaufnahme bei 0 Stunden und 24 Stunden gleich.
    6. Stellen Sie die Maus unter die Kamera in Bauchlage mit dem modellierten Hintergliedmaßen zentriert im Sichtfeld. Stellen Sie sicher, dass das modellierte Hintergliedmaß im Sichtfeld zentriert ist.
    7. Stellen Sie die Belichtungszeit auf 30 ms ein und lassen Sie sie für die 0-Stunden- und 24-Stunden-Bilder identisch. Nehmen Sie Bilder des gleichen ROI der plantaren Injektion 0 Stunden und 24 Stunden nach der Injektion auf, um die ICG-Signalintensität zu messen. Halte die Belichtungszeit gleich bei 0 Stunden und 24 Stunden.
    8. Wenn die Lymphgefäße der Hintergliedmaße deutlich sichtbar sind, klicken Sie auf "Foto", um die Bilder aufzunehmen.
    9. Nach der Bildaufnahme exportieren Sie die Daten und verwenden Sie eine Bildanalysesoftware, um die Fluoreszenzintensität bei 0 Stunden und 24 Stunden zu quantifizieren, und anschließend die Fluoreszenzfreiungsrate zu berechnen.
    10. Öffnen Sie die Bildanalyse-Software.
    11. Importiere die Fluoreszenzbilder, indem du auf Datei → Öffnen klickst, und öffne das 0-Stunden-Plantarbild, das demselben Tier und denselben Untersuchungstag entspricht (und öffne danach das übereinstimmende 24-Stunden-Bild).
    12. Wählen Sie Oval aus, dann klicken Sie auf Bearbeiten → Auswahl → Spezifieren; Setze Breite = 30 und Höhe = 30, wähle Oval und klicke OK.
    13. Platziere den Kreis über einen Hintergrundbereich.
    14. Klicken Sie auf Analysieren → Messen und notieren Sie den Mittelwert im Ergebnisfenster als Fluoreszenzintensität bei 0 Stunden Hintergrund (FI0hbg).
    15. Platzieren Sie den Kreis über dem Zielbeobachtungspunkt, klicken Sie auf Analysieren → Maß und notieren Sie den Mittelwert im Ergebnisfenster als FI0h.
    16. Berechnen Sie die korrigierte Fluoreszenzintensität bei 0 h als Korrekturierte FI0h = FI0h − FI0hbg.
    17. Öffnen Sie das abgestimmte 24-Stunden-Bild und wiederholen Sie die Schritte 3–7, um das korrigierte FI24h zu erhalten.
    18. Berechnen Sie die Abklärungsrate mit der hintergrundkorrigierten Fluoreszenzintensität wie folgt: Abklärungsrate = [(FI0h − FI0hbg) − (FI24h − FI24hbg)] / (FI0h − FI0hbg) × 100%.
  2. B-Modus-Ultraschalluntersuchung
    HINWEIS: Das Schritt-für-Schritt-Verfahren für Ultraschallbildgebung und Lymphknotenabgrenzung ist in Abbildung 2.
    1. Schalte das Ultraschallsystem ein, schließe den Wandler an und positioniere die Maus so, dass das Hintergliedmaß klar sichtbar ist. Unter kontinuierlicher Anästhesie wird die Maus in Bauchlage auf der Bildgebungsstufe gelegt, wobei der Kopf vom Bediener weg und der Schwanz zum Bediener ausgerichtet ist. Beugen Sie das Knie so, dass die Poplitealfossa nach oben und leicht seitlich zeigt, und positionieren Sie den Transducer über der Vertiefung der Poplitealfossa.
    2. Tragen Sie Ultraschall-Kopplungsgel auf das modellierte Hintergliedmaß auf.
    3. Drehen Sie den Wandler so, dass sein Winkel parallel zur Längsachse des Hinterglieds bleibt.
    4. Stellen Sie den Scanabstand auf 4 mm und die Schrittweite auf 0,04 mm ein. Identifizieren Sie den poplitealen Lymphknoten auf dem Bild anhand seiner anatomischen Lage.
    5. Stabilisiere die Maus, indem du den Schwanz und das modellierte Hintergliedmaß mit beiden Händen hältst. Bewegen Sie das Tier nicht, während der Transducer scannt.
    6. Bilder aufnehmen. Identifizieren Sie den poplitealen Lymphknoten als einen kleinen ovalen oder leicht bohnenförmigen Knoten mit mittlerer bis niedriger Echogenität, etwas niedriger als das umgebende Fett und klar von dem angrenzenden dunklen, gestreiften Muskel abgegrenzt.
    7. Exportieren Sie die Bilder in eine 3D-Rekonstruktionssoftware für dreidimensionale Bildverarbeitung.
    8. Nach Abschluss des 3D-Scans auf der Ultraschallbildkonsole speichern Sie den Scan als 3D-Datensatz und notieren Sie die Tier-ID, den Gruppencode und den Zeitpunkt (0 h / 24 H).
    9. Exportiere die Rohdaten aus der Erfassungskonsole auf den Analysecomputer, wobei die ursprüngliche Ordnerstruktur unverändert bleibt; Verwenden Sie wann immer möglich einen Ordner für jedes Tier zu jedem Zeitpunkt.
    10. Öffne die 3D-Rekonstruktionssoftware.
    11. Klicken Sie auf "Studium", um das Modul einzugeben, und wählen Sie "Import" aus.
    12. Klicken Sie auf den Data-Ordner, prüfen Sie die zu importierenden Daten und klicken Sie doppelt, um ihn zu öffnen.
    13. Im Anzeigemodus wählen Sie "Bildverarbeitung" → "In 3D laden" → "Transversale Ansicht" → "Volumenmessung" → "Start".
    14. Bestätigen Sie, dass die Ausrichtung und die Schrittparameter ("Voxel/Abstand") mit den Akquisitionseinstellungen übereinstimmen.
    15. Verwenden Sie das Mausrad oder den Schieberegler, um vom proximalen Ende zum distalen Ende zu scrollen und den ersten Schnitt zu identifizieren, in dem das PLN erscheint (er erscheint meist als ovale oder bohnenförmige Struktur, leicht hypoechoisch im Vergleich zum umgebenden Fett, mit einer relativ klaren Grenze).
    16. Beginnen Sie mit dem Nachzeichnen der ersten Scheibe, in der das PLN erscheint, indem Sie mit dem linken Klick die Kontur starten.
    17. Zeichnen Sie eine geschlossene Kontur Punkt für Punkt entlang des Randes des Lymphknotens nach, halten Sie die Kontur so nah wie möglich an der äußeren Kapsel und vermeiden Sie die Einbeziehung des umgebenden Fetts oder Gefäßlumens.
    18. Verwenden Sie das Mausrad, um zum Schnitt zu gelangen, der die maximale Querschnittsfläche des PLN zeigt, und wiederholen Sie Schritt 10, um die zweite Kontur zu vervollständigen.
    19. Benutze das Mausrad, um zum Slice zu gelangen, kurz bevor der PLN verschwindet, und wiederhole Schritt 10, um die dritte Kontur abzuschließen.
    20. Klicken Sie auf "Beenden", um das 3D-segmentierte Volumen zu erzeugen und die Volumenmessung auszugeben.
    21. Notieren Sie das PLN-Volumen (mm3) im Ergebnispanel.
    22. Im Messergebnispanel wählen Sie "Export" und exportieren Sie die Ergebnisse als .csv oder .xls Datei.
    23. Wählen Sie den Dateityp aus und exportieren Sie das Bild als TIFF Image Area (.tif).
    24. Blinding während der Analyse aufrechterhalten, indem nur der Tiercode und der Zeitpunkt angezeigt werden, ohne die Gruppenzuweisung (Bruch/Sham) anzuzeigen, bis die gesamte Volumenextraktion abgeschlossen und die Gruppen für die statistische Analyse dekodiert sind.
  3. Statistische Analyse mit Analysesoftware
    1. Wählen Sie Neue Tabelle & Diagramm, wählen Sie Gruppiert.
    2. Stellen Sie das Dateneingabeformat so ein, dass Sie Replikationswerte eingeben, die in Unterspalten gestapelt sind.
    3. Geben Sie die Rohwerte für 1 / 7 / 14 und Sham / Bruch ein. -Öffnen Sie das Diagramm.
    4. Ändere den Graphentyp zu Scatter (individuelle Werte) + Mittelwert + Fehlerbalken.
    5. Formatiere die Achsen: Stelle die Y-Achse ein und ändere den Achsentitel.
    6. Klicken Sie auf Analysieren und führen Sie eine zweiseitige ANOVA durch.
    7. Vergleichen Sie Sham mit Fracture zu jedem Zeitpunkt.
    8. Fügen Sie die Signifikanzergebnisse dem Diagramm hinzu.

3. Postoperative Versorgung

  1. Am Ende des Experiments legt man die Maus auf ein Heizkissen und lässt sie sich von der Narkose erholen.
  2. Überwachen Sie seinen Zustand genau und, falls keine Auffälligkeiten festgestellt werden, bringen Sie sie zur weiteren Unterbringung in den Käfig zurück.

4. Bewertung

HINWEIS: Lassen Sie einen Prüfer, der für die Gruppenzuteilung blind ist, Bildaufnahme- und quantitative Analysen durchführen und alle Datensätze bis zum Abschluss der statistischen Analysen kodieren.

  1. NIR-ICG-Bildgebung
    1. Verwenden Sie Bildanalyse-Software, um eine relative quantitative Analyse der Fluoreszenzintensität in ICG-Bildern durchzuführen, die von Mausmatten gesammelt werden.
      HINWEIS: Die Berechnungsformel für die Clearance-Rate von ICG in Mausfußpads lautet wie folgt:
      Räumungsrate (%) = [(FI0h – FI24h) / (FI0h)] × 100%
    2. Verwenden Sie dieselbe Methode, um die Clearance-Rate für jede Messung zu erfassen und analysieren Sie den Zusammenhang zwischen lymphatischer Clearance-Rate und -Zeit mit statistischer Analysesoftware.
  2. B-Modus-Ultraschalluntersuchung
    1. Analysieren Sie B-Mode- und dreidimensionale Bilder mit 3D-Rekonstruktionssoftware zur Bestimmung des PLN-Volumens.
    2. Bewerten Sie Veränderungen im Lymphdrainage und Lymphknotenvolumen im Laufe der Zeit durch Erstellung von Streudiagrammen mit statistischer Analysesoftware.
  3. Statistische Analyse
    1. Wiederholte Messungen an den Tagen 1, 7 und 14 werden mit zweiseitigen wiederholten Messungen (ANOVA) analysiert.

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Ergebnisse

An den Tagen 1, 7 und 14 nach der Ermittlung des Frakturmodells war die 24-Stunden-Fluoreszenzintensität des plantaren ICG (FI24h) in der Frakturgruppe konstant höher als in der Scheinoperationsgruppe (Abbildung 3). Eine relative quantitative Analyse der ICG-Fluoreszenzintensität aus gesammelten Plantarbildern zeigte, dass die lymphatische ICG-Clearance-Rate in der Frakturgruppe signifikant niedriger war als in der Scheinoperationsgruppe (S.

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Diskussion

Das Protokoll enthält mehrere leicht übersehene Details. Zum Beispiel ist die Belichtungszeit nicht festgelegt und muss anhand der spezifischen Fluoreszenzintensität bestimmt werden. Die Expositionszeit derselben Mäusegruppe muss jedoch bei 0 Stunden und 24 Stunden konstant bleiben; Andernfalls könnten die Ergebnisse unzuverlässig sein. Bei der Verwendung von Ultraschall zur Beobachtung ist es unerlässlich, die unteren Gliedmaßen der Maus vollständig mit einem Kopplungsmittel abzudecken,...

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Offenlegungen

Die Autoren haben keine Interessenkonflikte zu erklären.

Danksagungen

Diese Studie wurde von der National Natural Science Foundation (82174407 zu YJZ), dem Disziplinleiter-Ausbildungsprogramm der Shanghai Pudong New Area Health Commission (PWRd2020-05), dem Pudong New Area Health Committee Discipline Leader Project (PWRq2020-56) und dem Sanming Project of Medicine in Shenzhen (Nr. SZZYSM202311006).

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
10 Microliter MicrosyringeHamilton Company80330/00Die Hamilton 80330/00 Mikrospritze ist ein Präzisionsinstrument mit einem 10figure-materials-1L-Fassungsvermögen, ausgestattet mit einer 26s-Gauge-Nadel, 51 mm Länge und einer Spitze im Stil 2. Sie ist für die genaue Abgabe kleiner Volumina in Chromatographie-, Probenverabreichungs- und Analysenchemie-Anwendungen konzipiert.
3D-Ultraschall Vevo 3100-BildgebungssystemVevo 2100Der Vevo 2100 ist ein hochfrequentes Ultraschall-Bildgebungssystem für die präklinische Forschung, das eine Echtzeit-3D-Visualisierung kleiner Tiere ermöglicht. Es bietet überlegene Auflösung für kardiovaskuläre, onkologische und entwicklungsbiologische Studien, integriert mit Vevo LAB-Software für die Datenanalyse.
75% EthanolShanghai Titan Scientific Co., Ltd.G73537O75% Ethanol ist eine Desinfektionslösung, die in Laboratorien häufig zur Oberflächensterilisation, Gerätereinigung und Antisepsis eingesetzt wird. Es tötet Bakterien, Viren und Pilze durch Proteindenaturierung wirksam ab und wird häufig in biologischen und klinischen Umgebungen angewendet.
WattestäbchenHebei Kangji Medical Equipment Co., Ltd.20250303Wattestäbchen sind sterile, saugfähige Applikatoren, die für die präzise Probennahme, das Auftragen von Lösungen oder die Reinigung bei medizinischen, diagnostischen und Laborverfahren verwendet werden. Sie bestehen aus Holz- oder Kunststoffstäben mit Baumwollspitzen für eine hygienische Handhabung.
KupplungsmittelTianjin Jinya Technology Development Co., Ltd.20241029Kupplungsmittel, allgemein bekannt als Ultraschallgel, ist ein wasserbasiertes Medium, das zur Verbesserung der akustischen Übertragung zwischen dem Ultraschallwandler und der Haut verwendet wird. Es beseitigt Lufteinschlüsse für klare Bildgebung, ist nicht reizend und wird in einem 250-ml-Behälter für medizinische und diagnostische Zwecke geliefert.
Graphpad PrismGraphPad SoftwarePrism 10Eine wissenschaftliche Grafik- und Statistikanalysesoftware, die für Datenanalyse, -visualisierung und -präsentation verwendet wird.
Image JNational Institutes of HealthImageJ 1.54dEin Public-Domain Java-basiertes Bildverarbeitungs- und Analyseprogramm, das häufig für biologische und medizinische Bildanalyse verwendet wird.
IndocyaningrünDandong Yichuang Pharmaceutical Co., Ltd.8305128Indocyaningrün ist ein wasserlöslicher anionischer Farbstoff, der in der medizinischen Diagnostik zur Bestimmung des Herzminutenvolumens, der Leberfunktion, des Leberblutflusses und der Augenhintergrundspiegelung verwendet wird. Es wird in 25-mg-Fläschchen für die intravenöse Verabreichung geliefert und zeigt Fluoreszenz im nahen Infrarotspektrum für Bildgebungszwecke.
Isofluran RWD R650-IEIsofluran ist ein inhalatives Vollnarkotikum. Es hat einen geringen Blut/Gas-Verteilungskoeffizienten. Bei der Anwendung zur Narkose von Tieren kann es eine glatte, schnelle und angenehme Narkose induzieren, mit einer schnellen Erholung, guter Muskelentspannung und ohne stimulierende Wirkung auf das sympathische Nervensystem. Die Stoffwechselrate von Isofluran in der Leber ist gering, sodass es nur eine geringe Toxizität für die Leber aufweist und selbst bei wiederholter Anwendung keine offensichtlichen Nebenwirkungen auftreten. Um die nachteiligen Auswirkungen von Narkosegasen auf die Umwelt und das Laborpersonal zu vermeiden, wird empfohlen, es zusammen mit einem Gasrückgewinnungssystem zu verwenden. 
MikrowaageShanghai Precision Scientific Instrument Co., Ltd.FA1004BDie Mikrowaage FA1004B ist ein hochpräzises Analyseinstrument, das für die genaue Wägung kleiner Proben entwickelt wurde. Sie bietet eine Ablesbarkeit bis zu 0,0001 g und eignet sich für Laboranwendungen, die präzise Messungen in der Forschung und Qualitätskontrolle erfordern.
Nahinfrarot-BildgebungssystemOlympusMVX10Der Olympus MVX10 ist ein Makro-Zoom-Fluoreszenzmikroskopsystem, das für die Nahinfrarot-Bildgebung optimiert ist. Es bietet eine hochauflösende Visualisierung großer Proben mit einem großen Zoombereich, fortschrittliche Optiken für tiefe Gewebepenetration und Kompatibilität mit Fluoreszenztechniken in der biologischen und Materialforschung.
Vevo Lab\Vevo LABEin Bildanalysesoftwarepaket, das zur Analyse von Vevo-Bildgebungsdaten verwendet wird, einschließlich Messung, Berechnung und Berichtserstellung.

Referenzen

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