Grüne Synthese von Magnesium-Nanopartikeln aus einheimischen neotropischen Savannenpflanzen für skalierbare nanophytokosmetische Formulierungen

Zusammenfassung

Diese Arbeit beschreibt ein Protokoll zur grünen Synthese von Magnesiumnanopartikeln unter Verwendung von Pflanzenextrakt aus Stryphnodendron-Adstringens , einer Art aus der einheimischen neotropischen Savanne, gefolgt von deren Einbindung und Bewertung in eine kosmetische Serumformulierung.

Zusammenfassung

Diese Studie beschreibt ein Protokoll zur grünen Synthese magnesiumbasierter Nanopartikel unter Verwendung von Ethanolextrakten von Stryphnodendron-Adstringen, einer Pflanzenart, die in der neotropischen Savanne heimisch ist, und deren Einbindung in nanophytokosmetische Formulierungen. Das Verfahren umfasst die Sammlung und Vorbereitung von Pflanzenmaterial, gefolgt von der Ethanolextraktion, bei der Phytochemikalien als Reduktions- und Stabilisierungsmittel für Magnesiumionen wirken. Nanopartikel werden unter kontrollierten Bedingungen unter Verwendung von Magnesiumchlorid und Pflanzenextrakten synthetisiert, was einen umweltfreundlichen Prozess ohne den Einsatz giftiger Reduktionsmittel ermöglicht. Nanopartikeleigenschaften werden mittels dynamischer Lichtstreuung und Atomkraftmikroskopie charakterisiert, um Größenverteilung, Morphologie und kolloidales Verhalten zu bewerten. Das Protokoll beschreibt zudem die Einbindung der synthetisierten Nanopartikel in eine kosmetische Serumformulierung. Die Stabilität wird unter kontrollierten Lagerbedingungen durch Überwachung organoleptischer Eigenschaften, pH-Wert und Viskosität bewertet. Diese Methode bietet einen reproduzierbaren und nachhaltigen Ansatz zur Herstellung pflanzenvermittelter Magnesiumnanopartikel und zur Bewertung ihrer Anwendung in kosmetischen Formulierungen.

Einleitung

Die phytogeographische Domäne Cerrado, die die größte neotropische Savannenformation Südamerikas umfasst, stellt die biodiverseste tropische Savannenregion der Welt dar. Dieses Ökosystem beherbergt Tausende von Pflanzenarten, die reich an sekundären Metaboliten wie Flavonoiden, Polyphenolen, Terpenen und Phenolsäuren sind, von denen viele dokumentierte antioxidative, entzündungshemmende und photoprotektive Wirkungen zeigen, die für die Kosmetik- und Pharmaindustrie von Interesse sind 1,2,3,4 . Diese Phytochemikalien werden häufig als hochwertige Wirkstoffe in funktionellen kosmetischen Formulierungen verwendet. Neben ihrer biologischen Aktivität ermöglichen die funktionellen Gruppen von Hydroxyl und Carbonyl, die in vielen Polyphenolen und Flavonoiden vorhanden sind, dass sie als natürliche Reduktions- und Stabilisierungsmittel für Metallionen in Lösung ^5,6 wirken. Diese chemische Eigenschaft wird zunehmend in der grünen Nanotechnologie zur Synthese von Metallnanopartikeln erforscht und stellt eine vielversprechende und wenig erforschte Chance zur Entwicklung nachhaltiger kosmetischer Formulierungen dar, die aus der neotropischen Biodiversität ^2,3,4,5,6 abgeleitet sind.

Traditionell wurden Nanopartikel (NPs) durch Top-down-Ansätze produziert, bei denen Bulkmaterialien in nanogroße Partikel mit physikalischen Methoden wie Laserablation oder Sputtering zerlegt werden, sowie durch Bottom-up-Ansätze, bei denen NPs aus kleineren Einheiten mittels chemischer oder biologischer Routen⁷ aufgebaut werden. Obwohl chemische und physikalische Methoden wirksam sind, basieren sie oft auf giftigen Reagenzien, hohem Energieverbrauch und komplexen Geräten. Dies hat zum Aufstieg grüner chemischer Ansätze geführt, die Nachhaltigkeit, Umweltfreundlichkeit und Sicherheit bei der Nanomaterialproduktion^betonen.

In diesem Rahmen hat die grüne Synthese von NPs erhebliche Aufmerksamkeit erhalten. Die Fähigkeit pflanzlicher Pflanzenpflanzenchemikalien, gleichzeitig als Reduzierende, Stabilisierungs- und Deckungsmittel zu wirken, was eine effiziente Synthese von Metall- und Metalloxid-NPs ermöglicht, kombiniert mit den Einschränkungen herkömmlicher Methoden, die spezielle Ausrüstung, extreme Bedingungen erfordern und giftige Abfälle erzeugen, rechtfertigt die Entwicklung eines grünen Syntheseprotokolls, das unter moderaten Bedingungen arbeitet, skalierbar ist. und produziert keine gefährlichen Nebenprodukte 6,7,8,9. Unter den durch diese Strategie untersuchten Metalloxid-NPs bieten Magnesiumnanopartikel (MgNPs) erhebliche Vorteile gegenüber Silbernanopartikeln (AgNPs) und Zinkoxid-Nanopartikeln (ZnO NPs), da MgNPs keine Tendenz zur Bioakkumulation zeigen, eine geringere Zytotoxizität in menschlichen Zellen aufweisen und von der US-amerikanischen Food and Drug Administration (FDA) als allgemein sichere Substanzen für Anwendungen am Menschen anerkannt^{sind. 10, 11}. Zusätzlich wird erwartet, dass MgNPs, die mit Cerrado-Pflanzenextrakten synthetisiert werden, die antioxidativen und antibakteriellen Eigenschaften von Magnesium mit den bioaktiven Phytochemikalien im Extrakt kombinieren und so ihren kosmetischen funktionalen Wert im Vergleich zu konventionell synthetisierten Gegenstücken¹⁰ verbessern.

In der Kosmetikindustrie hat die Anwendung der Nanotechnologie die Produktentwicklung revolutioniert, indem sie die Abgabe, Stabilität und Wirksamkeit der Wirkstoffe verbessert¹¹. NPs können tiefer in die Haut eindringen, eine kontrollierte Freisetzung bieten und empfindliche Verbindungen vor Abbau schützen, was sie für Formulierungen, die auf Hautalterung, Pigmentierung, Akne und^Sonnenschutz abzielen, äußerst wertvoll macht. Trotz dieser dokumentierten Vorteile ist die grüne Synthese von MgNPs, die einheimische Pflanzen aus neotropischen Savannen als Reduktionsmittel für kosmetische Anwendungen verwenden, weitgehend unerforscht und es fehlt an methodischer Standardisierung, im Gegensatz zu dem, was weithin für Pflanzen aus Asien, Afrika und Europa berichtet wurde 11,12,13,14. Die meisten bisherigen Studien schenken der Integration von NPs in funktionelle kosmetische Formulierungen und ihrer Stabilität unter kontrollierten Lagerbedingungen^nur begrenzte Aufmerksamkeit 11,14,15. Das vorliegende Protokoll hilft, diese methodische Lücke zu schließen, indem es in einer einzigen, reproduzierbaren Methodik die grüne Synthese von MgNPs aus neotropischer Flora, deren Einbeziehung in ein nanophytokosmetisches Gesichtsserum und die umfassende Bewertung ihrer physikalisch-chemischen und funktionellen Stabilität integriert.

Das übergeordnete Ziel dieses Protokolls ist es, eine standardisierte, reproduzierbare und skalierbare Methodik für die grüne Synthese von MgNPs unter Verwendung von Stryphnodendron-Adstringen, einer Pflanze aus den neotropischen Savannen von Cerrado, sowohl als Reduktions- als auch als Stabilisierungsmittel zu beschreiben und so ihre intrinsischen bioaktiven Eigenschaften in einer Gesichtsserumformulierung zu nutzen. Die Entwicklung von MgNPs, die aus S. Adstringens für topische Anwendungen am Menschen synthetisiert werden, stellt eine neuartige Nanoformulierung dar, die derzeit unter der brasilianischen Patentanmeldung geschützt ist (BR 10 2025 015416 1). Das vorgeschlagene experimentelle Design stellt einen nachhaltigen und biokompatiblen Ansatz für die NP-Produktion dar, der den Einsatz von toxischen Reduzierungsmitteln vermeidet, die üblicherweise in der konventionellen NP-Synthese verwendet werden, und gleichzeitig die Integration von Phytochemikalien mit potenzieller biologischer Aktivität erleichtert. Dieses Protokoll eignet sich besonders für Forscher, die umweltfreundliche Methoden zur Nanopartikelherstellung für kosmetische, pharmazeutische oder biomedizinische Anwendungen suchen, insbesondere wenn pflanzliche Extrakte reich an Flavonoiden und Polyphenolen vorhanden sind. Da diese Verbindungen als natürliche Reduktions- und Stabilisierungsmittel wirken, kann das Protokoll leicht an andere Pflanzenarten mit vergleichbaren phytochemischen Profilen angepasst werden, was seine Anwendung auf einheimische Flora aus verschiedenen biogeographischen Regionen je nach lokaler Verfügbarkeit von Pflanzenmaterial ermöglicht.

Protokoll

1. Pflanzenmaterial

1. Auswahl und Dokumentation
   1. Wählen Sie gesunde Pflanzen von S. adstringens, die in repräsentativen Bereichen der natürlichen Umgebung wachsen, für die Rindensammlung. Erfassen Sie den Probennahmeort, das Entnahmedatum, die geografischen Koordinaten mit einem GPS-Gerät sowie die lokalen Umweltbedingungen zum Zeitpunkt der Entnahme.
   2. Führen Sie botanische Identifikation mit spezialisierter taxonomischer Literatur für neotropische Savannenarten durch. Bestätigen Sie die Identifikation durch Konsultation eines qualifizierten Taxonomen¹⁷.
   3. Sammeln und trennen Sie repräsentatives Pflanzenmaterial für die Dokumentation des Herbariums, einschließlich vegetativer und fortpflanzender Strukturen (z. B. Blätter, Blüten, Früchte und kleine Äste).
      HINWEIS: Sammeln Sie Herbarmaterial separat von der für experimentelle Verfahren verwendeten Rinde. Pressen und trocknen Sie das Pflanzenmaterial mit den Standardtechniken des Herbariums, bringen Gutscheinproben an und deponieren sie in einem anerkannten Herbarium, um die Rückverfolgbarkeit sicherzustellen.
2. Rindensammlung
   1. Sammeln Sie die Rinde vom Stamm des S. adstringens-Baumes in den BBCH-Stadien 31–39, entsprechend der vegetativen Wachstumsphase, wie in früheren phänologischen Studien^{beschrieben 16,17}.
      HINWEIS: Bewahren Sie das gesammelte Material in einem dunklen Beutel auf, um den Abbau von Sekundärmetaboliten und den Abbau von Sekundärmetaboliten zu verhindern.
3. Feuchtigkeitsbestimmung
   1. Wiegen Sie die Rindenproben mit einer analytischen Waage. Teile das Material in drei Repliken auf und notiere die Anfangsgewichte.
   2. Stellen Sie die Rindenproben bei 105 °C in einen Ofen. Trocknen Sie die Proben, bis sie ein konstantes Gewicht erreichen.
      HINWEIS: Ein konstantes Gewicht wird erreicht, wenn zwei aufeinanderfolgende Messungen sich um maximal 1 mg unterscheiden, was auf eine vollständige Feuchtigkeitsentfernung hinweist.
   3. Nimm die Proben aus dem Ofen, lass sie auf Zimmertemperatur abkühlen und notiere das Endgewicht. Berechnen Sie den Feuchtigkeitsgehalt und die Trockensubstanz mit den folgenden Gleichungen:
      
      Trockenmasse (%) = 100 - Luftfeuchtigkeit (%)
      Wobei:
      W1 = Gewicht des leeren Behälters
      W2 = Gewicht des Behälters + Probe vor dem Trocknen
      W3 = Gewicht des Behälters + Probe nach dem Trocknen

2. Extraktzubereitung

HINWEIS: Alle Verfahren, die gefährliche Materialien betreffen, wurden gemäß international anerkannten Chemikaliensicherheitsrichtlinien¹⁸ durchgeführt.

1. Spülen Sie die frisch gesammelte Rinde mit fließendem Wasser ab, um Schmutz, Staub und Oberflächenunreinheiten zu entfernen.
2. Stellen Sie die Rindenproben für 72 Stunden in einen Ofen bei 36 °C. Mahlen Sie die getrocknete Rinde mit einer Messermühle, um ein feines Pulver zu erhalten.
3. Wiege 200 g Pulverrinde ab und überfülle sie in eine Erlenmeyer-Flasche. Fügen Sie 1000 ml 98% Ethanol hinzu.
   VORSICHT: Ethanol ist hochentflammbar. Halte dich von Zündquellen fern und arbeite in einem gut belüfteten Bereich.
4. Versiegeln Sie die Flasche und bewahren Sie sie 72 Stunden bei Raumtemperatur auf, geschützt vor Licht. Rühren Sie die Mischung alle 24 Stunden um.
5. Filtern Sie den Extrakt zuerst durch ein Metallgeflecht und dann durch Baumwolle mit einem Trichter, um Rückstände zu entfernen.

3. Bewertung der antioxidativen Aktivität

1. Bereiten Sie eine 100 mM DPPH (2,2-Diphenyl-1-Picrylhydrazyl) Lösung in Methanol vor.
   VORSICHT: Methanol ist giftig und hochentflammbar. Führen Sie es mit einer Abzugshaube und tragen Sie geeignete persönliche Schutzausrüstung. DPPH ist reizend und kann schädlich sein, wenn es eingeatmet oder eingenommen wird. Vermeiden Sie direkten Kontakt und Einatmen.
   HINWEIS: Schützen Sie die Lösung vor Licht, indem Sie den Test unter schwachen Lichtverhältnissen durchführen, und seien Sie vorsichtig beim Umgang mit Methanol und DPPH, stets mit Handschuhen.
2. Verdünnen Sie den ethanolhaltigen S. adstringens-Rindenextrakt in Methanol, um Konzentrationen von 0,1 % bis 5 % (v/v) zu erhalten. Bereiten Sie Vitamin-C-Lösungen in denselben Konzentrationen wie eine positive Kontrolle vor.
3. Geben Sie 100 μL DPPH-Lösung in jede Mulde einer 96-Well-Platte.
4. Gib jedem Brunnen 50 μL Extrakt oder Vitamin-C-Lösung hinzu.
   HINWEIS: Verwenden Sie DPPH + Methanol als Negativkontrolle und Methanol nur als Blank. Führen Sie alle Messungen im Quadruplicat durch.
5. Inkubiere die Platte 30 Minuten bei Raumtemperatur im Dunkeln.
6. Messen Sie die Absorption bei 515 nm mit einem Spektrophotometer.
7. Berechnen Sie die radikale Plünderungsaktivität mit folgender Gleichung:
   
   Wobei:
   ABS-Regelung = Absorption von DPPH + Methanol
   ABS-Probe = Absorption von DPPH + Extrakt

4. Zellviabilitätsanalyse

1. Normale humane dermale Fibroblasten (NHDF) werden in RPMI-1640-Medium kultiviert, ergänzt mit 10 % fetalem Rinderserum und 1 % Penicillin–Streptomycin. Halten Sie die Zellen bei 37 °C mit 5 % CO₂.
2. Säe in 96-Bohrloch-Platten bei 3 × 10^{4 Zellen pro} Brunnen und inkubiere 24 Stunden.
3. Ersetzen Sie das Medium durch 100 μL frisches Medium und fügen Sie 50 μL Extraktlösung hinzu. 24 Stunden inkubieren.
4. Entferne das Medium und gib 10 μL MTT-Lösung zu jedem Brunnen. Inkubieren Sie 4 Stunden, um Formazan-Bildung zu ermöglichen.
   VORSICHT: MTT-Reagenz ist giftig und sollte mit Handschuhen und geeigneter Schutzausrüstung behandelt werden. Vermeiden Sie Haut- und Blickkontakt.
5. Fügen Sie 60 μL Löslichkeitslösung (HCl in Isopropanol) hinzu, um die Kristalle zu lösen.
   VORSICHT: Salzsäure ist ätzend und kann schwere Verbrennungen verursachen. Behandle sie mit geeigneter Schutzausrüstung und arbeite in einer Abzugshaube. Isopropanol ist brennbar und sollte fernab von Zündquellen in gut belüfteten Bereichen behandelt werden.
6. Missen Sie die Absorption bei 540 nm mit einem Spektrophotometer.
   HINWEIS: Zellviabilitätstests wurden mit behandelten und unbehandelten Kontrollgruppen durchgeführt, wobei jede Erkrankung in vierfachen Bohrlöchern analysiert wurde.
7. Berechnen Sie die Zelllebensfähigkeit mit:
   Zelllebensfähigkeit (%) = (ABS-Probenextrakt/ABS-Zellkontrolle) x 100
   Wobei:
   ABS-Zellkontrolle = Absorption unbehandelter Kontrollbrunnen, die nur Zellen und Kulturmedium enthalten.
   ABS-Probeextrakt = Absorption von Brunnen, die Zellen enthalten, die mit dem Pflanzenextrakt behandelt wurden.

5. Grüne Synthese von Magnesiumnanopartikeln

1. Gib 9890 μL destilliertes Wasser in ein steriles Reaktionsrohr.
2. Fügen Sie 100 μL Pflanzenextrakt hinzu.
3. Fügen Sie 10 μL 1 M MgCl₂ hinzu, um eine Endkonzentration von 10 mM zu erhalten.
   VORSICHT: Magnesiumchlorid kann Reizungen verursachen. Behandeln Sie sie mit geeigneter Schutzausrüstung und vermeiden Sie den Kontakt mit Augen und Haut.
   HINWEIS: Die Basisreaktion besteht aus 1 % (v/v) Extrakt + 10 mM MgCl₂ in einem Gesamtvolumen von 10 mL. Zur Optimierung der NP-Bildung kann die Extraktkonzentration angepasst werden, wobei das Endvolumen und die MgCl₂-Konzentration erhalten bleiben.
4. Gründlich mischen, um die Lösung zu homogenisieren.
5. Inkubieren bei 75 °C für 18 Stunden.
   VORSICHT: Erhöhte Temperaturen können Verbrennungen verursachen. Verwenden Sie geeignete Schutzausrüstung beim Umgang mit erhitzten Proben.
   HINWEIS: Eine Farbveränderung kann auf die Bildung von Nanopartikeln hinweisen.
6. Lassen Sie die Mischung vor der Charakterisierung auf Raumtemperatur abkühlen.

6. Nanopartikelcharakterisierung

1. Dynamische Lichtstreuung (DLS)
   1. Transferiere ~750 μL Nanopartikelsuspension in eine Messzelle.
   2. Setzen Sie die Zelle in das Instrument ein und messen Sie bei 25 °C.
   3. Erfassen Sie Partikelgrößendaten mit einem geeigneten Detektionsmodus.
   4. Analysieren Sie jede Probe dreifach mit fünf Teildurchläufen pro Messung.
2. Atomkraftmikroskopie (AFM)
   1. Geben Sie 10 μL Nanopartikelsuspension auf frisch gespaltenem Glimmer ab.
   2. Trockne die Probe 2 Stunden lang in einem Desikator.
   3. Spülen Sie das Glimmerblatt vorsichtig dreimal mit 20 μL gefiltertem destilliertem Wasser. Bringen Sie die Probe zurück in den Desikator und lassen Sie sie weitere 2 Stunden bei Raumtemperatur trocknen.
      HINWEIS: Das Spülen entfernt überschüssige Salze und verbessert die Bildqualität.
   4. Konfigurieren Sie das Atomkraftmikroskop durch Instrumentenaufbau und Laserausrichtung gemäß den Anweisungen des Herstellers. Aufnehmen Sie Oberflächenaufnahmen der NPs mit einem Scanbereich von 500 × 500 nm.
      HINWEIS: AFM wird verwendet, um die Oberflächenrauheit qualitativ zu beurteilen und die morphologischen Merkmale der aus S. adstringens synthetisierten MgNPs zu visualisieren, wodurch hochauflösende dreidimensionale Oberflächenbilder erzeugt werden.

7. Formulierung des nanophytokosmetischen Materials

1. Beheizte Phase
   1. Wiege 29,7 g gereinigtes Wasser, 0,50 g Hydroxyethylcellulose (HEC) und 3 g Glycerin in separaten Behältern.
   2. Geben Sie das Wasser in einen magnetischen Rührer und erhitzen Sie es sanft auf 70–75 °C.
   3. Gib HEC beim Umrühren allmählich zum erhitzten Wasser hinzu, um Klumpen zu vermeiden.
      HINWEIS: Die Flüssigkeitszufuhr kann 15–30 Minuten erfordern.
   4. Glycerin hinzufügen und vermischen, bis es homogen ist.
2. Abkühlphase
   1. In separaten Bechern wiegen Sie 30 g gereinigtes Wasser, 3 g Niacinamid, 33,3 g MgNPs, die aus S. adstringens synthetisiert werden, 0,3 g Hyaluronsäure mit niedrigem Molekulargewicht sowie 0,2 g Benzylalkohol und Dehydroessigsäure, um die Abkühlphase zu bilden.
   2. Niacinamid vollständig im Wasser bei Raumtemperatur auflösen.
   3. Gib Hyaluronsäure hinzu und vermische sie bis zur Gleichmäßigkeit.
   4. Fügen Sie S. adstringens MgNPs hinzu und mischen Sie sanft.
   5. Konservierungsmittel hinzufügen und mischen.
3. Mischen
   1. Kühlen Sie die erhitzte Phase auf ~40 °C ab.
   2. Fügen Sie die Abkühlphase langsam zur erhitzten Phase hinzu, während Sie rühren.
   3. Messen Sie den pH-Wert der Formulierung. Für Serumformulierungen mit Niacinamid ist ein Ziel-pH-Wert von 5,0–6,5 geeignet.
      HINWEIS: Niacinamid ist stabil bei neutralem bis leicht saurem pH-Wert. Verwenden Sie bei Bedarf kleine Mengen Zitronensäure oder Natriumhydroxid, um den pH-Wert anzupassen.

8. Kosmetische Stabilitätsbewertung

1. Vorläufige Stabilität (12 Tage)
   1. Bereiten Sie vier Replikationsproben des kosmetischen Serums in versiegelten Behältern vor.
   2. Unterziehen Sie die Proben sechs aufeinanderfolgenden Gefrier-Tau-Zyklen. Lagern Sie die Proben bei 50 °C für 24 Stunden und dann bei −5 °C für 24 Stunden, wobei alle 48 Stunden ein vollständiger Zyklus durchgeführt wird.
   3. Nach jedem Zyklus werden organoleptische Eigenschaften durch visuelle Inspektion der Formulierung auf Veränderungen in Aussehen, Farbe, Geruch und Phasentrennung erfasst.
   4. Messen Sie den pH-Wert der vier Proben bei Raumtemperatur mit einem kalibrierten digitalen pH-Messgerät. Bestimmen Sie die Viskosität mit einem Rotationsviskositätsmesser gemäß den Anweisungen des Geräteherstellers.
      HINWEIS: Variationen ≤10 % sind akzeptabel. Veränderungen, die diese Schwelle überschreiten, können auf Instabilität der Formulierung hinweisen und sollten weiter untersucht werden. Wenn die Formulierung die Vorstudie besteht, führen Sie einen beschleunigten Stabilitätstest durch.
2. Beheizte Stabilität (90 Tage)
   1. Bereiten Sie acht Proben der kosmetischen Formulierung vor. Lagern Sie vier Proben bei 50 °C und vier Proben bei 4 °C.
   2. Evaluieren Sie bei 0, 1, 7, 15, 30, 60 und 90 Tagen.
   3. Bewerten und dokumentieren Sie organoleptische Eigenschaften durch visuelle Inspektion der Formulierung auf Veränderungen in Aussehen, Farbe, Geruch und Phasentrennung.
   4. Messen Sie den pH-Wert der Proben bei Raumtemperatur mit einem kalibrierten digitalen pH-Messgerät. Bestimmen Sie die Viskosität mit einem Rotationsviskositätsmesser gemäß den Anweisungen des Geräteherstellers.
      HINWEIS: Die Stabilitätsbewertung wurde gemäß den Richtlinien der brasilianischen Gesundheitsüberwachungsbehörde¹⁹ durchgeführt. In den Vereinigten Staaten folgt der Stabilitätstest den^{FDA-Empfehlungen 20}. In der Europäischen Union entspricht die Stabilitätsbewertung der Verordnung (EG) Nr. 1223/2009²¹, die die Aufnahme eines Cosmetic Product Safety Report (CPSR) vorschreibt. Anhang I dieser Verordnung erfordert dokumentierte Stabilitätsdaten, um die Sicherheit und Haltbarkeit der kosmetischen Formulierung zu unterstützen, wobei Tests in der Regel gemäß der harmonisierten Richtlinie ISO/TR 18811:2018²², "Leitlinien zur Stabilitätsprüfung kosmetischer Produkte", durchgeführt werden.

Ergebnisse

Der Trocknungsprozess der Pflanzenrinde ist ein entscheidender Schritt zur Erhaltung bioaktiver Verbindungen und zur Sicherstellung ihrer Anwendbarkeit in der Lebensmittel-, Pharma- und Kosmetikindustrie. Umgekehrt kann unzureichende Trocknung zu übermäßiger Verdunkelung, Aromaverlust, mikrobieller Kontamination und Abbau bioaktiver Verbindungen führen, was die Qualität der rohen Rinde beeinträchtigt. Tabelle 1 fasst die Kriterien zusammen, mit denen richtig und falsch g...

Diskussion

Das hier vorgestellte Protokoll beschreibt einen reproduzierbaren Arbeitsablauf für die grüne Synthese von MgNPs unter Verwendung von S. adstringens-Extrakt und deren Einbindung in eine nanophytokosmetische Serumformulierung. Mehrere Schritte sind entscheidend, um zuverlässige Ergebnisse zu gewährleisten. Erstens muss die Sammlung und Dokumentation von Pflanzenmaterial sorgfältig standardisiert werden, einschließlich genauer Erfassung geografischer Koordinaten, Umweltbedingungen...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
96-Well-Platten	Sigma-Aldrich	M0812	Zellassays
Benzylalkohol & Dehydroessigsäure	Sigma-Aldrich	1,09,626	Konservierungsmittel
Zentrifugenröhren (15 mL / 50 mL)	Falke (Corning)	430766	Probenbehandlung
Zitronensäure	Sigma-Aldrich	C0759	pH-Anpassung
CO2 Inkubator	ThermoFisher Scientific	3110	CO2 Inkubator zur Zellkultur verwendet
Baumwollfiltermaterial	Lokaler Lieferant	LH R/260	Filtration
Desiccator	merck	BAF424002141	Trocknung
DPPH (2,2-Diphenyl-1-Pikrylhydrazyl)	Sigma-Aldrich	D9132	Antioxidantientest
Trocknungsofen	NovaÉ tica	400/5NDR	Ofen zum Trocknen von Pflanzenmaterial
Einfacher Ofen	SolidSteel	SSE-85L	Ofen für kosmetische Stabilitätstests verwendet
Erlenmeyer-Kolben 1000 mL	VIDROLABOR	76200B01000	Extraktion
Ethanol (98 %)	Dinamica-Quimica contemporanea	P.10.0051.015.36	Extraktionslösungsmittel
Fetales Rinderserum (FBS)	Gibco (Thermofischer)	ES-009-C	Ergänzung
Gefrierschrank	Gelopar	GTPC-575	Gefriertruhe, der für Stabilitätstests verwendet wird
Glycerin	Bottica botanika	TBV084.003904.086	Feuchthalter
Hyaluronsäure (niedriges Molekulargewicht)	Bottica botanika	J201220136	Feuchtigkeitsmittel
Salzsäure (HCl)	Sigma-Aldrich	1,00,317	MTT-Löslichkeit
Hydroxyethylcellulose (HEC)	Bottica botanika	AH230641697	Verdicker
Isopropanol	Sigma-Aldrich	100995	MTT-Löslichkeit
Messermühle	7LAB	920Willye 4× 4 Klingen	Mahlen von Blättern, Wurzeln, Samen und Knollen
Magnesiumchlorid (MgCl2)	Sigma-Aldrich	1,01,872	Nanopartikelsynthese
Magnetischer Rührer; Heizplatte	IKA	5030000	Mischen
Methanol	Sigma-Aldrich	900641	DPPH-Prüfung
Glimmerplatten	ThermoFisher Scientific	NC9655733	AFM-Vorbereitung
Mikroplatten-Leser	ThermoFisher Scientific	Multiskan GO 1510-03581	Mikroplatten-Leser
MTT-Reagenz	Sigma-Aldrich	CT01-5	Zellviabilitätstest
NHDF-Zellen	BCRJ	0089	Humane dermale Fibroblasten
Niacinamid	Bottica botanika	211847	Wirkstoff
Ofen	Termo Scientific	PR305225M	Trocknung
Penicillin– Streptomycin	Gibco (Thermofischer)	15140122	Antibiotikum
pHmeter	Digitalisiert	DM-220	Verwendet zur Monotorisierung des pH-Werts in Stabilitätstests
Pipetten und Spitzen;	Eppendorf	30078551	Flüssigkeitshandhabung
Gereinigtes / destilliertes Wasser	Merck (Milli-Q)	ZIX7010T0C	Allgemeiner Gebrauch
Kühlschrank	Metalfrio	VB40W	Kühlschrank für Stabilitätstests verwendet
Rotationsviskosimeter	Novotest	VISC-5SA	Verwendet zur Messung der Visosität in Stabilitätstests
RPMI-1640 Medium	Gibco (Thermofischer)	11875093	Zellkultur
Maßstab	BEL Engeneering	HPBG-2285	Waage zum Wägen von Materialien
Rastersondenmikroskop	SHIMADZU	SPM-9700HT	AFM, Scanning-Sondenmikroskop
Natriumhydroxid (NaOH)	Dinamica-Quimica contemporanea	P.10.0594.024.00	pH-Anpassung
Spektrophotometer	ThermoFisher Scientific	A51119700C	Absorption
Vitamin C (Ascorbinsäure)	Sigma-Aldrich	PHR1008	Positive Kontrolle
Zetasizer Pro	Malvern Panalytical	Zetasizer Pro	Für dynamische Lichtstreuung und Zeta-Größe