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Methodenartikel

Visualisierung der zygotischen Genomaktivierung in Einzelzellen früher Embryonen

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DOI:

10.3791/70592

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3. April 2026

 , 
1Department of Biological Sciences, University of South Carolina

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Wir beschreiben Methoden zur Visualisierung der entstehenden Transkription während der zygotischen Genomaktivierung in Einzelzellen während der frühen Embryogenese.

Zusammenfassung

Die frühe Embryogenese erfordert den mütterlichen zu zygotischen Übergang (MZT), der die zygotische Genomaktivierung (ZGA) notwendig macht. Während der ZGA werden Hunderte bis Tausende von Genen transkribiert, was für verschiedene Prozesse in der frühen Embryonalentwicklung unerlässlich ist, darunter die Aufrechterhaltung des embryonalen Überlebens, die Bestimmung des Zellschicksals und die Bildung der Keimschicht. Eine große Herausforderung bei der Untersuchung von ZGA bestand darin, ZGA direkt in einzelnen Zellen früher Embryonen zu visualisieren. Hier beschreiben wir eine Methode, um ZGA direkt in einzelnen Zellen früher Embryonen zu visualisieren, indem die metabolische Markierung entstehender Transkripte mit 5-Ethynyl-Uridin (5-EU) durchgeführt wird, gefolgt von der Konjugation der entstehenden EU-RNAs mit Fluorophoren mittels Klickchemie und deren Visualisierung in Ganzmontageembryonen mittels Konfokalmikroskopie, anhand von Xenopus laevis als Modell. Diese Methode ermöglichte es uns, Einzelzell-ZGA in Whole-Mount-Embryonen zu verfolgen und den heterogenen Beginn von ZGA in Raum und Zeit während der frühen Embryogenese aufzuzeigen. Es kann in anderen embryonalen Systemen oder Geweben verwendet werden, um Gentranskription und Genomregulation auf Einzelzellebene zu untersuchen.

Einleitung

Während der frühen Entwicklung durchläuft der Embryo den mütterlichen zu zygotischen Übergang (MZT), bei dem die Entwicklungskontrolle allmählich von den mütterlichen Faktoren auf die zygotischen Gene umgestellt wird. Das MZT erfordert die Aktivierung des zunächst ruhenden zygotischen Genoms, ein Prozess, der als zygotische Genomaktivierung (ZGA) bezeichnet wird; die während ZGA exprimierten Gene sind für die frühe Zellschicksalsspezifikation, Gastrulation und Achsenbildung 1,2 erforderlich. Wichtig ist, dass ZGA in allen Metazoen konserviert ist und der Zeitpunkt der ZGA streng kontrolliert ist, obwohl dies zwischen Arten 3,4 variiert. Eine Dysregulation von ZGA kann schwerwiegende Folgen haben, von Entwicklungsdefekten bis hin zu embryonalem Tod wie Fehlgeburten. Daher ist das Studium der Mechanismen von ZGA nicht nur wichtig, um die Grundlagen der Genregulation zu verstehen, sondern hat auch bedeutende klinische Implikationen.

Eine große Herausforderung bei der Untersuchung von ZGA bestand darin, das großflächige ZGA direkt in frühen Embryonen zu visualisieren und dessen Mechanismen auf Einzelzell-Ebene zu untersuchen. Wir haben diese Herausforderung überwunden, indem wir eine Methode entwickelten, die die metabolische Markierung entstehender Transkripte während ZGA mit 5-Ethynyl-Uridin (5-EU) verwendet, gefolgt von der Konjugation der entstehenden EU-RNAs zu Fluorophoren mittels Klickchemie und der Visualisierung in Ganzmontageembryonen mittels konfokaler Mikroskopie, wobei Xenopus laevis als Modell verwendet wird. Der große Xenopus-Embryo (~1,2 mm im Durchmesser) enthält einen Zellgrößengradienten, und das großräumige ZGA tritt etwa in den mittleren Blastula-Stadien auf (mit Beginn um Stadium 7 und Höhepunkt um Stadium 9), was es zu einem idealen Modell zur Untersuchung von Mustern von ZGA5 macht. Durch die Verwendung der 5-EU-Markierung in frühen Xenopus-Embryonen konnten wir die großflächige ZGA in einzelnen Zellen von Whole-Mount-Frühembryonen direkt visualisieren und quantifizieren, was uns dazu führte, ein neues raumzeitliches Muster von ZGA zu entdecken, das hauptsächlich durch Zellgröße 5,6 reguliert wird.

Hier beschreiben wir die Details dieses Ansatzes, der aus früheren Arbeiten mit Optimierungen 5,7 übernommen wurde, einschließlich der Fixierung von Embryonen nach der metabolischen Markierung entstehender Transkripte mit 5-EU, der Konjugation entstehender EU-RNAs mit einem Fluorophor mittels einer Klickreaktion8 sowie der Immunfärbung für subzelluläre Marker, gefolgt von der Freigabe der Embryonen für konfokale Bildgebung. Diese Methode kann auf andere embryonale Systeme angewandt werden, darunter Zebrafish 9,10, oder bei der Sequenzierung zur Profilierung des entstehenden Transkriptoms11, was seine allgemeine und breite Anwendung in verschiedenen Probentypen und Analysen unterstützt. Insgesamt bietet diese Methode ein neues, wichtiges Mittel zur Untersuchung der regulatorischen Mechanismen des Genoms in Einzelzellen.

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Protokoll

Die hier beschriebenen Tierarbeiten wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of South Carolina genehmigt.

1. Vorbereitung vor Beginn des Protokolls

HINWEIS: Bereiten Sie vor Beginn des Protokolls die folgenden Lösungen mit RNase-freiem Wasser vor.

  1. Bereiten Sie 1× Tris-gepufferte Kochsalzlösung (TBS) vor, pH 7,6: 50 mM Tris-HCl und 150 mM NaCl. Stellen Sie den pH-Wert auf 7,6 ein. Lagern Sie bei Zimmertemperatur. Nutze den Puffer innerhalb von zwei Monaten.
  2. Bereiten Sie 1× Tris-gepufferte Kochsalzlösung mit Tween 20 (TBST), pH 7,6 vor: Fügen Sie Triton X-100 mit einer Endkonzentration von 0,1 % (Vol/vol) zu 1× Esemel (pH 7,6) zu, die mit RNase-freiem Wasser hergestellt werden. Lagern Sie bei Zimmertemperatur. Nutze den Puffer innerhalb eines Monats.
  3. 4 % Paraformaldehyd (PFA)/1× MEM vorbereiten: 1 Fläschchen (10 ml) 16 % PFA-Bestand und 4 ml 10× MEM (1000 mM 3- (N-morpholino)Propansulfonsäure [MOPS] pH 7,4, 20 mM EGTA und 10 mM MgSO4). Fügen Sie RNase-freies Wasser zu 40 ml hinzu. Aliquot und bei -20 °C aufbewahren. Verwenden Sie die Lösung innerhalb von 6 Monaten.
  4. Bereiten Sie 70 %, 50 % und 25 % Methanol in 0,5× SSC vor: Mischen Sie Methanol und 0,5× SSC in 3:1, 1:1 bzw. 1:3. Verwenden Sie die Lösung innerhalb von sechs Monaten.
  5. Bleichlösung vorbereiten: Mischen Sie eine Endkonzentration von 2 % (Vol/Vol) H2O2, 5 % (Vol/Vol) Formamid und 0,5 × SSC in RNase-freiem Wasser. Bereiten Sie diese Lösung frisch vor der Anwendung vor.
  6. Blocklösung bereiten: Fügen Sie eine Endkonzentration von 10 % (Vol/vol) Ziegenserum und 0,2 % (Wt/vol) BSA in 1× TBST hinzu. Lagern Sie bei -20 °C. Verwenden Sie die Lösung innerhalb von 6 Monaten.
  7. Bereite BABB-Reinigungsreagenz vor: Mische 1 Teil Benzylalkohol (BA) und 2 Teile Benzoat (BB). Lagern Sie bei Zimmertemperatur. Verwenden Sie die Lösung innerhalb von 6 Monaten.

2. Korrektur der 5-EU-mikroinjizierten Embryonen

  1. Um 5-Ethynyl-Uridin (5-EU) in 1-Zell-Embryonen mikroinjiziert zu geben, befolgen Sie die zuvor beschriebenenVerfahren 11. Lassen Sie die Embryonen sich zu den gewünschten ZGA-Stadien entwickeln, z. B. Stadium 9, wenn ZGA in den meisten Zellen des Embryos aktiv auftritt.
  2. Um die 5-EU-Mikroinjizierten Embryonen zu fixieren, geben Sie zunächst etwa 1,8 ml 4 % PFA/1× MEM in ein 2-mL Szintillationsglasfläschchen. Dann verwenden Sie eine Kunststoff-Transferpipette, um ~20 Embryonen in das Glasfläschchen zu bringen. Minimieren Sie die Menge an Kulturmedium, die dem Glasfläschchen zugesetzt wird.
  3. Fülle das Glasfläschchen bis zur Spitze mit zusätzlichen 4 % PFA/1× MEM. Schließe das Fläschchen mit dem Deckel; Keine Luftblasen sollten zurückbleiben.
  4. Stellen Sie das Glasfläschchen auf einen Rotator und drehen Sie den Embryo mit niedriger Geschwindigkeit (z. B. 10 U/min) mindestens 2 Stunden bei Zimmertemperatur.
  5. Verwenden Sie eine Pipette, um das Fixativ vorsichtig zu entfernen. Fülle das Glasfläschchen mit 100 % Methanol. Stellen Sie das Glasfläschchen auf einen Rotator und drehen Sie die Embryonen 5 Minuten lang mit niedriger Geschwindigkeit.
  6. Entferne das Methanol vorsichtig und gib neues Methanol dazu. Wiederhole die Rotation und Dehydrierung mindestens zweimal, damit die Embryonen vollständig ausgetrocknet sind.
  7. Lagere die Embryonen in Methanol bei -20 °C.
    HINWEIS: Das Protokoll kann hier pausiert werden. Lassen Sie die Embryonen mindestens 2 Tage in Methanol bleiben, bevor Sie mit den folgenden Schritten fortfahren. Embryonen können innerhalb von 2 Monaten verwendet werden.

3. Konjugation entstehender RNAs mit einem Fluorophor mittels Klickreaktion

  1. Zur Rehydrierung der Embryonen entnehmen Sie zunächst das Methanol aus dem Glasfläschchen, geben Sie dann 2 ml 75 % Methanol in 0,5× SSC und schließen das Fläschchen mit dem Deckel. Stellen Sie das Glasfläschchen auf einen Rotator und drehen Sie die Embryonen 5 Minuten lang mit niedriger Geschwindigkeit.
  2. Entfernen Sie die Flüssigkeit aus dem Glasfläschchen nach dem Drehen. Wiederholen Sie den oben genannten Schritt nacheinander, indem Sie 50 % Methanol in 0,5× SSC, 25 % Methanol in 0,5× SSC und 0,5× SSC verwenden. Um die Embryonen vollständig zu rehydrieren, wiederholen Sie das letzte Waschen mit 0,5× SSC mindestens zweimal.
  3. Gib 2 ml frisch zubereitete Bleichlösung (2 % H2O2 und 5 % Formamid in 0,5 × SSC) in das Glasfläschchen. Stellen Sie das Glasfläschchen auf ein Stück Alufolie und stellen Sie es dann unter ein LED-Licht in einer Entfernung, die die Proben nicht überhitzt.
  4. Bleichen Sie die Embryonen unter Licht, bis alle Pigmente weiß sind, was typischerweise 5–6 Stunden dauert. Beachten Sie, dass durch den Zerfall von H2O2 in O2 kleine Luftblasen entstehen, die die Embryonen schweben lassen können. Überprüfen Sie die Embryonen regelmäßig (z. B. alle 30 Minuten) und drehen Sie das Glasfläschchen vorsichtig, damit die Embryonen in der Bleichlösung absinken können.
  5. Entferne vorsichtig den Bleichpuffer. Fügen Sie 2 ml 0,5× SSC hinzu, um die Embryonen schnell auszuspülen. Wiederholen Sie den schnellen Abspülen bei Bedarf noch einmal.
  6. Gib 2 ml 1× TBST in das Glasfläschchen. Stellen Sie das Glasfläschchen auf einen Rotator und drehen Sie die Embryonen eine Stunde lang mit niedriger Geschwindigkeit. Entfernen Sie die Flüssigkeit aus dem Glasfläschchen nach dem Drehen.
  7. Wiederhole den oben genannten Schritt mindestens fünfmal. Beachten Sie, dass eine gründliche Spülung der Embryonen für die folgenden Schritte entscheidend ist.
  8. Gib 2 ml 1× Ess in das Glasfläschchen. Stellen Sie das Glasfläschchen auf einen Rotator und drehen Sie die Embryonen 5 Minuten lang mit niedriger Geschwindigkeit. Entfernen Sie die Flüssigkeit aus dem Glasfläschchen nach dem Drehen.
  9. Wiederhole den oben genannten Schritt noch einmal.
  10. Bereiten Sie die Mischung für die Klickreaktion in einem 1,5-mL-Mikrozentrifugenrohr vor, indem Sie die folgenden Reagenzien hinzufügen, um die Endkonzentrationen von 100 mM Tris-HCl (pH 8,5), 1 mM CuSO4, 25 μM Tetramethylrhodamin (TAMRA)-Azid und 100 mM Ascorbinsäure zu erreichen. Fügen Sie der Reaktion zuletzt Ascorbinsäure hinzu. Pipette hoch und runter, um gut zu mischen.
  11. Fügen Sie den Embryonen im Glasfläschchen 200 μL Reaktionsmischung hinzu. Stellen Sie sicher, dass das Volumen der Reaktionsmischung ausreichend ist, um alle Embryonen in das Fläschchen zu tauchen. Inkubiere 12 Stunden bei Zimmertemperatur im Dunkeln.
  12. Entferne vorsichtig die Klickreaktionsmischung. Beachten Sie, dass auf den Embryonen unspezifische Fluoreszenz sichtbar ist. Spülen Sie die Embryonen schnell zweimal mit 1 × Teeglas ab und waschen Sie sie dann mindestens 5 Mal mit 1× Es, wobei Sie die Lösung alle 1 Stunde wie oben beschrieben wechseln.
  13. Wasche die Embryonen weiter, indem du alle 2 Stunden 1 × TBST wechselst und sie über Nacht bei 4 °C auf einem Rotator lasse. Hören Sie auf zu waschen, wenn unspezifische Fluoreszenz kaum sichtbar ist. Beachten Sie, dass die Rückstände der Klickreaktion schädlich für die nachgeschaltete Immunfärbung sein können, daher sollten die Embryonen 1–2 Tage lang gründlich gewaschen werden, bevor Sie mit den nächsten Schritten fortfahren.

4. Immunfärbung von Embryonen mit subzellulären Markern (optional)

  1. Um die Embryonen zu blockieren, entnehmen Sie die 1× TBST aus dem Glasfläschchen im letzten Waschschritt oben und fügen Sie 200 μL der Blocklösung hinzu (10 % Ziegenserum/0,2 % BSA/1× TBST). Wickle das Glasfläschchen mit einem Stück Alufolie um, um die Embryonen vor Licht zu schützen. Stellen Sie das Glasfläschchen auf einen Nutator und schütteln Sie die Embryonen vorsichtig mindestens 1 Stunde bei Zimmertemperatur (oder über Nacht bei 4 °C).
  2. Verdünnen Sie den primären Antikörper (z. B. Anti-H3-Antikörper) auf 1:1.000 in 200 μL 10 % Ziegenserum/1× TBST. Gib den verdünnten Antikörper in das Glasfläschchen und wickle es mit einem Stück Alufolie um. Inkubieren Sie die Embryonen über Nacht bei 4 °C auf einem Nutator mit niedriger Geschwindigkeit.
  3. Entferne vorsichtig den Antikörper aus dem Glasfläschchen. Spülen Sie die Embryonen zweimal schnell aus, indem Sie 2 ml 1× TBST in das Glasfläschchen geben und es entnehmen.
  4. Füge 2 ml 1× TBST in das Glasfläschchen und wickle es dann mit einem Stück Alufolie um. Stellen Sie das Glasfläschchen auf einen Rotator und drehen Sie die Embryonen eine Stunde lang mit niedriger Geschwindigkeit. Entfernen Sie die Flüssigkeit aus dem Glasfläschchen nach dem Drehen.
  5. Wiederhole den oben genannten Schritt mindestens fünfmal.
  6. Verdünnen Sie den sekundären Antikörper (z. B. Rabbit Alex Fluor 488 Antikörper) auf 1:1.000 in 200 μL 10% Ziegenserum/1× TBST. Wenn eine DNA-Färbung erforderlich ist, verdünnen Sie den DNA-Farbstoff (z. B. TO-PRO-3) zusammen mit dem sekundären Antikörper.
  7. Gib den verdünnten Antikörper in das Glasfläschchen und wickle es mit Alufolie ein. Inkubieren Sie die Embryonen über Nacht bei 4 °C auf einem Nutator mit niedriger Geschwindigkeit.
  8. Entferne vorsichtig den Antikörper aus dem Glasfläschchen. Spülen Sie die Embryonen zweimal schnell aus, indem Sie 2 ml 1× TBST in das Glasfläschchen geben und es entnehmen.
  9. Füge 2 ml 1× TBST in das Glasfläschchen und wickle es dann mit einem Stück Alufolie um. Stellen Sie das Glasfläschchen auf einen Rotator und drehen Sie die Embryonen eine Stunde lang mit niedriger Geschwindigkeit.
  10. Wiederhole den oben genannten Schritt mindestens fünfmal.

5. Embryonen vor der konfokalen Bildgebung beseitigen

  1. Um die Embryonen zu dehydrieren, entferne vorsichtig den Puffer aus dem Glasfläschchen nach dem letzten Waschen und gib 2 ml 100% Methanol hinzu. Wickle das Glasfläschchen in Alufolie, stelle es auf einen Rotator und lasse die Embryonen 5 Minuten lang mit niedriger Geschwindigkeit rotieren. Entfernen Sie die Flüssigkeit aus dem Glasfläschchen nach dem Drehen.
  2. Wiederhole den oben genannten Schritt mindestens fünfmal.
  3. Um die Embryonen vollständig zu dehydrieren, wiederholen Sie den oben genannten Schritt mindestens 5 Mal mit 2 ml 100 % wasserfreiem Methanol.
  4. Entferne vorsichtig so viel Methanol wie möglich aus dem Glasfläschchen.
  5. Verwenden Sie eine Glaspipette, um langsam 500 μL des Reinigungsreagens BABB in das Glasfläschchen zu geben. Die Embryonen schweben im BABB und warten 10 Minuten, bis alle Embryonen sich auf den Boden des Glasfläschchens gelegt haben. Beachten Sie, dass die Embryonen nahezu unsichtbar werden, und entfernen Sie das BABB vorsichtig, ohne die Embryonen zu beschädigen.
  6. Wiederhole den oben genannten Schritt mindestens noch zweimal oder bis keine Schlieren-Linien mehr sichtbar sind. Um die Embryonen vollständig zu befreien, lassen Sie sie 1–2 Tage vor der Bildgebung in BABB aufbewahren.
  7. Erzeugen Sie Bildgerätekammern, indem Sie ein kleines Quadrat (z. B. ~5 mm × 5 mm) vom VHB-Band mit einer Dicke von ~ 1,1–1,2 mm (ähnlich der Größe des Embryos) und einer Größe von ~10 mm × 10 mm abschneiden, gefolgt davon, es auf ein 24 mm × 40 mm großes Deckglas zu kleben.
  8. Führen Sie die freigegebenen Embryonen vorsichtig in die Kammer und decken Sie sie dann mit einem weiteren Deckglas ab. Die Embryonen befinden sich im Sandwich aus Abdeckbrillen, sodass beide Seiten abgebildet werden können.
  9. Führen Sie Bildgebung unter einem konfokalen Mikroskop durch.

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Ergebnisse

Xenopus laevis-Embryonen im 1-Zell-Stadium wurden mit 5-EU mikroinjiziert, und Embryonen im Stadium 9 wurden fixiert, wenn großflächige ZGA im gesamten Embryo stattfand. Die Embryonen wurden nach dem oben beschriebenen Protokoll verarbeitet. Entjungierende RNAs in Embryonen wurden mit TAMRA-azid per Klickreaktion markiert, Histon H3 mit Antihiston H3-Antikörper und DNA mit TO-PRO-3. Die Embryonen wurden unter dem konfokalen Mikroskop mit dem 10×-Objektiv fotografiert. Wie in

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Diskussion

ZGA stellt einen der kritischsten Übergänge in den frühesten Stadien der Embryonalentwicklungdar 2,3. Hier haben wir detaillierte Verfahren zur Vorbereitung von Proben beschrieben, um ZGA direkt in Whole-Mount-Frühen Xenopus-Embryonen zu visualisieren, einschließlich der Fixierung von 5-EU-mikroinjizierten Embryonen, der Konjugation entstehender RNAs mit einem Fluorophor mittels Klickreaktion, der Immunfärbung subzellulä...

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Offenlegungen

Der Autor erklärt keine konkurrierenden Interessen.

Danksagungen

Wir danken dem Matthew Good Labor an der University of Pennsylvania für die Ausbildung. Diese Arbeit wurde teilweise vom Eunice Kennedy Shriver National Institute of Child Health and Human Development (R03HD105802) unterstützt.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
16 % Paraformaldehyd (PFA)EMS15710-SZur Herstellung der fixativen Lösung
20& Mal; SSCMediatechMT46-020-CMZur Herstellung der Bleichlösung
3D-NutationsmixerVWR76595-802Für nutierende Embryonen
9 mm Schraubgewinde-Phiolen (2 ml)VWR46610-722Zur Verarbeitung von Embryonen
Antihiston-H3-AntikörperAbcamab 1791Zur Immunfärbung
AscorbinsäureSigma-AldrichA7506Um die Klickreaktion zu erzeugen
BenzylalkoholSigma-Aldrich305197Zum Entfernen von Embryonen
BenzylbenzoatACROS Organics105860010Zum Entfernen von Embryonen
Rinderserumalbumin (BSA)Sigma-AldrichA3059Zur Herstellung der Blocklösung
Kappen für 9-mm-Schraubgewinde-Fläschchen (2 ml)VWR46610-712Zur Verarbeitung von Embryonen
Deckglas (24 mm & mal; 40 mm)VWR48393-060Zur Herstellung von Bildkammern
CuSO4Sigma-Aldrich61230Um die Klickreaktion zu erzeugen
Ethylenebis (Oxyethylennitrilo)Tetraessigsäure (EGTA)Thermo Fisher ScientificAC409915000Zur Herstellung der fixativen Lösung
Fiji ImageJNIHFür Bildverarbeitung
FormamidThermo Fisher ScientificAC181090010Zur Herstellung der Bleichlösung
Glas-Pasteur-PipettenVWR14673-010Für den Transfer von BABB
Ziegen-Kaninchen-Antikörper Alex Fluor 488 SekundärantikörperThermo Fisher ScientificA27034Zur Immunfärbung
ZiegenserumAbcamab7481Zur Herstellung der Blocklösung
WasserstoffperoxidSigma-AldrichH1009Zur Herstellung der Bleichlösung
Magnesiumsulfat (MgSO4)Thermo Fisher ScientificM65-500Zur Herstellung der fixativen Lösung
MethanolThermo Fisher ScientificA4524Für die Trocknung von Embryonen
Methanol, wasserfreiSigma-Aldrich322415Für die Trocknung von Embryonen
MOPSThermo Fisher ScientificAC172631000Zur Herstellung der fixativen Lösung
Multi-Mode-NutationsmischerVWR76595-812Für nutierende Embryonen
Kunststoff-TransferpipetteThermo Fisher Scientific13-711-9 UhrFür den Transfer von Embryonen
RasierklingeThermo Fisher Scientific18-100-970Zum Schneiden von Bändern
RNase-freies WasserThermo Fisher ScientificBP561-1Zur Herstellung von rnasefreien Lösungen
Roto-Mini PLUS (Rotator)VWR470313-912Für das Roating von Embryonen
Tetramethylrhodamin (TAMRA)-AzidAbcamab146486Um die Klickreaktion zu erzeugen
TO-PRO-3Thermo Fisher ScientificT3605Zur DNA-Färbung
Triton X-100Sigma-Aldrich10789704001Zur Herstellung des Waschpuffers
Trizma-Basis (Tris-Basis)Sigma-AldrichT1503Zum Erstellen des Tris-Puffers
VHB 3M GPH-110GF-Bänder (45 mm.)VWR76524-608Zur Herstellung von Bildkammern
Zeiss LSM 700 KonfokalmikroskopZeissFür konfokale Bildgebung

Referenzen

  1. Kojima, M. L., Hoppe, C., Giraldez, A. J. The maternal-to-zygotic transition: Reprogramming of the cytoplasm and nucleus. Nat Rev Genet. 26 (4), 245-267 (2025).
  2. Vastenhouw, N. L., Cao, W. X., Lipshitz, H. D. The maternal-to-zygotic transition revisited. Development. 146 (11), dev161471(2019).
  3. Jukam, D., Shariati, S. A. M., Skotheim, J. M. Zygotic genome activation in vertebrates. Dev Cell. 42 (4), 316-332 (2017).
  4. Palfy, M., Joseph, S. R., Vastenhouw, N. L. The timing of zygotic genome activation. Curr Opin Genet Dev. 43, 53-60 (2017).
  5. Chen, H., Einstein, L. C., Little, S. C., Good, M. C. Spatiotemporal patterning of zygotic genome activation in a model vertebrate embryo. Dev Cell. 49 (6), 852-866.e7 (2019).
  6. Chen, H., Good, M. C. Nascent transcriptome reveals orchestration of zygotic genome activation in early embryogenesis. Curr Biol. 32 (19), 4314-4324.e7 (2022).
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  10. Adar-Levor, S., et al. Cytokinetic abscission is part of the midblastula transition in early zebrafish embryogenesis. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (15), e2021210118(2021).
  11. Chen, H. Quantifying nascent transcription in early embryogenesis. Methods Mol Biol. 2923, 143-162 (2025).
  12. Harland, R. M. In situ hybridization: An improved whole-mount method for Xenopus embryos. Methods Cell Biol. 36, 685-695 (1991).

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Nachdrucke und Genehmigungen

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