Im Mutterleib Fetales Lammmodell der Mitral-Inflow-Obstruktion zur Induktion einer hypoplastischen Physiologie des linken Herzens

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein in utero. fetales Lammmodell der Mitraleinflussverstopfung, die ballonbasierte Einschränkung des linken Vorhofeinflusses verwendet, um hypoplastische Physiologie wie das linke Herz zu induzieren, mit kontinuierlicher hämodynamischer Überwachung und verfeinerten Implantationstechniken des linken Vorhofballons.

Zusammenfassung

Das hypoplastische Linksherzsyndrom (HLHS) ist ein schwerer angeborener Herzfehler, der durch eine Unterentwicklung des linken Ventrikels (LV), der Mitralklappe, der Aortenklappe und der aufsteigenden Aorta gekennzeichnet ist. Basierend auf der Theorie "kein Fluss, kein Wachstum" beschreibt dieses Protokoll ein reproduzierbares Modell fetaler Schafe, das den Mitralzufluss einschränkt, um das Wachstum der LV im Mutterleib zu beeinträchtigen. Nach etwa 120 Tagen Schwangerschaft werden maternale Laparotomie und Hysterotomie durchgeführt, gefolgt von einer fetalen linken Thorakotomie. Ein Ballonkatheter wird in das linke Vorhof (LA) eingeführt, bei der Operation entleert und ab etwa postoperativem Tag 3 aufgeblasen, um den Mitralinfluss zu beschränken, bis der antegrade Fluss in der aufsteigenden Aorta deutlich reduziert oder aufgehoben ist, wie durch eine Flusssonde nach der Muttergenesung bestätigt wird. Hämodynamische Veränderungen werden kontinuierlich mittels fetalen arteriellen Arteriendruck und einer aufsteigenden Aortenflusssonde überwacht. Die Föten werden bis zu drei Wochen versorgt und unterziehen sich einer Obduktion. Wichtige Schritte umfassen die atraumatische Platzierung und Sicherung der Aortenflusssonde und des LA-Ballons im zerbrechlichen Fötus sowie die sorgfältige Verhinderung des Fruchtwasserverlusts vor und nach dem Verschluss der Gebärmutter. Dieses Modell bietet eine Plattform zur Untersuchung von HLHS-Mechanismen, zur Validierung von bildgebenden Biomarkern, zur Bewertung pränataler oder perinataler therapeutischer Interventionen und zur Steuerung der Entwicklung präventiver Strategien.

Einleitung

Das hypoplastische Linksherzsyndrom (HLHS) ist eine schwere Form der angeborenen Herzerkrankung, die durch eine Unterentwicklung der linken Herzstrukturen und der Aorta¹ gekennzeichnet ist. Da der kleine linke Ventrikel (LV) keine systemische Perfusion tragen kann, wird die Durchblutung vom rechten Ventrikel abhängig, was zu einer Einventrikel-Physiologie führt. Folglich erfordert HLHS typischerweise eine Reihe gestufter offener Herzoperationen.

Die Ätiologie von HLHS ist multifaktoriell, wobei sowohl die genetischen Faktoren ^2,3 als auch Veränderungen im embryonalen mechanischen Blutfluss ^3,4,5,6,7,8 als wesentliche Beitragende zur Krankheitsentwicklung anerkannt werden. In letzter Zeit haben fetale Interventionen, die darauf abzielen, den Blutfluss zur Förderung des LV-Wachstums zu verändern, zunehmend^{Aufmerksamkeit erhalten, was} den dringenden Bedarf an HLHS-Modellen für Großtiere unterstreicht, um das mechanistische Verständnis zu verbessern und die Entwicklung therapeutischer Strategien zu unterstützen.

Fetale Schafe werden häufig zur Modellierung menschlicher angeborener Herzkrankheiten verwendet, da sie chronische Instrumentierung und chirurgische Eingriffe tolerieren und bei der Geburt eine Körpergröße haben, die der menschlichen Neugeborenen¹¹ ähnelt. Obwohl Schweinemodelle in der kardiovaskulären Forschung weit verbreitet sind und in bestimmten genetischen und anatomischen Aspekten dem menschlichen Herzen ähnlicher sind, sind sie schwer zu handhaben, wenn extrakorporale Kabel benötigt werden, da sie an externalisierten Linien ziehen oder sich darin verfangen können. Daher werden für Studien, die chronische Außenleitungen und/oder Druckmesskatheter erfordern, oft Schafe oder Rinder bevorzugt. Diese Wiederkäuer sind im Allgemeinen ruhiger als Schweine und lassen sich in engen Umgebungen leichter behandeln.

Derzeit werden Großtierversuche, den HLHS-Phänotyp zu replizieren, hauptsächlich in Modellen von Utero-Fetallamm eingesetzt. Schafherzen ähneln stark menschlichen Herzen, mit einer Vierkammer-Anordnung, atrioventrikulären und semilunaren Ventilstrukturen sowie ähnlichen Mustern der Koronararterien. Das erste fetale Lammmodell von HLHS wurde in den 1970er Jahren von Fishman et ^al.12 berichtet, weitere Modelle wurden mehr als vier Jahrzehnte später entwickelt. Verschiedene Ansätze wurden eingesetzt, um eine Mitralinfusionsverstopfung zu induzieren und eine LV-Hypoplasie bei fetalen Lämmern ^7,8,13, einschließlich im Mutterleib, zu erzeugen. Verschluss des fetalen Foramen ovale mit einem Stent⁷, Okklusion des LV-Zuflusses mit Platinspiralen über der Mitralklappe⁸ sowie Einsetzen und Aufblasen eines Ballonkatheters im linken Vorhof (LA), um den Mitralinfluss zu blockieren¹³. Die Überlebensraten (bis zu einem definierten postoperativen Endpunkt) bleiben jedoch relativ niedrig und liegen zwischen 42 ^{% und} 58 ^{%, was} die Notwendigkeit sichererer und weniger invasiver Ansätze unterstreicht.

Das hier beschriebene Modell nutzt die Inflation des linken Vorhofballons, um den Mitralzufluss zu blockieren, und stellt einen vielversprechenden experimentellen Ansatz zur Stimulation von HLHS-ähnlicher Physiologie dar sowie zur Testung von Interventionen zur Umkehrung der LV-Entladung. Wie bei anderen fetalen Lammmodellen bleiben jedoch relativ niedrige Überlebensraten eine bedeutende Einschränkung. Weitere chirurgische Verfeinerungen hin zu weniger invasiven Techniken sind daher notwendig. Diese Studie beschreibt Methoden, um die Sicherheit und Machbarkeit der LA-Ballonimplantation bei chronisch fetalen Lämmern zu verbessern. Der Hauptfokus liegt auf chirurgischer Machbarkeit und Sicherheit; obwohl Langzeitergebnisse weiterhin begrenzt sind, könnte dieses Modell nützlich sein, um Mechanismen beeinträchtigter LV-Entwicklung zu untersuchen und therapeutische Strategien zu entwickeln.

Protokoll

Dieses experimentelle Protokoll wurde vom Institutional Animal Care and Use Committee des Abigail Wexner Research Institute am Nationwide Children's Hospital (AR24-00184) genehmigt. Alle Verfahren folgten den Richtlinien des Leitfadens des National Institutes of Health für die Pflege und Nutzung von Labortieren. Diese Studie entsprach den ARRIVE-Richtlinien (Animal Research: Reporting of In Vivo. Experimente). Dorset-Trächtige Schafe (65–79 kg, 117–120 Tage Trächtigkeit) wurden mindestens eine Woche vor der Operation in einer spezifischen, krankheitserregerfreien Umgebung mit freiem Zugang zu Nahrung und Wasser untergebracht. Die in dieser Studie verwendete Ausrüstung ist in der Materialtabelle aufgeführt.

Humane Endpunktkriterien:

Komplikationen bei der Leitungspflege.

Die Katheter und das Fluss-Sondenkabel, das in den Fötus eingeführt wird, werden durch die Gebärmutter und Flanke des Mutterschafs externalisiert und außerhalb des Körpers gesichert. Diese externalisierten Linien können durch Thrombose oder Knicken verstopft werden oder durch Tierbewegungen verdrängt werden. Daraus resultierende Komplikationen können eine Infektion oder starke Blutungen umfassen. Anzeichen von Komplikationen sind fehlender Blutrückfluss während der Probenahme, anhaltende Überwachungsfehler, Unfähigkeit, durch die Leitung zu spritzen, Linienverschiebung und starke Blutungen. Verstopfte Linien können an Ort und Stelle bleiben, wenn keine Anzeichen von Infektion oder Blutung auftreten. Bei unkontrollierten Blutungen nach der Entfernung der Linieleitung oder bei klaren Anzeichen einer Infektion im Zusammenhang mit einer verstopften Linie werden das Schaf und die Föten eingeschläfert.

Frühgeburt.

Frühgeburt kann in jeder Phase der Schwangerschaft auftreten und ist nach einer fetalen Herzintervention häufiger. Frühe Anzeichen sind Schwellungen und Entspannung der Vulva. Das Auftreten des Fruchtsacks deutet auf eine bevorstehende Entbindung hin, die typischerweise innerhalb von 30 Minuten nach dem Riss erfolgt. Wenn Anzeichen von Frühgeburt festgestellt werden, werden das Mutterschaf und die Föten eingeschläfert, um das Experiment zu beenden und mit der Obduktion fortzufahren.

Fetaler Tod.

Der fetale Tod kann in jeder Phase der Schwangerschaft auftreten, insbesondere nach einer fetalen Herzintervention. Obwohl der fetale Tod oft zu Frühgeburten führt, kann er auch zu systemischen Infektionen bei den Mutterschafen führen. Wenn das Schaf deutliche Anzeichen eines Wehenfortschreitens zeigt oder ein Fötus als nicht lebensfähig eingestuft wird, wird ein terminaler Eingriff durchgeführt und das Schaf sowie die Föten werden eingeschläfert.

Abtreibung mit Dystokie nach dem Stirb des Fötus.

Wenn ein Fötus stirbt, während ein Co-Zwilling überlebt, kann das Behalten des verstorbenen Fötus das Risiko einer Abtreibung mit oder ohne Dystokie erhöhen. Dies kann sich als Veränderungen der Vitalzeichen oder Unruhe der Mutterschaf äußern. Tritt eine Dystozie auf, werden die Schafe und Föten eingeschläfert, um das Experiment abzubrechen und mit der Obduktion fortzufahren.

Massive mütterliche Blutungen.

Ein trächtiges Mutterschaf kann als Komplikation eines Gebärmutter- oder Bauchschnitts eine Blutung erleben. Zu den Anzeichen gehören vaginale Blutungen, Lethargie und anhaltende Auffälligkeiten der Vitalzeichen. Eine schwere Blutung kann zur Bildung oder zum Schock eines Hämatoms führen. Wenn Blutverlust die Aufrechterhaltung des physiologischen mittleren arteriellen Drucks verhindert oder die Tachykardie trotz Eingriffs anhält und Anzeichen eines bevorstehenden kardiovaskulären Kollaps festgestellt werden, wird eine Euthanasie durchgeführt.

Ballonschäden oder Migration.

Ballonschäden oder -verschiebungen können zu einer ineffektiven Verschlussfolgerung des LV-Zuflusses führen. Eine einfache Ballondeflation aufgrund von Schäden verursacht möglicherweise keine klinischen Symptome, wenn die fetale Hämodynamik stabil bleibt. Tritt eine Verlagerung in der Inside-LA-Konfiguration auf, können intrathorakale Blutungen und fetaler Tod entstehen. Bei erheblichen Blutungen, die zum Verlust des Fötus führen, werden das Schaf und die Föten eingeschläfert.

Dehiszenz der chirurgischen Stelle und/oder Wundinfektion.

Die Dehiszenz der chirurgischen Stelle tritt typischerweise 5–8 Tage nach der Operation auf und kann mit Infektionen, Gewebenekrose oder Herniation der inneren Organe auftreten. Wundinfektionen können innerhalb weniger Wochen nach der Operation auftreten. Wenn eine Intervention möglich ist, wird eine Behandlung angeboten; Wenn die Erkrankung lebensbedrohlich wird, wird eine Euthanasie in Erwägung gezogen.

1. Tiervorbereitung

1. Sammeln Sie Blut aus der Halsschlagvene der Schaf, um die Q-Fieber-Negativität bei Ankunft zu bestätigen.
2. Gewöhnen Sie das Schaf an einen Stützen für die postoperative kontinuierliche Überwachung.
3. Untersuchen Sie das Schaf eine Woche vor der Operation vom Tierarztteam. Schnelle gesunde Tiere über Nacht vor der Narkose.
4. Diazepam (0,5 mg/kg) und Ketamin (4 mg/kg) über die innere Jugularvene zur Sedierung verabreichen.
5. Intubieren Sie die Schafe mit einem 8–9 mm großen Endotrachealrohr mit einem 8–9 mm Einzelnen Lumen und beginnen Sie die Anästhesie mit Isofluran (1%–5%). Halten Sie eine Anästhesie mit Isofluran (1 %–5 % Sauerstoffgehalt) oder einer kontinuierlichen Propofol-Infusion (beginnend bei 30 mg/kg/h; Bereich: 20–45 mg/kg/h) aufrecht.
6. Führe eine orogastrische Sonde ein, um Magen und Pansen zu entlasten.
7. Führen Sie einen Einzel-Lumen-Venenkatheter (16–18G) in die Halsvene oder Jugularvene ein, um Flüssigkeit, Propofol-Infusion und Medikamentenabgabe bei Bedarf durchzuführen.
8. Setzen Sie eine arterielle Leitung (22–24G) in die Ohr-, Femoral- oder Radialarterie zur kontinuierlichen Blutdruckmessung und Blutentnahme.
9. Rasieren Sie den gesamten Bauchbereich, der sich bis zu den dorsalen und leistenalen Regionen erstreckt. Bereiten Sie die Operationsstelle mit Chlorhexidin, Povidone-Jod oder Alkohol vor.
10. Bringen Sie die Schafe in den OP-Raum. Legen Sie das Tier in Rückenlage auf einen Operationstisch und platzieren Sie ein Wärmegerät unter dem Schaf, um Unterkühlung zu verhindern. Sichern Sie alle Gliedmaßen.
11. Verwenden Sie nicht-invasive Messgeräte, darunter eine Blutdruckmanschette an der rechten Vordergliedmaße, ein Pulsoximeter am Ohr oder der Zunge sowie Elektrokardiogrammleitungen, um den mütterlichen Blutdruck, die Sauerstoffsättigung und die Herzfrequenz zu überwachen.
12. Verabreichen Sie vor dem Schnitt Cefazolin (50 mg/kg) zur Antibiotikumprophylaxe. Wiederhole das alle 4 Stunden während des Eingriffs bei Bedarf.

2. Laparotomie und Hysterotomie des Schafs sowie Thorakotomie des Fötus

1. Führen Sie eine Mittellinien-Laparotomie durch, um die Gebärmutter freizulegen. Taste die Gebärmutter ab und zähle die Anzahl der Föten.
2. Führe die Gebärmutter vorsichtig nach außen. Wählen Sie eine Hysterotomiestelle mit einer Länge von etwa 10–15 cm, abhängig von der Größe des Fötus.
3. Setzen Sie vor der Hysterotomie eine Taschennaht (1 resorbierbare geflochtene Naht) ein, um die Fruchtwasserleckage zu kontrollieren. Öffnen Sie die Gebärmutterwand Schicht für Schicht mittels Elektrokauterie.
4. Setzen Sie vier Babcock-Klemmen entlang des Gebärmutterschnitts, um alle Schichten zu sichern und einen Fruchtwasserverlust zu verhindern. Stellen Sie sicher, dass die Amnionmembran (die innerste Schicht) eingeschlossen ist.
5. Setzen Sie eine kontinuierliche Über-Naht entlang des Schnittrandes mit 2-0 Seide an, um die Amnionmembran an die Gebärmutterwand aufrechtzuerhalten.
6. Externalisieren Sie vorsichtig den fetalen Kopf und sichern Sie die Naht der Gebärmutter mit einem Hämostat (Abbildung 1A). Bedecken Sie das fetale Gesicht mit einer individuellen Kunststoffabdeckung mit einer Öffnung für die intrakardiale Echokardiographie (ICE)-Sonde, um die Feuchtigkeit zu erhalten.
7. Stabilisieren Sie den fetalen Kopf mit Mullbinde, um eine Rückenposition zu halten.
8. Führen Sie eine ICE-Sonde über den Mund in die fetale Speiseröhre ein und führen Sie eine transösophageale Echokardiographie (TEE) durch (Abbildung 1A).
9. Erfassen Sie Basis-Echokardiographische Messungen.
   HINWEIS: Die Baseline-Echokardiographische Beurteilung umfasst eine qualitative Bewertung der Herzanatomie und der ventrikulären Kontraktilität sowie quantitative Messungen der Größe der ventrikulären Kammer und der systolischen Funktion, wenn die Bildqualität ausreichend ist.
10. Verabreichen Sie eine intramuskuläre Medikamentenkombination mit einem Analgetikum, einem Anticholinergika und einem neuromuskulären Blockiermittel (Fentanyl 20 μg/kg, Atropin 20 μg/kg und Vecuronium 20 μg/kg) in den fetalen Oberschenkel, um während der Operation die Bewegung zu verringern.
11. Machen Sie einen Halsschnitt und legen Sie die Vene Jugularis sowie die Halsschlagader frei.
12. Führen Sie einen flüssigkeitsgefüllten Katheter in die Halsschlagader zur Überwachung des arteriellen Drucks und einen weiteren in die Venavene Jugularis zur Überwachung des zentralvenösen Drucks (Abbildung 1B).
    HINWEIS: Ligiere die distalen Gefäßenden und sichere Katheter mit zwei 2-0 Seidennähten.
13. Schließen Sie den Halsschnitt mit 2-0 Seidennähten, während Sie die Katheter externalisieren.
14. Richten Sie die beiden Druckleitungen mit einer zusätzlichen Amniondruckleitung aus und sichern Sie sie entlang des fetalen Halses mit 3-0 Seidennähten.
15. Legen Sie den oberen Fötuskörper frei, indem Sie die Naht der Gebärmutter mit dem Beutel lösen. Setze Nähte am Xiphoid und dorsalen Bereich, um die Position zu sichern.
16. Sichern Sie den fetalen Kopf und die Vordergliedmaßen mit Gaze, um den Fötus in die rechte laterale Dekubitusposition zu bringen.
17. Führen Sie eine fetale Thorakotomie im vierten Zwischenrippenraum durch und öffnen Sie den Brustkorb mit einem Rippenspreizer.
18. Öffnen Sie das Perikard und hängen Sie es mit 4-0 Seiden-Nähten, um das linke Vorhof (LA) und die Lungenarterie (PA) freizulegen.
19. Schneiden Sie die Lungenarterie und die aufsteigende Aorta auf und umschließen Sie jede mit Gefäßschleifen.
20. Führen Sie das Kabel einer 6-mm-Durchflusssonde durch den zweiten Interkostalraum und positionieren Sie es um die aufsteigende Aorta.
21. Überprüfen Sie die ausreichende Signalqualität, indem Sie die Sonde an die Durchflussmesseinheit anschließen.

3. Ballonimplantationsmethode 1: im linken Vorhof (LA) (Föten älter als GA110)

1. Klemmen Sie das linke Vorhof (LA) etwas oberhalb der atrioventrikulären Rille mit einer kleinen schrägen Gefäßklemme ab (Abbildung 2A).
2. Setzen Sie eine Taschennaht (6-0 Polypropylen-Naht) auf das LA-Anhängsel und sichern Sie es mit einem Tourniquet.
3. Ritzen Sie die LA-Wand in der Taschennaht mit einer feinen Schere ein. Bestätigen Sie, dass die Öffnung für das Einführen des Ballons ausreichend ist.
4. Führe den maßgefertigten Ballonkatheter in den LA. Sichern Sie den Katheter mit der zuvor platzierten Beutelnaht und verstärken Sie die Fixierung mit zwei zusätzlichen 4-0 Seidennähten (Abbildung 2B).
   HINWEIS: Der Ballondurchmesser beträgt etwa 1,5 cm bei 5 mL und 2,7 cm bei 10 mL 30 % Glycerin. Obwohl der Ballon am Labortisch getestet wurde, um eine Aufblasung von bis zu 17 ml zu tolerieren, wurden etwa 10 ml als praktische Obergrenze für in vivo verwendet. Aufblasung, da größere Volumina auf eine Fehlposition oder Leckage hinweisen und das Risiko einer übermäßigen Kompression oder Gewebeverletzung erhöhen kann.
5. Führen Sie eine transösophageale Echokardiographie (TEE) durch, um die richtige Ballonposition zu bestätigen. Bestätigen Sie, dass der Ballon auf der Mitralebene liegt und nicht im Gliedmaß verbleibt. Pumpen Sie den Ballon vorübergehend auf, um die funktionelle Verstopfung durch Verringerung des Mitraleinflusses bei TEE und die Verringerung oder das Verschwinden des antegraden aufsteigenden Aortenstroms auf der Flusssonde zu bestätigen, und entleeren Sie ihn dann.
6. Schließe den Brustkorb locker mit drei 2-0 Seidennähten. Vermeiden Sie es, den Ballonkatheter zusammenzupressen.
7. Externalisieren Sie den Ballonkatheter von der Brusthöhle in dieselbe subkutane Ebene wie das Flussprobekabel und führen Sie beide zur dorsalen Haut.
8. Befestigen Sie beide Kabel an der Rückenhaut an mindestens zwei Punkten mit 2-0 Seidennähten (Haut verankern, ein Kabel binden, das zweite Kabel binden und die Haut wieder verankern).

4. Ballonimplantationsmethode 2: außerhalb des linken Vorhofs (LA) (Föten jünger als GA110)

1. Lösen Sie die Perikardsuspension um die LA und bewerten Sie die Beziehung zwischen dem Perikard und der LA-Wand (Abbildung 3).
2. Setzen Sie zwei 6-0 Polypropylennähte auf den Ballonkatheter (eine an der Spitze und eine an der Basis). Verankern Sie diese Nähte an den entsprechenden Stellen am Perikard.
   HINWEIS: Positioniere den Ballon auf der oberen Seite des LA, wenn das Perikard geschlossen ist.
3. Schließe das Perikard locker mit 2-0 Seidennähten.
4. Stellen Sie die Position des Ballons unter TEE-Anleitung an, um eine ausreichende LA-Kompression zu erreichen. Stellen Sie sicher, dass der aufgeblasene Ballon das LA von der schwanzigen Seite und nicht von der hinteren Seite komprimiert. Pumpen Sie den Ballon vorübergehend auf, um den hämodynamischen Effekt zu bestätigen, und entlüften Sie ihn dann.
   HINWEIS: Angemessene Kompression wird qualitativ definiert als sichtbare Verringerung der LA-Größe und des Mitralinflusses auf TEE ohne Kompression der benachbarten Strukturen und funktional als Reduktion oder Verschwinden des antegraden aufsteigenden Aortenstroms auf der Strömungssonde.
5. Schließe den Brustkorb locker mit drei 2-0 Seidennähten. Vermeiden Sie es, den Ballonkatheter zusammenzupressen.
6. Externalisieren Sie den Ballonkatheter von der Brusthöhle in dieselbe subkutane Ebene wie das Flussprobekabel und führen Sie beide zur dorsalen Haut.
7. Befestigen Sie beide Kabel an der Rückenhaut an mindestens zwei Punkten mit 2-0 Seidennähten (Haut verankern, ein Kabel binden, das zweite Kabel binden und die Haut wieder verankern).

5. Verschluss der Hysterotomie und Laparotomie mit Externalisation von Kabeln und Kathetern

1. Bringen Sie den Fötus vorsichtig zurück in die Gebärmutter. Bewahren Sie so viel Fruchtwasser und so viele Plazenta wie möglich auf.
2. Entfernen Sie die Taschennaht und die 2-0-Seidennaht immer wieder. Entferne alle Restnähte aus dem Gebärmutterschnitt.
3. Schließen Sie die Gebärmutter mit absorbierbaren geflochtenen Nähten in drei durchgehenden Schichten: horizontaler Matratze, Über-und-Über-Naht und durchgehender Decknaht.
   HINWEIS: Externalisieren Sie die drei Druckleitungen, das Flussprobekabel und den Ballonkatheter zwischen den Nahtschichten (Abbildung 4).
4. Verabreichen Sie Antibiotika (Ampicillin 500–1000 mg und Ciprofloxacin 2 mg) über den Amniondruckkatheter in den Fruchtbeutel, um das Risiko einer intraamniotischen Infektion nach Hysterotomie, fetaler Thorakotomie und chronischer Katheter-/Kabel-Externalisation zu verringern.
5. Die Gebärmutter in die Bauchhöhle zurückführen.
6. Setzen Sie eine Taschennaht in die Bauchfaszie 2–3 cm rechts von der Linea alba und führen Sie die Kabel durch die Öffnung.
7. Stellen Sie die Kabellänge im Bauch an und sichern Sie die Naht an der Faszie mit dem Beutel. Erlauben Sie eine leichte Beweglichkeit der Kabel; Nicht zu festziehen.
8. Führen Sie ein maßgefertigtes Tunnelgerät in das subkutane Gewebe der rechten Flanke des Schafs ein und führen Sie es etwa 50–60 cm in Richtung dorsaler Region.
9. Identifizieren Sie den Ausstiegspunkt. Machen Sie einen kleinen Hautschnitt an der distalen Spitze des Tunnelvorrichtungs und entfernen Sie den inneren Kern.
10. Führen Sie zwei zusätzliche PVC-Rohre durch das Tunnelvorrät. Verbinden Sie die drei Druckleitungen und den Ballonkatheter mit einem einzelnen PVC-Rohr und ziehen Sie sie dann durch den Tunnel.
11. Verbinden Sie das Flussprobenkabel mit dem zweiten PVC-Rohr und externalisieren Sie es durch den Tunnel.
12. Entfernen Sie die Tunnelvorrichtung von der Flanke.
13. Schließen Sie die Laparotomie in drei Schichten: Faszie, subkutanes Gewebe und Haut mit geeigneten Nähten.
14. Schließen Sie die Kabelaustrittsstelle teilweise mit einer 3-0 Polyglactin 910-Naht.
15. Befestigen Sie eine Aufbewahrungstasche an der rechten Flanke des Schafs mit 0 geflochtenen Polyesternähten. Positioniere die Tasche 2–3 cm dorsal zur Seilaustrittsstelle, um die Reibung zu minimieren. Die gesamte Operationszeit beträgt typischerweise 4–4,5 Stunden vom Hautschnitt bis zum Verschluss.

6. Genesung

1. Setzen Sie die Narkose ab und entfernen Sie die orogastrische Sonde. Extubieren Sie das Schaf nach Bestätigung der spontanen Atmung.
   HINWEIS: Die Extubation erfolgt typischerweise nach Anzeichen der Erregung, einschließlich Nackenbewegungen, Blinzeln, Kiefertonus und Kauen.
2. Entfernen Sie die Arterienlinie aus dem Schaf.
3. Bringen Sie das Schaf in einen isolierten Bergungsbereich. Helfen Sie dem Tier in die Brustbein-Liegestellung, bis es stehen und selbstständig gehen kann.
4. Verabreichen Sie intramuskuläres Buprenorphin (0,015–0,05 mg/kg) alle 8–12 Stunden zur postoperativen Analgesie. Verabreichen Sie Meloxicam (0,3–1 mg/kg) bei Bedarf nach tierärztlicher Anweisung.
5. Beobachten Sie das Schaf in einem individuellen Gehege in den ersten 3 Tagen der akuten Erholungsphase genau.

7. Chronisches Wohnen und Evaluation

1. Stellen Sie das Schaf in einen individuellen Stützen, der eine kontinuierliche hämodynamische Überwachung ermöglicht und gleichzeitig Stress minimiert.
2. Verbinden Sie die externalisierten Katheter mit Überwachungssystemen. Messen Sie kontinuierlich den fetalen Aortendruck, den zentralen Venendruck, den Fruchtwasserdruck und den Aortenfluss.
3. Entnehmen Sie fetale Blutgasproben aus dem arteriellen Katheter, wenn abnormale hämodynamische Werte festgestellt werden.
4. Starten Sie die Ballonaufblasung etwa am postoperativen Tag 3 mit sterilem 30%-Glycerin. Erhöhen Sie das Ballonvolumen um 1 ml pro Tag. Nach jedem 0,5-ml-Inkrementement wird die fetale hämodynamische Reaktion mindestens 5–10 Minuten überwacht, um die Stabilität zu gewährleisten, einschließlich des Abwesens von Bradykardie oder eines mittleren arteriellen Drucks unter 30 mm Hg. Die Aufblasung wird fortgesetzt, bis der antegrade aufsteigende Aortenfluss auf null reduziert ist.
5. Wenn durch 10 mL Ballonaufblasen kein null antegrader Durchfluss erreicht wird, wird ein Ballonleckage oder Fehlposition vermutet, anstatt die Aufblasung bis zur Laborationstest-maximalen Ballonkapazität fortzusetzen. Entleeren Sie den Ballon und prüfen Sie Leckage oder Verschiebung mittels Katheteruntersuchung oder Ultraschallbild.

8. Nekropsie

1. Trennen Sie die Überwachungskatheter und das Flussprobekabel und bewahren Sie sie in der externen Tasche auf.
2. Sedieren und intubieren Sie das Schaf. Führen Sie die Anästhesie aufrecht, legen Sie eine orogastrische Sonde und Gefäßkatheter nach demselben Protokoll wie bei der ursprünglichen Operation ein.
3. Bringen Sie das Schaf in den OP-Saal. Legen Sie das Tier in Rückenlage auf einen Operationstisch und platzieren Sie ein Wärmgerät unter das Schaf. Sichern Sie alle Gliedmaßen.
4. Verwenden Sie nicht-invasive Monitore, wie im ersten Verfahren beschrieben.
5. Verbinden Sie die Druckkatheter und die Strömungssonde wieder mit dem Überwachungssystem.
6. Die vorherige Laparotomie und der Gebärmutterschnitt wieder öffnen. Äußere den experimentellen Fötus.
7. Stabilisieren Sie den fetalen Kopf mit Mullbinde, um eine Rückenposition zu halten.
8. Führen Sie eine intrakardiale Echokardiographie (ICE)-Sonde über den Mund in die fetale Speiseröhre ein und führen Sie eine transösophageale Echokardiographie (TEE) durch.
9. Erfassen Sie Bilder der Ballonposition und sammeln Sie echokardiographische, Strömungs- und Druckdaten. Entleere den Ballon und wiederhole die Messungen.
10. Verabreichen Sie dem Fötus Heparin (10.000 U). Ligatiere die Nabelschnur und injiziere gesättigtes Kaliumchlorid in die Nabelvene, um das Herz in der Diastole zu stoppen.
11. Entfernen Sie den experimentellen Fötus. Öffne die Brusthöhle erneut und beurteile die Position des Ballons, die Wanderung und die Infektionsspuren.
12. Schneiden Sie das Herz ab, messen Sie das Herzgewicht und entnehmen Sie Myokardgewebeproben.
13. Wiederholen Sie die Schritte 8.6–8.12. für den Kontrollfötus.
14. Eliminieren Sie das Schaf unter Narkose mit Natriumpentobarbital.

Ergebnisse

Chirurgische Ergebnisse

Insgesamt wurden drei Mutterschafe mit Zwillingen einer Laparotomie und Hysterotomie unterzogen. Drei Föten (je eines von jedem Mutterschaf) unterzogen sich einer Ballonimplantation, während die gemeinsamen Zwillinge als Kontrollpersonen dienten. Die Eingriffe wurden im Gestationsalter von 119 ± 1,4 Tagen durchgeführt, mit einem mütterlichen Körpergewicht von 73 ± 4,2 kg.

Alle drei experiment...

Diskussion

Ein fetales Lammmodell der Mitralinfusionsblockade mit einem Ballon im linken Vorhof (LA) wurde bereits^{beschrieben 13}; Eine wesentliche Einschränkung war jedoch die kurze Dauer der Mitralinflow-Restriktion. Längere Perioden mit eingeschränktem linken ventrikulärem (LV) Zufluss sollen stärkere HLHS-ähnliche Veränderungen hervorrufen ^8,13. Daher ist die Implantation des LA-Ballons in früher...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
0 Ti-Cron Naht	Covidien	88863374-62	Um den Beutel an der rechten Flanke des Schafs zu befestigen
1 Polysorbnaht	Covidien	CL-932	Purse-String-Naht an der Gebärmutter und Verschluss der Gebärmutter
16 g intravenöser Katheter	BD	382259	Für Flüssigkeits- und Arzneimittelgabe
2-0 Perma-Hand Seide (ohne Nadel)	Ethicon	A185H	Zur Blutgefäßligation und zur Fixierung der Druckkatheter an den Gefäßen des Fötus
2-0 Seidennaht	DemeTECH	SK262026B0P	Um die Katheter und Kabel an der fetalen Haut zu fixieren und den fetalen Brustkorb sowie die Haut zu schließen
22-G-intravaskulärer Katheter	BD	381423	Zur Überwachung des arteriellen Blutdrucks
3-0 Seidennaht	Ethicon	K832H	Um die Katheter und Kabel an der fetalen Haut zu reparieren.
3-0 Vicryl plus	Ethicon	VCP944H	Laparotomie-Schließung des Schafs
4-0 Seidennaht	Covidien	GS-64-M	Für Nähte am Perikard des Fötus
6-mm-Durchflusssonde	Transsonic System Inc. (ADInstruments)	6PSS	Zur Messung des Blutflusses
6-0 Prolene-Naht	Ethicon	8805H	Purneschnähte am linken Vorhof des Fötus
7-0 Prolenennaht	Ethicon	8702H	Purnähte am linken Vorhof des Fötus, um die Blutung aus dem fetalen Gewebe zu stoppen
70 % Isoptopyl-Alchohol	Aspen Vet	11795782	Topische Reinigungslösung
Acuson Acunav Ultraschallkatheter	Johnson & Johnson	IPX8	Intrakardiale Echokardiographie zur Durchführung fetaler transösophagealer Echokardiographie
Ampicillin	Hospira Pharmaceuticals	Pharmazie	Antibiotikaprophylaxe
Atropin	Hospira Pharmaceuticals	Pharmazie	Um fetale Bradikardie vorzubeugen
Babcock-Gewebezange	NIFTY medizinische Vorräte	1100-FCP-03	Um die Wand der Gebärmutter zu halten,
Ballonkatheter	Handgemacht		Um den Blutfluss zum linken Herzkammer des Fötus zu blockieren.
Blant Fill-Nadel 18G	Medline	SYR110021Z	Zum Anschluss des V8-PVC-Rohrs an den Infusionskatheter oder männlich-männliche Verbindungsstellen
Blant needle 25G	SAI-Infusionstechnologien	B25-50	Zum Anschluss des Gilson-PVC-Rohrs an einen Infusionskatheter oder männlich-männliche Verbinder
Blutdruckmanschette	Königliche Pilips	989803000000	Nicht-invasive Blutdruckmessung
Buprenorphin	Hospira Pharmaceuticals	Pharmazie	postoperative Schmerzkontrolle: Konzentration 0,3 mg/mL, Dosis 0,03 mg/kg
Kauteriumstift	Medline	ESRK3002L	Zum Schneiden und Zerlegen mittels Elektrokauterie
Cefazolin	Hospira Pharmaceuticals	Pharmazie	Antibiotikaprophylaxe
Centurion Heplock Injektionsstandortadapter	Medline	HL50LT100	Um die Druckleitungen zu verschließen und für die Injektion oder Blutentnahme
Chloraprep	BD	930825	Topisches Antiseptikum
Ciprofloxacin	Hospira Pharmaceuticals	Pharmazie	Antibiotikaprophylaxe
Cooley Bulldogge Gefäßklemme	NAZMED SMS SDN BHD	SMS-05-7237	Zum Abklemmen des fetalen linken Vorhofs
DELTA-CAL Transducer-Simulator und Tester	ADInstruments	MLA6595	Druckmesser-Simulator/Tester
EKG-Leitungen	3M	2570	EKG-Überwachung
Endotrachealrohr, Größe 8-9	Covidien	86452, 86114 oder 86454	Sicherung der Atemwege
Durchflussmesseinheit	Transsonic System Inc. (ADInstruments)	TS420	Zur Messung des Blutflusses
Gilson-Pumpe	Gilson. Inc	F155006	Für präzise, kontinuierliche Infusion einer kleinen Flüssigkeitsmenge bei Föten
Heparin	Hospira Pharmaceuticals	Pharmazie	Antikoagulans: 1.000 USP-Einheiten/mL
Isoflurane	Baxter Healthcare Corporation	Pharmazie	Betäubung: Dosis 1-5 %
Laparotomie-Drapierung mit Taschen	Medline	AAMI PB70	Sterile Vorhänge
M/M-Adapter	Medline	DYNJADAPMM	Männlich-männlicher Adapter für Druckkatheter
Orogastrische Tube	Jorgensen Lab, Inc.	J0348R	Für die Dekompression von Magen und Pansen
Kunststoff-Verschlussrohrklemme (Hämostat)	Kardinalgesundheit	X0029XO5ET	Für die Schlauchklemme der Druckkatheter und des Ballonkatheters
Kaliumchlorid	Hospira Pharmaceuticals	Pharmazie	Um das fetale Herz in der Diastole zu stoppen.
PowerLab-System (Instrumentenschnittstelle, Quad-Bridge-AMP)	ADInstruments	FE224, PLCF1/4	Aufzeichnung von Drucken, Blutfluss, Herzfrequenz
Sondendeckel-Kit	Medline	DYNJE5930	Sterile Abdeckung der echokardiographischen Sonde
Propofol	Fresenius Kabi	Pharmazie	Anästhesie: Konzentration 10 mg/mL, Dosis 20-45 mg/kg/h
Pulsoximeter lingualer Clip	Nellcor	PO736	Zur Pulsoxmetrie-Überwachung
PVC-Schlauch für Gilson-Pumpe (Orange/Grün)	Gilson. Inc	F117933	Für Gilson Pumpenschlauch
Rippenspreizer für Neugeborene	Chirurgische Republik	550-020-030	Für eine fetale Thorakotomie
Skalpell #10 Klinge	Bard-Parker	371610	Für Hautschnitte der Schafe
Natriumpentobarbital	Hospira Pharmaceuticals	Pharmazie	Für die Euthanasie eines Schafs
Tunnelvorrichtung (Metall-Rundrohr)	Everbilt	N/A	Um die Kabel und Katheter an der Flanke des Schafs nach außen zu befestigen
Nabelschnouerband	McKesson	894782	Die Nabelschnur bei der Nekropsie zu ligadieren
V8 PVC-Röhre (mikromedizinische Schläuche)	Scientific Commodities, Inc.	BB31785-V/8	Flüssigkeitsgefüllter Katheter zur Drucküberwachung des Fötus
Vecuronium	Hospira Pharmaceuticals	Pharmazie	Um fetale Bewegungen während der Operation zu verhindern
Venenpickel	Fisher Scientific	50-19506098	Druckleitungen in Gefäße einzuführen
Schiffsschleife	Medline	DYNJVL03	Um die aufsteigende Aorta und die Hauptpulmonalarterie zu halten
Wärmedecke	Jorgensen Lab, Inc.	J1034B	Um die Körpertemperatur des Tieres aufrechtzuerhalten