Ein standardisiertes Metabolomik-Protokoll zur Analyse von durch Bewegung induzierten Stoffwechselverschiebungen bei Elite-Boxern mittels Flüssigchromatographie-Massenspektrometrie

Summary

Dieses Protokoll beschreibt einen standardisierten Serummetabolomik-Workflow, der auf Flüssigchromatographie basiert, gekoppelt mit Quadrupol-Time-of-Flight-Tandem-Massenspektrometrie (LC-QTOF-MS/MS) und multivariater Datenanalyse zur Profilierung akuter und kurzfristiger Stoffwechselverschiebungen im Zusammenhang mit der Erholung bei Elite-Boxern.

Abstract

Eliteboxen führt zu schnellen metabolischen Veränderungen, die durch konventionelle physiologische Messungen nicht vollständig erfasst werden. Ein standardisierter, untargeted Serummetabolomik-Workflow basierend auf Flüssigkeitschromatographie-Quadrupol-Time-of-Flight-Tandem-Massenspektrometrie (LC-QTOF-MS/MS) wurde auf Proben angewendet, die vor dem Sparring, unmittelbar nach dem Sparring und 24 Stunden nach dem Sparring bei sieben Elite-männlichen Boxern gesammelt wurden. Der Arbeitsablauf umfasste standardisierte Probenentnahme, gepoolte Qualitätskontrollüberwachung, Metabolitenprofilierung, multivariate statistische Analyse und Interpretation der Signalwege. Akutes Sparring war mit Veränderungen der Metaboliten im Zusammenhang mit Glykolyse und Glukoneogenese assoziiert, während der 24-Stunden-Zeitpunkt mit dem Schwefelstoffwechsel assoziiert war.

Phosphatidylinositol PI (16:0/18:2(9Z,12Z)) zeigte eine starke Diskriminierung des unmittelbaren Zustand nach dem Sparring, und Thiosulfat war mit dem 24-Stunden-Erholungszustand assoziiert. Diese Ergebnisse stützen die Nutzung dieses Workflows zur reproduzierbaren Profilierung von bewegungsbedingten metabolischen Veränderungen in dieser Kohorte von sieben Elite-Männern. Das Protokoll ist für kontrollierte Studien mit kleinen Kohorten zu akuter Belastung und kurzfristiger Erholung gedacht und legt Wert auf reproduzierbare Probenhandhabung, kombinierte Qualitätskontrollüberwachung und interpretierbare nachgelagerte Analysen.

Introduction

Eliteboxen, gekennzeichnet durch drei Runden mit jeweils 2 Minuten hochintensivem Sparring, basiert auf einer Kombination aus anaerob und aerober Stoffwechsel und löst schnelle Veränderungen in Energiesubstraten, oxidativen Stressmediatoren und gewebereparaturbezogenen Metaboliten aus. Traditionelle Untersuchungen (Blutlaktat und Herzfrequenz) erfassen nur isolierte physiologische Endpunkte und können die systemischen, miteinander verbundenen metabolischen Veränderungen nicht auflösen, die sich über den "Vor-Sparring-Basisstand → post-Sparring-akuten Stress → 24-Stunden-Erholung erstrecken."

Untargeted Metabolomics, ermöglicht durch Flüssigchromatographie-Quadrupol-Time-of-Flight-Tandem-Massenspektrometrie, beheben diese Einschränkung, indem sie kleine Molekülmetaboliten in biologischen Proben umfassend profiliert. Es erkennt typischerweise Tausende von Stoffwechselspitzen und annotiert Hunderte bis Tausende von Metaboliten durch Integration mit kuratierten Datenbanken ^1,2,3. Dieser Ansatz kann nuancierte metabolische Dynamiken aufzeigen, die traditionelle Methoden übersehen, aber bestehende, auf Boxen fokussierte metabolomische Studien fehlen Standardisierung: Sie lassen oft kontrollierte Sparringsprotokolle, strenge Qualitätskontrollschritte (QC) oder langfristige Erholungszeitpunkte weg, was zu irrepduzierbaren Ergebnissen und begrenzter Übersetzung in Trainings- oder Erholungsstrategien führt ^4,5.

Ein standardisierter metabolomischer Workflow, der auf Flüssigchromatographie und Quadrupol-Time-of-Flight-Tandem-Massenspektrometrie basiert und für Eliteboxer optimiert ist, wird präsentiert, um sowohl akute Trainingsreaktionen als auch verzögerte Erholung zu erfassen. Das Protokoll enthält drei Schlüsselzeitpunkte (vor dem Sparring [T0], unmittelbar nach dem Sparring [T1], 24 Stunden nach dem Sparring [T2]), um transiente Belastung von anhaltender Anpassung ^6,7,8 zu unterscheiden. Wichtige technische Merkmale sind: (1) kontrolliertes Sparring (80–85 % maximale Herzfrequenz) zur Sicherstellung einer konstanten Trainingsintensität ^7,9; (2) hochauflösende LC-QTOF für den empfindlichen Nachweis von Serummetaboliten^mit geringer Häufigkeit ^2,3,10; (3) multivariate und univariate Analysen, einschließlich Hauptkomponentenanalyse (PCA), orthogonaler partieller kleinste-quadrat-diskriminanter Analyse (OPLS-DA) und paarweise statistische Tests, um exercise-responsive Metaboliten^{zu identifizieren 6,8,11}; und (4) eine einzelne gepoolte Serum-QC-Probe (gleichvolumige Mischung von Studienproben) mit mehreren Injektionen zur Bewertung der Instrumentstabilität gegenüber Signaldrift¹².

Dieses Protokoll kann an andere hochintensive, kurzzeitige Sportarten (z. B. Sprint und Ringen) angepasst sein, aber eine solche Übertragbarkeit erfordert eine Validierung in sportspezifischen Kohorten. In der vorliegenden Studie bietet der Arbeitsablauf einen vorläufigen Rahmen zur Identifizierung von metabolischen Markern für Stress und Erholung bei Elite-Männern. Dieser Arbeitsablauf eignet sich am besten für kontrollierte Studien zu akutem Training und kurzfristiger Erholung in kleinen, gut charakterisierten sportlichen Kohorten unter Verwendung serumbasierter, ungezielter Metabolomik. Sie ist möglicherweise weniger geeignet für die direkte Extrapolation auf andere Sportarten, Sportlerinnen, größere heterogene Populationen oder langfristige Anpassungsstudien ohne zusätzliche Validierung.

Die Studie zielte darauf ab, die durch Elite-Box-Sparring induzierten serummetabolischen Veränderungen zu charakterisieren und akute Reaktionen nach dem Sparring von 24-Stunden-Erholungsveränderungen zu unterscheiden. Es wurde vermutet, dass das akute Sparring überwiegend den Energiestoffwechsel beeinflussen würde, während die 24-Stunden-Erholung mit Metaboliten assoziiert ist, die mit dem Redox-Gleichgewicht und der Gewebereparatur verbunden sind. Der gesamte Arbeitsablauf ist in Abbildung 1 dargestellt.

Protocol

Durchführung aller Verfahren gemäß der Genehmigung des Institutional Ethics Committee for Human Research der Capital University of Physical Education and Sports (Genehmigungsnummer 2025A005).

VORSICHT: Behandeln Sie alle menschlichen Blutproben als potenziell ansteckend. Tragen Sie Handschuhe, einen Laborkittel und Augenschutz. Führen Sie venöse Blutentnahme, Serumhandhabung und Abfallentsorgung gemäß institutionellen Biosicherheitsvorschriften durch. Dekontaminieren Sie Arbeitsflächen nach der Probenbehandlung.

VORSICHT: Methanol, Acetonitril und Ameisensäure sind gefährliche Chemikalien. Führen Sie die Lösungsmittelvorbereitung, -extraktion und -wiederaufbau in einer zertifizierten chemischen Abzughaube durch. Vermeiden Sie Hautkontakt und Einatmen. Sammeln Sie Lösungsmittelabfälle in zugelassenen Behältern.

1. Rekrutierung und Vorbereitung von Studienteilnehmern

1. Rekrutieren Sie sieben Eliteboxer im Alter von 20 bis 28 Jahren, die in den Gewichtsklassen 60–75 kg antreten.
2. Bestätigen Sie, dass jeder Teilnehmer mindestens 5 Jahre Berufserfahrung und keine Vorgeschichte von Stoffwechselerkrankungen hat.
3. Teilnehmer mit muskuloskelettaler Verletzung in den vorangegangenen 6 Monaten ausschließen.
4. Weisen Sie die Teilnehmer an, eine standardisierte Diät mit 55 % Kohlenhydraten, 25 % Protein und 20 % Fett für 3 Tage vor dem Test einzuhalten.
5. Weisen Sie die Teilnehmer an, 48 Stunden vor dem Test auf anstrengende Belastung bei mindestens 60 % der maximalen Herzfrequenz zu verzichten.
6. Weisen Sie die Teilnehmer an, vor der Blutentnahme 12 Stunden zu fasten. Erlaubt die Wasseraufnahme während der Fastenzeit.
7. Bestimmen Sie die maximale Herzfrequenz eine Woche vor dem Sparring durch graduierte Belastungstests.
8. Erhöhe die Laufbandgeschwindigkeit alle 3 Minuten um 1 km/h bis zur Erschöpfung. Verwenden Sie die gemessene maximale Herzfrequenz, um die Intensität des Sparringsziels zu bestimmen.

2. Sparringprotokoll und Serumprobenentnahme

1. Bereiten Sie einen Standard-Boxring für 6 × 6 m, 16-Unzen-Handschuhe und einen Herzfrequenzmonitor mit Brustgurt vor.
2. Führen Sie ein standardisiertes 10-minütiges Aufwärmen durch, das aus 5 Minuten Joggen mit 8 km/h, 3 Minuten dynamischem Dehnen und 2 Minuten Shadowboxing besteht.
3. Führen Sie das Sparringprotokoll wie folgt aus.
   1. Führe drei Sparringrunden von jeweils 2 Minuten durch.
   2. Matche die Gegner nach Gewichtsklasse und technischem Niveau.
   3. Zwischen den Runden sollte man eine Pause von einer Minute einplanen.
   4. Überwachen Sie die Herzfrequenz alle 30 Sekunden während der gesamten Sitzung.
   5. Passen Sie die Sparringintensität an, um die Herzfrequenz bei 80–85 % des MHR zu halten.
   6. Sparring pausieren, wenn die Herzfrequenz 90 % des MHR übersteigt. Sparring wird erst fortgesetzt, wenn der Herzschlag wieder den Zielbereich erreicht hat.
4. Sammeln Sie Serumproben zu drei Zeitpunkten wie folgt.
   1. Entnehmen Sie 5 ml venöses Blut aus der antecubitalen Vene 30 Minuten nach dem Aufwärmen für T0 mit einem 8-mL Serumtrennrohr (SST).
   2. Sammeln Sie innerhalb von 5 Minuten nach der letzten Runde für T1 5 ml venöses Blut mit einem neuen SST ab.
   3. Sammeln Sie 5 ml venöses Blut zur gleichen Tageszeit wie T0 für T2 mit einem neuen SST. Stellen Sie sicher, dass die Teilnehmer die gleichen Fasten- und Aktivitätsbeschränkungen wie für T0 einhalten.
5. Nehmen Sie Blutproben wie folgt auf.
   1. Zentrifugiere jede SST bei 11.000 × g für 15 Minuten bei 4 °C innerhalb von 1 Stunde nach der Entnahme.
   2. Übertragen Sie 2–3 ml der oberen Serumschicht in 1,5 mL Kryoviale.
   3. Lagern Sie die Kryoviale sofort bei -80 °C.
   4. Begrenzen Sie jede Probe auf höchstens zwei Gefrier-Tau-Zyklen.
6. Bereiten Sie eine zusammengefasste QC-Probe vor.
   1. Tauen Sie alle 21 Serumproben der Studie (T0, T1 und T2 von sieben Teilnehmern) auf Eis, bevor die QC gemeinsam vorbereitet wird.
   2. Übertragen Sie aus jeder Studienprobe ein gleiches Aliquot in ein 1,5-ml-Rohr.
   3. Übertragen Sie 20 μL von jeder Probe, um ein endgültiges gepooltes QC-Volumen von 420 μL zu erhalten.
   4. Vortex die gepoolte QC-Probe für 10 Sekunden.
   5. Verwenden Sie die gepoolte QC-Probe für wiederholte Injektionen während der LC-QTOF-MS-Analyse, um instrumentale Stabilität und Signaldrift zu überwachen.

3. Metabolitenextraktion aus Serumproben

1. Entferne gefrorene Serumproben (T0, T1, T2 und QC) bei -80 °C. Die Proben auf Eis 30 Minuten auftauen und jede Probe 10 Sekunden vortexen.
2. Pipettieren Sie 100 μL Serum in ein 1,5 mL niedrigproteinbindendes Mikrozentrifugenrohr. Fügen Sie 500 μL eiskaltes Extraktionsmittel mit Methanol und Acetonitril (1:1, v/v) hinzu. Vortex für 30 Sekunden.
   1. Füge während der Extraktion keinen internen Standard hinzu. Wenden Sie keine interne, standardbasierte Extraktionskorrektur oder nachgelagerte Normalisierung im finalisierten Workflow an.
3. Sonikieren Sie die Röhre in einem Eiswasserbad bei 4 °C für 10 Minuten bei 300 W und 40 kHz. Inkubieren Sie das Rohr bei -20 °C für 1 Stunde, um das Protein auszufällen.
4. Zentrifugiere das Rohr bei 13.200 × g für 20 Minuten bei 4 °C. Geben Sie etwa 450 μL Überstandsmittel in ein neues Mikrozentrifugenrohr und entsorgen Sie das Pellet als gefährlichen biologischen Abfall.
5. Trocknen Sie den Überstandsstoff in einem Vakuumkonzentrator bei 37 °C und -0,09 MPa für 45 Minuten oder bis vollständige Trocknung erreicht ist.
6. Rekonstituieren Sie den getrockneten Extrakt in 100 μL Acetonitril: Wasser (1:1, v/v). Vortex für 30 Sekunden.
   Hinweis: Acetonitril: Wasser (1:1, v/v) wurde verwendet, weil es mit der in diesem Workflow verwendeten Umkehrphasenchromatographie-Säule kompatibel war und in den Voruntersuchungen keine sichtbare Niederschlagung erzeugte.
7. Zentrifugieren Sie die rekonstituierte Lösung bei 13.200 × g für 15 Minuten bei 4 °C. Geben Sie etwa 90 μL Überstand in ein LC-MS-Glasfläschchen mit einem 200-μL-Einsatz und versiegeln Sie das Fläschchen.

4. Flüssigkeitschromatographie-Massenspektrometrie-Detektion

1. Installieren Sie eine Umkehrphasenchromatographiesäule, die für Serummetabolomik geeignet ist (siehe Materialtabelle) im Flüssigchromatographiesystem. Stellen Sie den Säulenofen auf 40 °C ein.
2. Bereite mobile Phase A als 0,1 % (v/v) Ameisensäure in ultrareinem Wasser vor. Bereiten Sie die mobile Phase B als 0,1 % (v/v) Ameisensäure in Acetonitril vor.
3. Filtern Sie beide mobilen Phasen durch eine 0,22-μm-Membran.
4. Stellen Sie den Durchfluss auf 400 μL/min und das Einspritzvolumen auf 5 μL ein.
5. Anwendung folgender Steigung: 0,0–0,5 Min, 95 % A und 5 % B; 0,5–5,5 Min, linearer Gradient zu 50 % A und 50 % B; 5,5–9,0 Minuten, linearer Gradient zu 5 % A und 95 % B; 9,0–10,5 Min, 5 % A und 95 % B; 10,5–12,0 Min, Rückkehr zu 95 % A und 5 % B und Gleichgewicht
6. Koppeln Sie das Flüssigkeitschromatographiesystem mit einem hochauflösenden Massenspektrometer mit einer Elektrosprüh-Ionisationsquelle.
7. Erfassung von Daten in positiven und negativen Ionenmodi in separaten Durchläufen.
8. Im positiven Ionenmodus stellen Sie die Kapillarspannung auf 2500 V und die Kegelspannung auf 30 V ein.
9. Im negativen Ionenmodus stellen Sie die Kapillarspannung auf -2000 V und die Kegelspannung auf 25 V ein.
10. Stellen Sie die Temperatur des Desolvationsgases auf 500 °C, den Desolvationsgasfluss auf 800 L/h und den Kegelgasfluss auf 50 L/h ein.
11. Daten über m/z 50–1200 mit einer Scanzeit von 0,2 Sekunden erfasst.
12. Erfassung von Tandem-Massenspektrometriedaten durch Verwendung niedriger Kollisionsenergie bei 0 V und hoher Kollisionsenergie bei 10–40 V.
13. Proben werden in folgender Reihenfolge durchgeführt: Eine Blankspritze mit Rekonstitutionslösungsmittel; Drei aufeinanderfolgende Injektionen der gesammelten QC-Probe; Alle Studienproben mit einer Blankspritze und einer QC-Injektion nach jeweils fünf Stichproben; Eine letzte QC-Injektion; und Eine letzte Blankinjektion
14. Bewerten Sie die Datenqualität und die analytische Stabilität in beiden Ionenmodi durch Pooled-QC-Korrelationsanalyse und Principal Component Analysis (PCA)-Clustering.
15. Werte für pooled-QC-Korrelationskoeffizienten größer als 0,8 als akzeptable analytische Stabilität über die gesamte Sequenz hinweg.

5. Datenvorverarbeitung und statistische Analyse

1. Importiere rohe Flüssigchromatographie-Massenspektrometriedateien in Datenverarbeitungssoftware für Retentionszeit-Ausrichtung, Dekonvolution, Spitzenausrichtung und Merkmalsextraktion (siehe Materialtabelle).
   1. Wählen Sie die erste pooled-QC-Injektion als Ausrichtungsreferenz.
   2. Führen Sie Retentionszeit-Ausrichtung, Dekonvolution und Peak-Ausrichtung mit dem Standard-Workflow der ausgewählten Software durch. Verwenden Sie eine Retentionszeittoleranz von ± 0,1 Minuten und eine Massentoleranz von ± 5 ppm.
   3. Führen Sie Peak Picking durch und behalten Sie Merkmale mit einer Intensität von über 1000 Zählungen, die in mindestens 80 % der Proben mindestens einer Gruppe vorhanden sind.
   4. Wenden Sie in keinem der beiden Ionenmodi zusätzliche Nachbearbeitungsnormalisierung an.
   5. Exportieren Sie die verarbeitete Feature-Tabelle, die m/z, Aufbehaltszeit und Spitzenflächenwerte enthält.
   6. Log2-transformieren Sie alle erhaltenen Spitzenintensitäten.
   7. Für jedes Merkmal werden fehlende Werte mit einem Fünftel des minimalen positiven Werts imputiert.
   8. Mittelne jedes Merkmal und teile durch seine Standardabweichung vor der multivariaten Analyse.
   9. Verwenden Sie die transformierte und skalierte Matrix für die Hauptkomponentenanalyse (PCA), die partielle Kleinste-Quadrat-Diskriminantenanalyse (PLS-DA), die orthogonale partielle Kleinste-Quadrat-Diskriminantenanalyse (OPLS-DA), Clustering und Korrelationsanalyse. Verwenden Sie die ursprünglich verarbeiteten Feature-Intensitäten für Abundanzdiagramme.
2. Annotieren Sie Metaboliten, indem Merkmale mit öffentlichen Metabolomik-Datenbanken abgeglichen werden, darunter die Human Metabolome Database (HMDB), die Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG) und LIPID MAPS, wo anwendbar.
   1. Bewerten Sie jede Annotation nach Vorläufer-Ionen-Massenfehler, Isotopenverteilung und Tandem-Massenspektrometrie-Fragmentabgleich. Setzen Sie maximal 20 Punkte pro Kriterium zu.
   2. Verwenden Sie ein Vorläufer-Ionen-Massenfehlerfenster von 100 ppm und ein Fragmentionen-Massenfehlerfenster von 50 ppm. Setzen Sie kein festes Zeitfenster für die Retention an.
   3. Behalte Anmerkungen mit einer Gesamtpunktzahl von mindestens 40 von 60. Anmerkungen mit niedrigerer Punktzahl ausschließen.
3. Definieren Sie Vergleichsgruppen explizit wie folgt: A = T0 (vor dem Sparring), B = T1 (unmittelbar nach dem Sparring) und C = T2 (24 Stunden nach dem Sparring).
4. Führen Sie nachgelagerte statistische Analysen mit statistischer Rechensoftware und zugehörigen Analysepaketen durch (siehe Materialtabelle).
   1. Führen Sie eine Hauptkomponentenanalyse (PCA) nach Einheitsvarianz-Skalierung durch und visualisieren Sie die Score-Diagramme.
   2. Baue Modelle der partiellen Least-Squares-Discriminantenanalyse (PLS-DA) und orthogonaler partieller Least-Squares-Discriminantenanalyse (OPLS-DA) für A versus B, B gegen C und A gegen C.
   3. Verwenden Sie 7-fache Kreuzvalidierung, wenn die Stichprobenzahl mindestens 7 beträgt. Wenn die Stichprobenzahl weniger als 7 ist, setzen Sie die Anzahl der Faltungen gleich der Anzahl der Proben.
   4. Führen Sie 200 Permutationstests durch, um die Gültigkeit des Modells zu bewerten.
   5. Screen-Differentialmetaboliten werden durch folgende Schwellenwerte angewendet: Faltänderung (FC) ≥ 2 oder FC ≤ 0,5, variable Importance in der Projektion (VIP) ≥ 1 und t-Test P. < 0,05.
   6. Erstellen Sie Vulkandiagramme und zugehörige statistische Grafiken für paarweise Vergleiche.
   7. Erzeugen Sie Heatmaps mithilfe der log2-transformierten und einheitsvarianz-skalierten Matrix.
   8. Erzeugen Sie Korrelations-Heatmaps mit einer Signifikanzschwelle von P ≤ 0,05 und zeigen Sie bis zu 20 Metaboliten an.
   9. Bestimme die optimale Anzahl der Cluster vor k-means-Clustering. Führen Sie k-Means-Clustering nach Einheitsvarianz-Skalierung durch.
   10. Generiere Abundanzbar-Diagramme aus den ursprünglich verarbeiteten Merkmalsintensitäten.
   11. Erstellen Sie Venn-Diagramme, um Überschneidungen zwischen paarweisen Vergleiche zusammenzufassen.
   12. Führen Sie eine Analyse der Empfänger-Betriebseigenschaften (ROC) für ausgewählte Metaboliten durch. Bewertung der diagnostischen Leistung anhand der Fläche unter der Kurve (AUC).
5. Man kann differenzielle Metaboliten auf KEGG-Wege abbilden, indem man eine Signalweganreicherungsfunktion in einem passenden bioinformatikbasierten Paket verwendet (siehe Materialtabelle).
   1. Interpretiere Signalwege mit P. < 0,05. Im finalisierten Analysedatensatz wurde keine mehrfache Testkorrektur gemeldet.

Results

Qualitätskontrolle (QC) Validierung von LC-QTOF-MS/MS-Daten

Zur Bewertung der Signalstabilität und Reproduzierbarkeit wurden wiederholte Injektionen der zusammengepoolten QC-Probe in beiden Ionenmodi analysiert. Die Spearman-Korrelationskoeffizienten unter pooled-QC-Injektionen überstiegen in beiden Ionenmodi 0,8, was auf stabile Instrumentenleistung in der analytischen Sequenz hinweg hindeutete. Die PCA aller Studienproben und QC-Injektionen ...

Discussion

Dieser standardisierte Workflow charakterisierte Metabolitenveränderungen, die mit Elite-Box-Sparring und kurzfristiger Erholung in einer kleinen, kontrollierten Kohorte verbunden sind. Die pooled-QC-Injektionen, QC-basierte Korrelationsanalyse, PCA-Clustering und multivariate Analysen unterstützten zusammen eine akzeptable analytische Stabilität. Der Erfolg des Protokolls hing hauptsächlich von vier Faktoren ab: der Aufrechterhaltung der Sparringsintensität innerhalb von 80–85 % der max...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
Reagenzien	Acetonitril	Merck	LC-MS Grade, CAS 75-05-8
Reagenzien	Methanol	Merck	LC-MS Klasse, CAS 67-56-1
Reagenzien	Ameisensäure	TCI	LC-MS Grade, CAS 64-18-6
Verbrauchsgüter	VAKUUMRÖHRE KATZENSERUM-GERINNUNGSAKTIVATOR	Greiner Bio-One	8 ml Serum-Gerinnselaktivatorröhrchen
Verbrauchsgüter	Nalgene Kryogenfläschchen	Thermo Fisher Scientific	1,5 mL, Außengewinde
Verbrauchsgüter	Protein-LoBind-Röhre	Eppendorf	Katze. Nr. 0030108442, 1,5 ml
Glaswaren	Glasfläschchen mit Schraubverschluss und Einsatz	Agilent	2-mL-Fläschchen mit 200 μ L-Glas-Einsatz; Katze einsetzen. Nr. 5183-2090
Verbrauchsgüter	Millex-GP-Filter	Merck	Katze. Nein. SLGP033RS, 0,22 μ M-Membran
Instrumente	Individueller Boxring 6x6 m	Muay Thai Sport	6 & Times; 6 m Trainingsring
Verbrauchsgüter	Pro Style 2 Boxhandschuhe	Everlast	16 Unzen
Instrumente	Polar H10	Polar	Herzfrequenzsensor für Brustgurt
Instrumente	Quasar	h/p/cosmos	Motorisiertes Laufband
Instrumente	Zentrifuge 5425 R	Eppendorf	Gekühlte Mikrozentrifuge
Instrumente	Bransonic CPX2800	Emerson / Branson	40 kHz digitales Ultraschallbad
Instrumente	Savant SpeedVac SPD1030	Thermo Fisher Scientific	Integrierter Vakuumkonzentrator
Instrumente	VWR Mini Vortex Mixer	Avantor / VWR	Katze. Nr. 10153-688
Instrumente	TSX ULT Gefrierschrank	Thermo Fisher Scientific	Modell TSX50086A
Instrumente	ACQUITY UPLC I-KLASSE PLUS	Gewässer	UHPLC-System
Instrumente	Xevo G2-XS QTof	Gewässer	QTOF-Massenspektrometer
Instrumente	ACQUITY UPLC HSS T3-Kolumne	Gewässer	P/N 176001132, 1,8 & mu; m, 2.1 & times; 100 mm
Software	MassLynx	Gewässer	Version 4.2
Software	Progenesis QI	Gewässer	Version 2.3
Software	R	R-Stiftung für statistische Berechnung	Version 3.6.1
Software	PRCOMP	Basis R	Basis-R-Funktion
Software	ROPLS	Bioleiter	R-Paket
Software	Pheatmap	CRAN	R-Paket
Software	CORRPLOT	CRAN	R-Paket
Software	Kmeans	Basis R	Basis-R-Funktion
Software	NbClust	CRAN	R-Paket
Software	Venn	CRAN	R-Paket
Software	MetaboAnalystR	CRAN / Xia Labor	Version 1.0
Software	pROC	CRAN	Version 1.15.0
Software	clusterProfiler	Bioleiter	Bioleiterpaket
Datenbanken	Humane Metabolom-Datenbank (HMDB)	HMDB	Online-Datenbank
Datenbanken	Kyoto-Enzyklopädie der Gene und Genome (KEGG)	KEGG	Online-Datenbank
Datenbanken	LIPIDKARTEN	LIPIDKARTEN	Online-Datenbank