Methodenartikel

Drahtkalibrierte Induktion segmentaler Harntreiberstrikturen bei Ratten mittels Mittellinienlaparotomie

234 Ansichten

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DOI:

10.3791/70726

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17. April 2026

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1Department of Urology and Urosurgery, University Medical Center Mannheim, Medical Faculty of the University of Heidelberg, 2Department of General, Visceral, and Transplantation Surgery, Heidelberg University Hospital, 3Division of Intelligent Systems and Robotics in Urology (ISRU), German Cancer Research Center (DKFZ) Heidelberg, 4DKFZ Hector Cancer Institute at the University Medical Center Mannheim, 5Department of Urology, University Hospital Leipzig, 6Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, TUM University Hospital Munich, 7ORSI Academy

In diesem Artikel

Zusammenfassung

Dieses Protokoll beschreibt ein reproduzierbares Rattenmodell zur Induzierung graduierter segmentaler Harnleiterstrikturen mittels drahtkalibrierter partieller Ligierung mittels Mittellinienlaparotomie. Eine 6-0-Ligatur um den Harnleiter und ein Metallkalibrierungsdraht erzeugen ein definiertes Restlumen, was eine sofortige funktionelle Bestätigung des Schweregrads der Verstopfung ermöglicht.

Zusammenfassung

Harnleiterverengungen bleiben eine große Herausforderung in der rekonstruktiven Urologie und können durch iatrogene Verletzungen, chronische Entzündungen, Traumata, angeborene Anomalien oder Strahlenschäden entstehen. Diese Läsionen führen häufig zu fortschreitender obstruktiver Uropathie und Verlust der Nierenfunktion. Trotz Fortschritten in endoskopischen und chirurgischen Techniken bleiben Harnleiterstrikturen weiterhin schwer zu behandeln, und ihre remodellierenden Auswirkungen auf das renale Parenchym sind Gegenstand laufender Forschung, was die Notwendigkeit robuster präklinischer Modelle unterstreicht. Diese Studie etabliert ein reproduzierbares Rattenmodell für die kontrollierte Induktion verschiedener Grade segmentaler Harnleiterstrikturen mittels drahtkalibrierter partieller Ligation mittels Mittellinienlaparotomie. Das Protokoll ermöglicht eine segmentale, nicht-transektierende Verengung des Harnleiters, die eine funktionelle und anatomische Verengung der fibrotischen Verengung annähern soll, während offensichtliche ischämische Schäden minimiert und die makroskopische Gewebelebensfähigkeit mit Harnleiterkontinuität erhalten bleibt. Durch die Bereitstellung einer zuverlässigen experimentellen Plattform mit geringer Variabilität zwischen Tieren und Chirurgen unterstützt dieser Ansatz die translationale Forschung zu biomolekularen Mechanismen, Biomaterialien, bildgebenden Modalitäten und rekonstruktiven Techniken für Harntreiberstrikturerkrankungen.

Einleitung

Harnleiterverstriktionen sind relativ häufig und stellen in der Urologie eine erhebliche Herausforderung dar. Sie werden bei bis zu 4,9 % der Patienten berichtet, die endoskopische Verfahren bei Steinerkrankung 1,2,3 durchführen, mit noch höheren Häufigkeiten bei Hochrisikogruppen, wie Empfängern einer Nierentransplantation, wobei bis zu 7 % betroffen sein können4. Obwohl viele Verengungen durch chirurgische Verletzungen oder medizinische Eingriffe verursacht werden, machen auch nicht-iatrogene Ursachen einen wichtigen Anteil aus. Dazu gehören chronische Entzündungen, Harnwegsinfektionen, körperliche Traumata, angeborene Auffälligkeiten und Strahlentherapie 5,6. Jede dieser Ursachen kann letztlich zu Harnverschluss, wiederkehrenden Infektionen, Schmerzen, Steinbildung und – wenn unbehandelt – irreversiblen Verlust der Nierenfunktion führen. Betroffene Patienten erleben häufig Morbidität und eine verminderte Lebensqualität, wie sowohl in institutionellen Kohorten als auch in systematischen Übersichtsarbeiten 5,7,8 gezeigt wird. Die langfristige Belastung ist erheblich; In einer multi-institutionellen Kohorte von Patienten mit Harnleiterstrikturen nach einer ureteroskopischen Steinoperation war in 25 % der Fälle eine Nephrektomie der betroffenen Seite erforderlich, was die erhebliche Morbidität dieser Erkrankung9 unterstreicht.

Diese klinische Belastung unterstreicht die Notwendigkeit robuster präklinischer Modelle, die Forschung zu zugehörigen biomolekularen Prozessen ermöglichen und die Behandlungsoptimierung unterstützen können. Die gebräuchlichsten Behandlungsmethoden sind endoskopische Methoden wie Dilatation oder Laserschnitt sowie Stenting, wobei die chirurgische Rekonstruktion für komplexereFälle vorbehalten ist. Trotz verbesserter früher Ergebnisse bleiben Rückfall und Restenose problematisch. Die gemeldeten Rückfallraten nach der Intervention liegen zwischen 11 % und 40 %, und viele Patienten benötigen mehrere Operationen oder langfristige Stents zur dauerhaften Linderung und zumOrganschutz 11,12. Der Behandlungserfolg wird durch die Verengungsstelle, Länge, Ätiologie und Details früherer Behandlungen beeinflusst; Mehrere aktuelle Übersichtsberichte und große Kohortenstudien unterstreichen den Bedarf an verbesserten Techniken und einem tieferen mechanistischen Verständnis 4,5,13.

Effektive translationale Forschung erfordert experimentelle Modelle, die die fibrotischen Mechanismen, histopathologischen Merkmale, den anatomischen Kontext und die vorgelagerten Nierenprozesse der humanen Harneisenstrikturerkrankung eng replizieren. Unter diesen sind Nagetiermodelle zu verlässlichen Plattformen geworden, um Harnleiterfibrose und Funktionsverlust der Nierenfunktion zu untersuchen sowie antifibrotische Interventionen und rekonstruktive Strategien zu bewerten 6,14,15,16,17. Die pathophysiologische Grundlage für diese Modelle wurde von Chevalier et al. gelegt, die verschiedene Strategien der Harntreiberobstruktion untersuchten und sich auf die einseitige Harnstoffobstruktion (UUO) als reproduzierbares Modell der nierenen interstitiellen Fibrose und obstruktiven Nephropathie bei Rattenkonzentrierten.

Aufbauend auf diesem Fundament haben zeitgenössische Modelle das Niveau und Muster der Hindernisse verfeinert. Vroomen et al. führten einen technisch sicheren Ansatz mit irreversibler Elektroporation ein, um eine partielle einseitige Harnverstopfung mit Nierennarben zu induzieren14. Ähnlich entwickelten Chen et al. ein reversibles UUO-Modell, das eine dynamische Untersuchung der Fibrose-Regression unter variablen hämodynamischen Bedingungen ermöglicht15. Nan et al. und Khater et al. erläuterten die molekularen Kaskaden, die das Fortschreiten der ureteralen Fibrose und die therapeutische Modulation bei partieller Obstruktion antreiben,16,17.

Frühere Modelle, die auf vollständiger Harnleiterligatur, segmentaler Resektion, Vergrabung im Psoasmuskel oder thermischer Verletzung setzten, führten oft zu unkontrollierten, nicht standardisierten Obstruktionsgraden, ausgedehnter Ischämie und Nekrose, was zu schwerer parenchymaler Nierenatrophie statt zu einer graduierten Verstopfung führte. Diese Ansätze, wie von Chevalier et al. und Thornhill et al. beschrieben, lieferten wertvolle mechanistische Einblicke in die obstruktive Nephropathie, konnten jedoch nicht die lokalisierte fibrotische Verengung wiederholen, die für klinische benignere ureterale Strikturerkrankung 6,18 charakteristisch ist. Es fehlt weiterhin an einfachen, standardisierten Nagetiermodellen, die kalibrierte, nicht transektierende segmentale Strikturen mit erhaltener Gewebelebensfähigkeit und definierten Graden von Nieren-Harnverschluss erzeugen.

Um diese Lücke zu schließen, etabliert diese Studie ein standardisiertes chirurgisches Protokoll zur kontrollierten Induktion partieller Harnleiterstrikturen bei Ratten. Das Modell ist so konzipiert, dass es reproduzierbar, anatomisch präzise und vielseitig für den Einsatz in präklinischer Forschung wie rekonstruktiver Urologie, intraoperative Bildgebende Bewertung und Gewebetechnik konzipiert ist. Durch die Minimierung der Interoperator-Variabilität und die Replikation klinisch relevanter fibrotischer Verengung bietet dieses Modell eine translationale Plattform, um das mechanistische Verständnis voranzutreiben und die therapeutische Entwicklung für Harntreiberstrikturerkrankungen zu beschleunigen.

In der praktischen Anwendung kann der Grad der Hindernisse angepasst werden, indem der passende Kalibrierungsdrahtdurchmesser für die Forschungsfrage ausgewählt wird. Größere Durchmesser (z. B. 0,65 mm) nähern sich einer leichten partiellen Verstopfung mit nahezu physiologischem Urinfluss, während kleinere Durchmesser (0,30–0,20 mm) eine hochgradige Verstopfung mit deutlicher Flussreduzierung vorbilden. Darüber hinaus kann dieser chirurgische Ansatz entweder als akutes Endmodell zur Untersuchung unmittelbarer hämodynamischer und funktioneller Veränderungen angewendet oder für Überlebensexperimente angepasst werden, um chronische Geweberemodellierung, Fibroseprogression und langfristige Nierenanpassung zu untersuchen.

In diesem Modell wird eine partielle Versperrung erreicht, indem eine 6-0-Ligatur um den Harnleiter mit einem Metallkalibrierungsdraht mit definiertem Durchmesser verbunden und anschließend der Draht entfernt wird, wodurch ein Rest-Lumen bleibt, das der Drahtgröße entspricht. Dieses Design ermöglicht eine graduierte, geometrisch kontrollierte Verengung, die direkt mit dem nierenfunktionellen Harnabfluss korreliert werden kann.

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Protokoll

Alle hier beschriebenen Tieraktivitäten wurden in akkreditierten Einrichtungen durchgeführt und vom institutionellen Ausschuss für Tierpflege (IACUC) des Landrats Baden-Württemberg in Karlsruhe, Deutschland, genehmigt. Versuchstiere wurden gemäß institutionellen Protokollen und den deutschen Gesetzen zum Tierschutz sowie den vom Europäischen Gemeinschaftsrat (2010/63/EU) festgelegten Richtlinien und den Richtlinien für Tierforschung: Berichterstattung von In Vivo-Experimenten (ARRIVE) behandelt. Männliche Sprague-Dawley-Ratten (Durchschnittsgewicht: 400 g) wurden nach einer 7-tägigen Akklimatisierungsphase in der Tieranlage unter standardisierten Bedingungen eingesetzt. Die Reagenzien und die verwendeten Geräte sind in der Materialtabelle aufgeführt.

1. Anästhesie und Analgesie

  1. Sedierung mit 4 Vol-% Isofluran, das in 100 % Sauerstoff über eine Induktionskammer mit einer Durchflussrate von 5 L/min geliefert wird.
  2. Bei Verlust des Aufrichtreflexs wird eine subkutane Injektion von 100 mg/kg Ketamin (10 % Lösung; ca. 0,35 ml) und 4 mg/kg Xylazin (1:10 Verdünnung von 2 % Lösung; ca. 0,75 ml) für dissoziative Anästhesie, Analgesie und Sedierung verabreicht.
  3. Bestätigen Sie die Anästhesietiefe durch das Ausbleiben einer Reaktion auf einen festen Zehen-Kneifreiz mit der Zange.
  4. Tragen Sie auf beide Augen eine Augensalbe auf, um das Austrocknen der Hornhaut zu verhindern.
  5. Zusätzliche Analgesie wird durch eine subkutane Injektion von 5 mg/kg Carprofen erreicht (1:10 Verdünnung der 5%-Lösung; ca. 0,35 ml).
  6. Halten Sie während des gesamten Eingriffs eine Anästhesie mit zusätzlicher 4 Vol% Isofluran sowie einer neonatalen Gesichtsmaske aufrecht.
  7. Halten Sie die Körpertemperatur während des gesamten Vorgangs mit einem thermostatisch gesteuerten Wärmepad bei 36,5–37,5 °C.

2. Betriebsstandort und Instrumentenvorbereitung

  1. Bereiten Sie den Schlepptisch mit allen erforderlichen Instrumenten vor, darunter atraumatische Vorbereitungszangen, stumpfe Overholt-Klemmen, Vorbereitungsschere, nicht resorbierbare Monofilament-6-0-Ligaturen, Metallkalibrähte (Legierung mit elektropolierter Oberfläche und entgrateten Enden; 0,65, 0,55, 0,30, 0,20 mm Durchmesser; vor der Anwendung sterilisiert (autoklaviert), befeuchtete Wattswabs, Mullabstöcher, 1 ml-Spritze mit integrierter 30-G-Nadel, Methylenblau (0,5 % Lösung, unverdünnt), isotonische Natriumchloridlösung (0,9 % NaCl) und Kapillarröhren.
  2. Setzen Sie das Tier auf das Nagetier-Operationsgerät, wie in früheren Berichten19,20 beschrieben.
  3. Rasieren Sie den Bauchzugangsbereich ab und führen Sie abwechselnd dreifache Abstriche mit 70 % Ethanol und Povidon-Jod oder Chlorhexidin-basierten antiseptischen Abstüpfern in konzentrischen Kreisen von der Schnittstelle nach außen durch. Dreimal wiederholen.
  4. Bedecken Sie das Tier mit sterilen Vorhängen, sodass nur das Operationsfeld freiliegt.
  5. Behandeln Sie flüchtige Anästhetika, scharfe Stoffe und chemische Farbstoffe gemäß den institutionellen Biosicherheitsvorschriften, indem Sie geeignete Gasreinigungssysteme, Schutzausrüstung und zugelassene Behälter zur Entsorgung scharfer Gegenstände verwenden.

3. Chirurgischer Zugang mittels Mittellinien-Laparotomie

  1. Führen Sie einen medianen Bauchschnitt von etwa 3 cm mit einer feinen Schere vor.
  2. Schneide die Linea alba längs in der Mittellinie ein, um Zugang zur Bauchfeuerhöhle zu erhalten.
  3. Verwenden Sie Vorbereitungshaken und feuchte Kompressen, um die Bauchwand zurückzuziehen und das Retroperitoneum freizulegen.

4. Identifikation und Mobilisierung des linken Harnleiters

  1. Identifizieren Sie die Niere und den retroperitonealen Raum und mobilisieren Sie vorsichtig das umliegende retroperitoneale Fett mittels stumpfer Dissektion mit Zangen und befeuchteten Wattestäbchen (Abbildung 1A).
  2. Punktieren Sie das Nierenbecken durch das Nierenparenchym mit einer feinen 30-G-Nadel (Abbildung 1B).
  3. Injizieren Sie 0,01–0,2 ml unverdünntes Methylen-Blau, um die visuelle Identifikation des Harnleiters zu erleichtern (Abbildung 1B.5).
  4. Beobachten Sie die fortschreitende Farbstoffdemarkierung, um den Harnleiterverlauf vom Nierenbecken bis zur Blase visuell zu verfolgen (Abbildung 1B.6–10).
  5. Trennen Sie vorsichtig das umliegende Binde- und Fettgewebe vom farbstoffabgegrenzten Harnleiter mit feinen Zangen und befeuchteten Wattestäbchen mit einer zupfenden Bewegung (Abbildung 1C). Vermeiden Sie direktes Greifen, Kompression oder übermäßigen Traktion der Harnleiterwand, um Risse oder Fisteln zu vermeiden. Mobilisiere den Harnleiter, bis er kontinuierlich vom Nierenbecken bis zum vesikoureteralen Übergang verfolgt werden kann (Abbildung 1D).

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Abbildung 1: Farbstoffunterstützte Identifikation und Mobilisierung des linken Harnleiters. Der grüne Pfeil zeigt die Niereninjektionsstelle. Der graue Pfeil zeigt den naiven Harnleiter. Der blaue Pfeil zeigt einen farbstoffmarkierten Harnleiter. Die schwarze Box zeigt einen anschließend vergrößerten Bereich. (A) Linker retroperitoneale Exposition nach der Mittellinien-Laparatotomie. (B) Farbstoffunterstützte Harnleiterdemarkierung. (C) Stumpfe Dissektion mobilisiert den Harnleiter aus dem umliegenden Gewebe. (D) Vollständig freiliegender linker Harnleiter vom Nierenbecken bis zur vesikoureteralen Verbindung. (E) Schematische Darstellung der beschriebenen Schritte, einschließlich Spritze und Methylenblau. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

5. Distal kalibrierte partielle Ligation des linken Harnleiters mit einem Metalldraht

  1. Heben Sie ein mobilisiertes Segment des distalen Harnleiters mit einer atraumatischen Zange an, ohne den Harnleiter zu komprimieren (Abbildung 2A.1–2).
  2. Führen Sie eine 6-0-Monofilament-Naht unter den Harnleiter mit einer stumpfen Zange (Abbildung 2A.3).
  3. Platzieren Sie einen Metallkalibrierungsdraht mit dem gewünschten Durchmesser (0,65, 0,55, 0,30 oder 0,20 mm) parallel zum Harnleiter innerhalb der Ligaturschleife (Abbildung 2B.1–6).
  4. Ziehen Sie die Ligatur langsam mit einem gleitenden Knoten und mehreren Schlaufenwürfen in die gleiche Richtung fest, bis sich die Nahtschlinge fest an den Harnleiterdrahtkomplex anpasst, ohne sich zu lockern, was mindestens vier Würfe mit langsam hüpfenden Fingerbewegungen erfordert, damit sich zwischen den Würfen die Naht einsetzt.
    HINWEIS: Die Nahtspannung sollte knapp unter der Zugbruchfestigkeit liegen, die bei einer 6-0 nicht resorbierbaren Naht 5–7 N beträgt, daher werden 3 N empfohlen. Das entspricht einem Zuggewicht von etwa 306 g und kann entweder mit einer Federwaage gemessen werden oder ist vergleichbar mit der digitalen Stärke, wenn man ein normales Handy mit zwei Fingern im Klemmgriff hält. Das Wesentliche ist, dass die Naht vollständig mit dem Harnleiter-Draht-Komplex geschlossen ist und dass es so viele Loop-Twists gibt, dass sie nicht locker werden, bevor die Verriegelungs-Throws folgen. Aufgrund der fragilen Natur der 6-0-Nähte gibt es kein "zu fest", da die Naht bricht, bevor sie zu fest für das Harnleitergewebe wäre, um zu degenerieren. Sichern Sie nun den Knoten mit drei gegenwärts verschließenden Schleifenwirbeln, um Luftknoten zu verhindern (Abbildung 2B.7–10).
  5. Ziehen Sie den Kalibrierungsdraht vorsichtig in einer langsamen, geraden Bewegung heraus, um Scherverletzungen an der Harnleiterwand zu vermeiden, sodass ein standardisiertes Rest-Harnleiter-Lumen entsteht, das dem Drahtdurchmesser entspricht (Abbildung 2C.1–5). Die polierte Drahtoberfläche minimiert die Reibung während der Entfernung und verringert das Risiko von Gewebeschäden.

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Abbildung 2: Distal kalibrierte partielle Ligation des linken Harnleiters mit einem Metalldraht. (A) Distaler Harnleiter isoliert und mit Overholt-Klemmen erhöht; 6-0-Naht wird darunter eingesetzt. (B) Kalibrierungsdraht, der parallel zum Harnleiter innerhalb der Ligatur und Ligation mit einem Schiebeknoten positioniert wird. (C) Drahtentzug und bleibt ein standardisiertes Restlumen zurück. (D) Schematische Darstellung der beschriebenen Schritte mit Harnleiter (blau), Kalibrierungsdraht (grau) und Ligatur (schwarz). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

6. Identifikation und Mobilisierung des rechten Harnleiters

  1. Wiederholen Sie die Schritte analog zur kontralateralen Seite (Abbildung 3).

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Abbildung 3: Farbstoffunterstützte Identifikation und Mobilisation des rechten Harnleiters. (A) Rechte retroperitoneale Exposition mit farbstoffunterstützter Harnleiterdemarkation. (B) Stumpfe Dissektion, die den Harnleiter aus dem umliegenden Gewebe mobilisiert. (C) Schematische Darstellung der beschriebenen Schritte. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

7. Proximale vollständige Ligierung des rechten Harnleiters mit einem gleitenden Knoten ohne Draht

  1. Heben Sie ein mobilisiertes Segment des proximalen Harnleiters mit atraumatischer Zange an, ohne den Harnleiter zu komprimieren (Abbildung 4A.1–3).
  2. Führen Sie eine 6-0 nicht resorbierbare Monofilamentnaht unter den Harnleiter mit einer stumpfen Pinzette (Abbildung 4A.4,5).
  3. Ziehen Sie die Ligatur schrittweise mit einem gleitenden Knoten und mehreren Schlaufenwürfen in die gleiche Richtung an, bis die Nahtschlinge den Harnleiter fest bindet, ohne sich zu lösen, wie oben beschrieben. Dann wird mit gegenwärtigen Verriegelungsschlaufen gesichert, um eine nahezu vollständige luminale Schließung zu erreichen (Abbildung 4B.1–4).

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Abbildung 4: Proximale vollständige Ligation des rechten Harnleiters mit einem gleitenden Knoten ohne Draht. (A) Proximaler Harnleiter isoliert und mit Overholt-Klemmen erhöht; 6-0-Naht wird darunter eingesetzt. (B) Vollständige Ligation ohne Draht mit einem Gleitknoten. (C) Schematische Darstellung der beschriebenen Schritte. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

8. Funktionelle Validierung einer partiellen und vollständigen Harnleiterobstruktion

  1. Zur Validierung der partiellen Verstopfung auf der linken Seite injizieren Sie 0,2 ml unverdünntes Methylenblau transparenchymatisch mit einer Spritze in das Nierenbecken und beobachten Sie eine antegrade Befüllung des Harnleiters distal zur Ligationsstelle (Abbildung 5A.1–3).
  2. Injizieren Sie 1,0 ml Kochsalzlösung in das Nierenbecken, um das Farbstoffsignal durch Ausspülen schrittweise zu entfernen und die anhaltende Harnleiteröffnung zu bestätigen (Abbildung 5A.3). Um die Sicherheit einer unvollständigen Harnlosverstopfung weiter zu erhöhen, wird die Injektion fortgesetzt, bis die Blasenvolumenkapazität überschritten ist und sichtbarer Flüssigkeitsabfluss aus der Harnröhre beobachtet werden kann (Abbildung 5A.4–5).
  3. Zur Validierung der vollständigen Verstopfung auf der rechten Seite injizieren Sie 0,2 ml unverdünntes Methylenblau transparenchymatisch in das Nierenbecken und bestätigen Sie das Fehlen eines distalen Farbstoffdurchgangs (Abbildung 5B.1,2).
  4. Identifizieren Sie die proximale Ureterkaliber-Dilatation stromaufwärts der Ligationsstelle als Indikator für einen vollständigen Abflussblock (Abbildung 5B.3).
  5. Zur zusätzlichen Validierung über die zulässige Verwertbarkeit des Tiermodells hinaus werden beide Harnleiter distal transektiert und die offenen Harnleiterenden direkt neben Glaskapillaren für Harnabnahmemessungen positioniert (Abbildung 5C).
  6. Zur Validierung dieses Modells quantifizieren Sie die Harnproduktion pro Niere über einen Zeitraum von 30 Minuten unter physiologischen Bedingungen und nach partieller Ligation mit Kalibrierungsdrähten mit den Durchmessern 0,65, 0,55, 0,30 und 0,20 mm (Abbildung 5C.2).

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Abbildung 5: Funktionelle Validierung einer partiellen und vollständigen Harnleiterobstruktion. (A) Partielle Verstopfung: Farbstofffärbung und Kochsalzlösung zeigen eine Befüllung des distalen Harnleiters und einen Harnröhrenabfluss, was auf eine Restöffnung hinweist. (B) Nahezu vollständige Verstopfung: Fehlen des distalen Farbstoffs, mit einem aufgeblasenen proximalen Harnleiter oberhalb der Ligatur. (C) Kapillare Abnahme eines einseitigen Harnvolumens über 30 Minuten pro Niere zeigt eine graduelle Verringerung der Urinproduktion von physiologischen Bedingungen bis zur vollständigen Verschluss. (D) Mikroskopische Maße wie (1) Ligaturdurchmesser, (2) äußerer Harnleiterdurchmesser, (3) innerer Harnleiterdurchmesser und (4) Harnleiterwanddicke. Asterisken zeigen explorative Signifika-Niveaus an. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzusehen.

9. Terminale Schritte und Überlegungen

  1. Schließen Sie die Bauchwand in mehreren Schichten unter sterilen Bedingungen, wie in früheren Berichten 19,20,21 beschrieben.
  2. Nach der Operation sollte jedes Tier kontinuierlich beobachtet werden, bis es die Sternal-Liegefähigkeit und spontane Beweglichkeit wiedererlangt. Tiere erst wieder unterbringen, wenn sie vollständig wach sind und sich koordiniert bewegen können. Postoperative Analgesie mit subkutanem Carprofen in einer Dosis von 5 mg/kg zweimal täglich für 48 Stunden verabreichen und sicherstellen, dass das tierärztliche Personal täglich klinische Untersuchungen durchführt, um die Genesung zu überwachen und mögliche Komplikationen zu erkennen.
  3. Dokumentation des Tierschutzes mit standardisierten Bewertungssystemen wie der Rat Grimace Scale22 und dem Body Condition Score23. Humane Endpunkte umfassen einen Rat Grimace Score ≥ 6 oder einen Body Condition Score von 1 trotz ausreichender Analgesie. Tiere mit diesen Befunden sowie solche mit postoperativer Wundinfektion oder Bauchwanddehiszenz sofort nach institutionellen Versorgungsstandards beendet werden.
  4. Bei Nicht-Überlebensexperimenten oder zum Abbruch nach der Nachsorge wird das Tier durch eine scharfe Herzoperation unter Tiefnarkose oder durch Zervikalluxation (nach institutionell genehmigten Protokollen) eingeschläfert. Optional können sowohl Nieren als auch Harnleiter en bloc für eine anschließende anatomische Untersuchung, biomolekulare Analyse oder histopathologische Bildgebung reseziert werden.
  5. Entsorgen Tierkadaver, resektionierte Gewebe, scharfe Gegenstände und verbleibende chemische Lösungen gemäß den institutionellen Richtlinien für Tieranlagen und Biosicherheit.

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Ergebnisse

Die kalibrierte Ligationstechnik führte zu einer durchmesserabhängigen Reduktion des Urinflusses in allen experimentellen Gruppen. Der Urinfluss wurde bei insgesamt 14 Ratten mit beiden Nieren bewertet, was zu Messungen von 5 Organen pro partieller Obstruktion führte (0,65, 0,55, 0,30 und 0,20 mm Durchmesser). Zusätzlich wurden 4 Tiere eingeschlossen, die auf einer Seite eine Sham-Behandlung erhielten (der Harnleiter wurde mobilisiert und eine lockere, nicht verengende Luftknoten-Ligatur...

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Diskussion

Diese Studie etabliert eine reproduzierbare chirurgische Methode zur Induktion von einseitigen Harnleiterstrikturen bei Ratten durch Mittellinienlaparotomie und kalibrierte partielle Ligation, was zu einer segmentalen Verengung der Harnleiter mit erhaltener makroskopischer Gewebelebensfähigkeit führt, die funktionell und anatomisch gutartigen menschlichen Harnleiterstrikturen ähnelt.

Klinisch bleibt die Harnleiterverengungserkrankung ein wesentlicher Faktor fü...

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Offenlegungen

Keine Interessenkonflikte angegeben. Es wurde keine konkrete Finanzierung erhalten. Die Tiernutzung wurde vom Landkreis Baden-Württemberg (IACUC 35-9185.81/G-62/23) genehmigt.

Danksagungen

Die Autoren danken dankbar für den vom Ministerium für Wissenschaft, Forschung und Kunst Baden-Württemberg (MWK) sowie der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) unterstützten Daten SDS@hd speicherdienst durch die Fördermittel INST 35/1314-1 FUGG und INST 35/1503-1 FUGG. Darüber hinaus danken die Autoren die Unterstützung des NCT (National Center for Tumor Diseases in Heidelberg, Deutschland) durch sein strukturiertes Postdoc-Programm und das Programm für chirurgische Onkologie. Wir erkennen auch die Unterstützung durch staatliche Mittel an, die vom Landtag Baden-Württemberg für die Innovation Campus Health + Life Science Alliance Heidelberg Mannheim aus dem strukturierten Postdoc-Programm von Alexander Studier-Fischer: Künstliche Intelligenz im Gesundheitswesen (AIH) – eine Zusammenarbeit von DKFZ, EMBL, Universität Heidelberg, Universitätsklinik Heidelberg, Universitätsklinik Mannheim und Zentralinstitut für Psychische Gesundheit, und das Max-Planck-Institut für medizinische Forschung. Darüber hinaus erkennen wir die Unterstützung durch das DKFZ Hector Krebsinstitut am Universitätsmedizinischen Zentrum Mannheim an.

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Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien
NameUnternehmenKatalognummerKommentare
Atraumatische VorbereitungszangenAesculapFB395RDE BAKEY ATRAUMATA atraumatische Zange, gerade
stumpfe Overholt-KlemmenAesculapBJ012RBABY-MIXTER-Vorbereitung und Ligaturklemme, gebogen, 180 mm
KanüleBD (Beckton, Dickinson)301300BD Microlance 3 Kanüle 20 G
KapillarröhrenSigma AldrichP1174Mikrokapillarröhre, kalibriert 100 & Mikro; L
CarprofenCP Pharma115Carprofen 0,5 % (5 % mit 50 mg/mL verdünnt 1:10) (Carprosol®)
Cotton Whool SwapsAmazonASIN: B0FPDB8ZGSNicht-sterile Baumwoll-Whool-Swaps
(Autoklav für Überlebensexperimente)
FixierungsstäbeLegfirma‎ 500343896Stimmgabeln, die als Y-förmige Metallbefestigungsstangen verwendet werden
MullwechselMedrullASIN: B09164D1JGSterile Mullwechsel
HeizkisseRoyal GardineerIP67Royal Gardineer Heizmatten Größe S, 20 Watt
IsofluranPiramal IntensivmedizinPZN / EAN 09714675 / 4150097146757100 % Isofluran 250 mL
Isofluran-VerdampferUNO ROESTVASTSTAAL BV180000002Isofluran-Verdampfer
isotonische natriumchloridlösungB. BraunASIN: B007PZJOQ40,9 % Natriumchloridlösung
KetaminCP Pharma1202Ketamin 10 % (100 mg/mL)
Metallkalibrierungsdraht
(0,20 mm Durchmesser)		QUARKZMANASIN: B0DCZBT4LWCr20Ni80-Nichrom Metalldraht
(0,20 mm Durchmesser)
Metallkalibrierungsdraht
(0,30 mm Durchmesser)		Rayher4006166052859Cr20Ni80-Nichrom Metalldraht
(0,30 mm Durchmesser)
Metallkalibrierungsdraht
(0,55 mm Durchmesser)		SKYPROUPC: 792138793816Cr20Ni80-Nichrom Metalldraht
(0,55 mm Durchmesser)
Metallkalibrierungsdraht
(0,65 mm Durchmesser)		TwippASIN: B07WFWNNRMCr20Ni80-Nichrom Metalldraht
(0,65 mm Durchmesser)
Methylenblau 0,5 %ProvepharmPZN / EAN 10179678 / 4150101796787METHYLTHIONINIUMCHLORID Proveblue 5 mg/mL in 10-ml-Phiolen
Nicht-resorbierbare Monofilament-6-0-LigaturenCOVIDIENVP-889-XMonofilament-chirurgische Naht aus nicht resorbierbarem Polypropylen; Nadel kann entfernt werden
AugensalbeBayer Vital GmbH15786815 % Dexpanthenol
Kunststoff-PerfusorrohrM. Schilling GmbHS702NC150Verbindungsrohr-COEX 150 cm
VorbereitungsschereAesculapBC177RJAMESON Vorbereitungsschere, gebogen, feines Modell, stumpf/stumpf, 150 mm (6")
StahlblechMaschinenbau Feld GmbHC010206Verzinkte Blechplatten, 40 x 50 cm, Dicke 4,0 mm
Spritze mit integrierter NadelBLPRKOTBL2509L3yici081 ml Spritze mit integrierter 30-G-Nadel
XylazinCP Pharma1206Xylazin 0,2 % (2 % mit 20 mg/ml verdünnt 1:10) (Xylavet)

Referenzen

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