Diese Studie wurde vom Tierethikkomitee des China-Japan Friendship Hospital (Genehmigungsnummer: zryhyy21-22-08-10) geprüft und genehmigt und nach institutionellen Richtlinien für die ethische Versorgung und Verwendung von Labortieren durchgeführt.
Vorhersage und Screening von TFRD- und GA-assoziierten Zielen
Die chemischen Bestandteile von Rhizoma Drynariae wurden aus der Traditional Chinese Medicine Systems Pharmacology Database and Analysis Platform (TCMSP) unter Verwendung von "Rhizoma Drynariae" als Suchbegriff29 abgerufen. Das Screening auf potenziell bioaktive Bestandteile erfolgte basierend auf den Kriterien orale Bioverfügbarkeit (OB) ≥ 30 % und Arzneimittelähnlichkeit (DL) ≥ 0,18 30,31,32. Aus dem resultierenden Pool von Verbindungen wurden anschließend Flavonoidkomponenten identifiziert und entsprechend ihrer chemischen Struktur ausgewählt. Diese flavonoiden Bestandteile, im Folgenden als Gesamtflavonoide von Rhizoma Drynariae (TFRD) bezeichnet, wurden in die nachgelagerte Analyse einbezogen. Nach der Abrufung der mit TFRD assoziierten Zielgene aus der TCMSP-Datenbank wurden ihre entsprechenden standardisierten Gensymbole mit der UniProt-Datenbank33 annotiert. Mit "Gicht" als Suchbegriff wurden krankheitsbezogene Ziele aus der GeneCards-Datenbank abgerufen, um einen Satz von Kandidatengenen34 festzulegen.
Aufbau eines Verbindungsziel-Netzwerks
Die Schnittstelle zwischen TFRD-assoziierten Zielen und GA-bezogenen Zielen wurde identifiziert und definiert als die wichtigsten therapeutischen Ziele, die die anti-GA-Effekte von TFRD vermitteln, und das überlappende Set wurde mit einem Venn-Diagramm visualisiert. Darüber hinaus wurde ein regulatorisches Netzwerk von "TFRD - Targets - GA" aufgebaut und mit der Cytoscape-Software35 analysiert.
Protein-Protein-Interaktionsnetzwerk
Die wichtigsten therapeutischen Ziele von TFRD gegen GA wurden in eine Online-Datenbank importiert, um ein Protein-Protein-Interaktionsnetzwerk (PPI) zu erstellen, wobei der Mindestwert für die erforderliche Interaktion auf "hohe Zuverlässigkeit (0,700)36" gesetzt wurde. Das PPI-Netzwerk wurde mit der Cytoscape-Software optimiert, und die Top 30 Kernziele, geordnet nach Gradzentralität, wurden ausgewählt, um ein Balkendiagramm37,38 zu erzeugen.
KEGG-Anreicherungsanalyse des Signalwegs
Die KEGG-Signalweganreicherungsanalyse wurde an diesen Kernzielen mit R-Software und der Bioconductor-Datenbank38,39 durchgeführt. Wege mit einem p-Wert < 0,05 galten als statistisch signifikant. Nach Ausschluss von krankheits- und stoffwechselbezogenen Signalwegen wurde in Cytoscape ein Signal-Ziel-Interaktionsnetzwerk visualisiert. Unter diesen Pfaden wurden die 20 besten Pfade nach steigendem P-Wert in einer Balkendiagramme dargestellt.
Arzneimittelzubereitung
Zur Herstellung einer Mononatriumurat-(MSU)-Kristallsuspension wurden 500 mg MSU-Kristalle mit einer analytischen Waage gewogen, verteilt in 10 ml normaler Kochsalzlösung und 2 ml Tween 80 und magnetisch erhitzt. Das Gemisch wurde anschließend auf ein Endvolumen von 20 mL mit normaler Kochsalzlösung eingestellt, um eine 25 mg/mL Suspension zu erhalten. Nach der Autoklavierung wurde die Federung bis zur Nutzung bei 4 °C gelagert. Die übliche klinische Dosierung für TFRD beträgt 750 mg pro Tag für einen 70 kg schweren Erwachsenen, was einer Rattendosis von 67,5 mg/kg Körpergewicht pro Tag entspricht. TFRD wurde in destilliertem Wasser auf eine Konzentration von 6,75 mg/mL gelöst und bei 4 °C für die spätere Verwendung gelagert. Nach der Normalisierung der Körperoberfläche beträgt die äquivalente orale Dosis von Colchicin (dem positiven Medikament) bei Ratten, die aus der klinischen menschlichen Dosis (0,6 mg/60 kg) umgewandelt wurden, 0,062 mg/kg. Eine Colchicinlösung wurde in destilliertem Wasser mit einer Konzentration von 0,0062 mg/mL hergestellt und bei 4 °C für die spätere Verwendung gelagert.
Tiere
Insgesamt wurden 36 sechs Wochen alte männliche Sprague–Dawley (SD) Ratten (220 ± 10 g) in dieser Studie verwendet (Tierlizenz Nr. SCXK [Jing] 2025-0008). Die Tiere wurden im Labortierzentrum des China-Japan-Freundschaftskrankenhauses unter Standardernährungsbedingungen bei einer Temperatur von 22–24 °C und einer Luftfeuchtigkeit von 50–70 % untergebracht.
Modelletablierung und Intervention
Nach einer Woche der Akklimatisierung wurden die Ratten zufällig in vier Gruppen (n = 9 jeweils) eingeteilt: Kontrollgruppe, Modell, TFRD und positives Medikament. Die Randomisierung erfolgte mit einer Zufallstabelle. Datenerhebung und -analyse erfolgten unter blinden Bedingungen. Alle Behandlungen wurden einmal täglich oral mit Gavage verabreicht. Alle Interventionen wurden einmal täglich um 08:00 Uhr um 08:00 Uhr an sieben aufeinanderfolgenden Tagen durchgeführt. Die Blank-Kontroll- und Modellgruppen erhielten normale Kochsalzlösung (10 ml/kg), während die TFRD- und die positiven Medikamentengruppen ihre jeweiligen Medikamentensuspensionen mit einem äquivalenten Volumen (10 mL/kg) erhielten. Am vierten Tag der Interventionen erhielt die Blank-Kontrollgruppe eine intraartikuläre Injektion steriler normaler Kochsalzlösung, während Ratten im Modell, TFRD und die positiven Medikamentengruppen mit einer MSU-Kristallsuspension injiziert wurden, um akute Gichtarthritis auszulösen. Vor der Injektion wurden die Ratten mit einem Isofluran-Anästhesiesystem betäubt. Jede Ratte im Modell, TFRD und den positiven Arzneimittelgruppen erhielt 200 μL der MSU-Suspension in die linke Sprunggelenkshöhle. Nach dem Nadelentzug wurde an der Injektionsstelle mit einem sterilen Wattestäbchen für mehrere Sekunden sanft Druck ausgeübt, um ein Auslaufen zu verhindern.
Probenentnahme und -verarbeitung
72 Stunden nach der Modellinduktion wurden die Ratten betäubt und im Rücken positioniert. Nach der Bauchdesinfektion wurde die Peritonealhöhle geöffnet und der Darm vorsichtig zurückgezogen, um die Bauchaorta freizulegen. Eine Blutentnahmenadel wurde parallel zum Gefäß eingeführt, um abdominales Aortenblut zu entnehmen, das sofort in heparinisierte, vorgekühlte Röhren in einem Eiswasserbad übertragen wurde. Die Proben wurden bei 3000 × g für 10 Minuten bei 4 °C zentrifugiert, um Serum zu gewinnen, das aliquotiert und bei -80 °C für die spätere metabolomische Profilierung gelagert wurde. Die Tiere wurden anschließend durch CO₂-Erstickung eingeschläfert. Das Fell um das linke Sprunggelenk wurde rasiert, und die umliegende Haut und Muskeln wurden sorgfältig entfernt, um die intakte Gelenkstruktur freizulegen. Das Synovialgewebe, das als dünne weißliche Membran erscheint, die die Gelenkkapsel auskleidet, wurde mit feinen Pinzetten sanft von der benachbarten Faszie isoliert. Die gesammelten Gelenkproben wurden in 4 % Paraformaldehyd bei 4 °C für 72 Stunden fixiert. Anschließend wurde ein Teil des Gelenkgewebes in einer EDTA-Entkalkungslösung entkalkt, wobei die Lösung wöchentlich 8 Wochen lang erfrischt wurde. Die vollständige Entkalkung wurde durch Nadelstichtests bestätigt: Bei Widerstand wurde die Entkalkung fortgesetzt, bis das Gewebe vollständig durchdringbar war.
Nach der Entkalkung wurden die Sprunggelenke sagittal durchschnitten, in Verarbeitungskassetten eingesetzt und einer Gradientenethanol-Dehydration unterzogen. Das Gewebe wurde mit Xylol beseitigt, mit Paraffin infiltriert und in Paraffinblöcke eingebettet. Abschnitte mit einer Dicke von 6 μm wurden mit einem automatisierten Mikrotom geschnitten, auf einem 40 °C Wasserbad geschwommen und auf Klebeträger montiert. Nach dem Trocknen bei 60 °C für 30 Minuten wurden die Schnitte deparaffinisiert, gemäß den Standardprotokollen mit Hämatoxylin und Eosin (H&E) gefärbt und schließlich mit neutralem Balsam gedeckt. Ganze Diabilder wurden mit einem digitalen Dia-Scanner aufgenommen.
Serummetabolomik-Analyse
Serumproben aus den Modell- und TFRD-Gruppen wurden vor der Verarbeitung bei 4 °C aufgetaut. Für jede Probe wurden 100 μL Serum in ein Mikrozentrifugenrohr übertragen und mit 400 μL vorgekühltem Extraktionslösungsmittel (Methanol: Acetonitril, 1:1, v/v) kombiniert, das interne Standards enthielt. Die Mischung wurde 1 Minute lang vortexiert, gefolgt von einer 10-minütigen Sonikation in einem Eiswasserbad. Anschließend wurde es 1 Stunde lang bei -40 °C inkubiert, um die Proteinausfällung zu erleichtern, und anschließend bei 12.000 × g für 15 Minuten bei 4 °C zentrifugiert. Das nach der Zentrifugation gewonnene Supernatant wurde sorgfältig gesammelt und in Autosampler-Phiolen für die UHPLC–MS-Analyse übertragen. Zusätzlich wurden gleiche Mengen Supernatant aus jeder Probe derselben Gruppe zusammengelegt, um Qualitätskontrollproben (QC) zu erzeugen.
Nach der Metabolitenerkennung in Serumproben aus beiden Gruppen wurden die rohen Massenspektrometriedaten von spezieller Software für automatisierte Peak-Erkennung, Extraktion, Ausrichtung und Integration verarbeitet, was eine strukturierte Datenmatrix der Ionenspektralmerkmale ergab. Die detektierten spektralen Merkmale wurden mit etablierten metabolomischen Spektralbibliotheken abgeglichen, um Metaboliten zu identifizieren, die aus TFRD stammen und in den systemischen Kreislauf gelangt waren. Unidentifizierte Merkmale und solche mit übermäßig fehlenden Werten wurden aus dem Datensatz entfernt. Der kuratierte Datensatz wurde neu indexiert und in ein standardisiertes Format40 strukturiert.
Die differenzielle Expression der Metaboliten zwischen den beiden Gruppen wurde durch Berechnung sowohl der Faltenänderung (FC, ausgedrückt als Intergruppenverhältnis) als auch der statistischen Signifikanz (p-Wert) bewertet. Metabolite, die die Schwelle von |log₂FC| erreichen. ≥ 1 und P < 0,05 wurden als differenziell exprimierte Metaboliten (DEMs) definiert. Die Screening-Ergebnisse wurden visuell mit Methoden wie Vulkandiagrammen zusammengefasst. Die gescreenten differentiellen Metaboliten wurden anschließend in die PubChem-Datenbank importiert, um ihre kanonischen Identifikatoren (CIDs)41 zu erhalten. Die entsprechenden KEGG-IDs wurden dann auf Basis der CIDs ermittelt. Schließlich wurden die KEGG-IDs in eine Metabolomik-Analyseplattform importiert, um eine Analyse der metabolischen Signalweganreicherung durchzuführen und die signifikant mit den DEMs assoziierten Signalwege zu identifizieren.
ELISA
Synovialgewebeproben wurden in flüssigem Stickstoff gefroren und zu einem feinen Pulver zerkleinert. Ungefähr 100 mg des Pulvers wurden mit einer elektronischen Präzisionswaage gewogen, mit 1 ml eiskaltem PBS gemischt und mit einem Glashomogenisator auf Eis homogenisiert. Das Homogenat wurde bei 10.000 g × g für 5 Minuten bei 4 °C zentrifugiert, und das Supernatant wurde für die anschließende ELISA-Detektion gesammelt. Vor der Analyse durfte das ELISA-Kit für 30 Minuten auf Raumtemperatur ausgleichen. Alle Reagenzien, einschließlich seriell verdünnter Standards, Waschpuffer, biotin-markierte Antikörper-Arbeitslösung und enzymkonjugierte Lösung, wurden gemäß den Anweisungen des Herstellers hergestellt. Anschließend wurden 100 μL Standards bei unterschiedlichen Konzentrationen und Proben zu den vorgesehenen Bohrlöchern der vorbeschichteten Mikroplatte hinzugefügt. Der Teller wurde versiegelt und bei 90 Minuten bei 37 °C inkubiert. Nach der Inkubation wurden die Inhalte entsorgt und die Brunnen viermal gewaschen. Anschließend wurden 100 μL biotinylierte Antikörper-Arbeitslösung in jedes Bohrloch gegeben, gefolgt von einer Inkubation bei 37 °C für 60 Minuten und einem weiteren Waschschritt. Anschließend wurden 100 μL enzymkonjugierte Arbeitslösung eingebracht, und die Platte wurde bei 37 °C 30 Minuten inkubiert, gefolgt von weiterem Waschen. Anschließend wurde ein chromogenes Substrat hinzugefügt, und die Platte wurde im Dunkeln bei 37 °C für 10 Minuten inkubiert. Die Reaktion wurde durch Zugabe von 100 μL Stoplösung beendet, und die Absorption wurde mit einem Mikroplattenleser bei 450 nm gemessen. Eine Standardkurve wurde konstruiert, indem die optischen Dichtewerte (OD) der Standards an ihre entsprechenden Konzentrationen angepasst wurden, und die Probenkonzentrationen wurden entsprechend berechnet.
Westlicher Blot
Synovialgewebe wurde schnell eingefroren und mechanisch zu einem feinen Pulver gemahlen. Ein gemessener Teil des Pulvers wurde in einem passenden Volumen eiskalten RIPA-Puffers mit Protease- und Phosphataseinhibitoren (1:100, v/v) lysiert, gefolgt von einer 30-minütigen Inkubation auf Eis. Die Lysate wurden dann bei 10.000 × g für 5 Minuten bei 4 °C zentrifugiert, und die Supernatanten wurden sorgfältig gesammelt. Die Proteinkonzentrationen wurden mittels eines BCA-Tests quantifiziert, und alle Proben wurden auf die gleichen Konzentrationen wie der RIPA-Puffer angepasst. Die Proteine wurden mittels SDS-PAGE getrennt und auf PVDF-Membranen übertragen. Die Membranen wurden blockiert und anschließend mit primären Antikörpern (1:1000 Verdünnung) inkubiert, gefolgt von sekundären Antikörpern (1:5000 Verdünnung). Proteinsignale wurden mit einem ECL-Detektionssystem visualisiert, und Bandintensitäten wurden mit der Image-Lab-Software (Version 5.2.1) quantifiziert. Die relativen Expressionswerte wurden gegen β-Actin normalisiert.
Statistische Analyse
Statistische Analysen wurden mit SPSS-Software (Version 20.0) durchgeführt. Die Daten werden als Mittelwert ± Standardabweichung (SD) dargestellt. Für Vergleiche zwischen mehreren Gruppen wurde eine Einweg-Varianzanalyse (ANOVA) verwendet, wenn die Annahme der Varianzhomogenität erfüllt war, gefolgt vom LSD-Test für nachträgliche paarweise Vergleiche. Wenn die Varianzhomogenität nicht erreicht wurde, wurde Welchs ANOVA durchgeführt, gefolgt von Dunnetts T3-Test für Mehrfachvergleiche. Ein p-Wert < 0,05 galt als statistisch signifikant.