Mausmodell für selektive Durchtrennung der intestinalen autonomen Nerven

Zusammenfassung

Dieses Protokoll zielt darauf ab, eine präzise, selektive Durchschnitt der darm-innervierenden sympathischen und parasympathischen Nerven bei Mäusen zu ermöglichen, wobei die arterie superior mesenteria als konsistentes anatomisches Meilenstein dient, um ein fokussiertes und reproduzierbares Modell zur Untersuchung der autonomen Regulation der Darmphysiologie und -erkrankung zu ermöglichen.

Zusammenfassung

Autonome Nerven bestehen aus den sympathischen und parasympathischen Systemen, die überwiegend antagonistisch wirken, um verschiedene physiologische Funktionen zu regulieren. Mit dem wachsenden Interesse an den Rollen der autonomen Innervation in der Darmphysiologie und -pathologie wächst der Bedarf an experimentellen Modellen, die eine präzise Manipulation darmgesteuerter sympathischer und parasympathischer Eingaben ermöglichen. Hier stellen wir ein chirurgisches Protokoll vor, um die sympathischen und parasympathischen Nerven, die den Darm innervieren, selektiv zu transektieren. Mit der oberen Mesenterienarterie (SMA) als reproduzierbarem anatomischem Orientierungspunkt ermöglicht dieser Ansatz eine zuverlässige Identifizierung der intestinalen autonomen Nervenbündel und die anschließende gezielte Durchtrennung. Im Gegensatz zu umfassenderen Denervationsansätzen wie Ganglionektomie oder subdiaphragmatischer Vagotomie zielt dieser Ansatz darauf ab, eine anatomisch lokalisierte Durchschnitt von darmgerichteten autonomen Bündeln zu erreichen, was helfen kann, die extraintestinale Interferenz zu reduzieren. Die Verletzung ist kontrollierbar und geht typischerweise mit minimaler Blutung einher, was die Verfahrenskonsistenz und die postoperative Genesung unterstützt. Obwohl die Operation eine angemessene mikrochirurgische Ausbildung erfordert, ist das Protokoll anpassungsfähig und ermöglicht es den Nutzern, wichtige Parameter an spezifische experimentelle Ziele anzupassen. Wichtig ist, dass dieses Modell eine praktische Plattform bietet, um die Rolle sympathischer und parasympathischer Nerven bei der Regulation der Darmfunktion unter physiologischen und krankheitsbedingten Bedingungen zu untersuchen. Dieser Artikel zielt darauf ab, das Verfahren im Detail zu beschreiben, um dessen Einführung durch neue Nutzer in ihrer Forschung zu erleichtern.

Einleitung

Der Magen-Darm-Trakt steht unter kontinuierlicher Kontrolle des autonomen Nervensystems (ANS), wobei sympathische und parasympathische Bahnen grundlegende Aspekte der Darmphysiologie koordinieren, darunter Motilität, Sekretion, Funktion der epithelialen Barriere und Immunhomöostase ^1,2. Im Dickdarm können extrinsische sympathische Eingaben regionsabhängige Effekte über mehrere zelluläre Kompartimente hinweg ausüben, was unterstreicht, dass breite ANS-Störungen die ortsspezifischen intestinalen Phänotypen¹ verdecken können. Umgekehrt werden parasympathische Schaltkreise, die klassisch durch vagale Signalübertragung und nachgelagerte cholinerge Mechanismen vermittelt werden, zunehmend als integraler Bestandteil der Aufrechterhaltung des intestinalen Immunsystems und der Formgebung mukosaler Antworten anerkannt, was experimentelle Strategien weiter motiviert, die sympathische versus parasympathische Beiträge mit anatomischer Präzision trennen^können.

Über die physiologische Regulation hinaus hat sich autonome Aktivität als relevanter Modifikator der Darmerkrankungsbiologie etabliert, einschließlich Darmkrebs (CRC). Jüngste Arbeiten im CRC zeigen ein bidirektionales sympathisches Nerv–mesenchymales Programm, bei dem β2-adrenerge Signalübertragung und NGF-exprimierende, krebsassoziierte Fibroblasten neuronal–stromale Interaktionen verstärken und den Tumorprogression fördern, was direkte Hinweise darauf liefert, dass sympathische Schaltkreise funktionell mit der CRC-Pathogenese³ gekoppelt werden können. Parallel dazu wurde die cholinerge Signalübertragung mit dem Wachstum von CRC und tumorassoziierten Immunmerkmalen in Verbindung gebracht, wie die pharmakologische Hemmung des muskarinischen Rezeptors 3 in einem orthotopen Mausmodell sowie die Verbindung cholinergerer Signalübertragung mit der Immuncheckpoint-Expression und anderen malignen Merkmalen ^4,5 gezeigt wird. Wichtig ist, dass autonome Einflüsse auf Darmerkrankungen auch mit anderen Modulatoren wie psychischem Stress und der Darmmikrobiota konvergieren können. Das enterische Nervensystem kann Stresssignale an die Darmentzündung⁶ weiterleiten, und mikrobielle Signale können Darm-Hirn-Schaltkreise aktivieren, die die extrinsischen sympathischen Neuronen des Darms abstimmen und so ein multifaktorielles Rahmenwerk unterstützen, in dem neuronale Regulation mit der Immun- und mikrobiellen Ökologie überschneidet ^6,7.

Diese konvergierenden Beweislinien unterstreichen die Notwendigkeit experimenteller Ansätze, die darmgesteuerte autonome Effekte mit ausreichender anatomischer Präzision isolieren können, um kausale Schlussfolgerungen sowohl in physiologischen als auch pathologischen Kontexten zu unterstützen. Trotz rascher Fortschritte bei der Schaltkreiskartierung und Neuromodulation bleiben viele häufig eingesetzte Interventionen in ihrer Organspezifität begrenzt. Systemische pharmakologische Manipulation, chemische Sympathektomie und subdiaphragmatische Vagotomie können breite autonome Outputs beeinflussen und dadurch Immun- und Stoffwechsel-Sollwerte jenseits des Darms verändern, was die kausale Zuordnung zu kolonspezifischen neuronalen Inputs^{erschwert 8}. Beispielsweise können vagale Schaltkreise die Entzündungsproduktion von Zytokinen^{unterdrücken 9}, und vagale Stimulation kann die endokrine Funktion der Pankreas und β Zelldynamik modulieren, was zeigt, dass vorgelagerte oder nicht-selektive Interventionen extra-intestinale Effekte verursachen können, die die Interpretation der intestinalen Phänotypen¹⁰ erschweren. Diese Einschränkungen sind besonders bedeutsam für Studien, die darauf abzielen, kolonbeschränkte autonome Mechanismen in Physiologie und Pathologie zu isolieren. Das übergeordnete Ziel der Methode ist es daher, anatomisch geführte, selektive Durchschnitt von darmgerichteten sympathischen und parasympathischen Fasern bei Mäusen zu ermöglichen und so ein praktisches Modell zur Untersuchung der intestinalen autonomen Regulation mit reduzierter Off-Target-Auswirkung zu bieten.

Zusammenfassend berichtet dieses Protokoll über einen präziseren Ansatz zur autonomen Denervation der Maus-Darm mit minimaler Störung der autonomen Innervation anderer Bauchorgane, wodurch die Interpretierbarkeit verbessert wird, indem potenzielle Verzerrungen durch Effekte der extraintestinalen Organe reduziert werden.

Protokoll

Alle Tierverfahren wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) des Beijing Friendship Hospital, Capital Medical University (Nr. 24-2026), genehmigt. Erwachsene Wildtyp-männliche C57BL/6J-Mäuse wurden in dieser Studie eingesetzt (8–10 Wochen alt, 20–30 g). Detaillierte Informationen zu Reagenzien und Ausrüstung finden sich in der Materialtabelle.

Einschlusskriterien: Mäuse desselben Stammes, Geschlechts und Altersgruppe wurden in jedem Experiment verwendet, um die biologische Variabilität zu minimieren. Nur gesunde Tiere mit normaler Aktivität, Pflegeverhalten, Futter- und Wasseraufnahme sowie Stuhlabgabe während der Akklimatisierungsphase wurden eingeschlossen. Zusätzlich wurden die Mäuse mindestens 7 Tage vor der Operation an die Tiereinrichtung gewöhnt.

Ausschlusskriterien: Mäuse wurden bei unkontrollierten Blutungen oder schweren Gefäßverletzungen während der Operation, Darmperforation oder erheblichen Gewebeschädigungen, die mit dem Überleben unvereinbar sind, ausgeschlossen. Tiere, die sich nicht von der Anästhesie erholten, also als nicht mehr innerhalb von 2 Stunden nach der Operation beweglich werden, wurden ebenfalls ausgeschlossen. Weitere Ausschlusskriterien umfassten postoperative Komplikationen wie anhaltende Wunddehiszenz, schwere Infektionen oder einen Gewichtsverlust von über 15 % innerhalb von 48 Stunden oder 20 % über einen Zeitraum von 72 Stunden. Mäuse mit chirurgischer Fehlidentifikation des Nervenzweigs, bestätigt durch eine post-hoc histologische Untersuchung, wurden ebenfalls aus der Studie ausgeschlossen.

1. Präoperative Vorbereitung

1. Sterilisiere alle chirurgischen Instrumente.
2. Verabreichen Sie allen Mäusen 30 Minuten vor der Operation eine vorbeugende Analgesie, um Schmerzsensibilisierung zu vermeiden. Verabreichen Sie Meloxicam (5 mg/kg Körpergewicht) per subkutaner Injektion.
3. Erwärmen Sie das Heizkissen auf 37 °C und legen Sie es unter die chirurgische Plattform.
4. Besprühen Sie den Operationsbereich (einschließlich der Anästheseinduktionskammer) mit 75 % Ethanol und wischen Sie gründlich mit Papiertüchern ab. Legen Sie ausreichend Papiertücher am Boden der Induktionskammer.
5. Inspizieren Sie die Anästhesie-Induktionskammer und den Schläuche, um sicherzustellen, dass keine Lecks vorhanden sind. Füllen Sie wieder auf und sorgen Sie für eine ausreichende Versorgung mit Isofluran. Anästhesie mit 3–3,5 % Isofluran, das in 1 L/min Sauerstoff abgegeben wird, induzieren. Überwachen Sie die Maus kontinuierlich; Ein Operationsplan wird typischerweise innerhalb von 1–2 Minuten erreicht.
6. Setzen Sie die Maus in die Rückenposition mit vollständig ausgestreckten Gliedmaßen und sichern Sie sie mit hypoallergenem Klebeband. Setzen Sie den Nasenkegel fest und sichern Sie ihn. Reduziere Isofluran zur Erhaltung auf 1,5–2,5 %. Beurteile die Anästhesietiefe anhand der fehlenden Pedalentzugsreaktion (keine Reaktion auf Zehenklemmen) und regelmäßiger Atmung (55–65 Atemzüge/min).
   HINWEIS: Während längerer mikrochirurgischer Eingriffe wird die anästhetische Tiefe kontinuierlich über die ursprüngliche chirurgische Ebene hinaus überwacht. Neben der Beurteilung des Pedalrückzugsreflexes und der Atemfrequenz alle 5–10 Minuten überwachen wir das Atemmuster (z. B. Regelmäßigkeit und Tiefe) sowie die Herzfrequenz durch visuelle Beobachtung oder Kontakt mit der Brustwand. Die Farbe der Schleimhaut (von Pfoten oder Lippen bestimmt) wird ebenfalls regelmäßig überprüft, um eine ausreichende Sauerstoffversorgung sicherzustellen. Zeigt die Maus Anzeichen einer leichteren Anästhesie, wie erhöhte Atemfrequenz (>80 Atemzüge/min), spontane Bewegungen oder eine Rückkehr des Pedalreflexes, wird die Isoflurankonzentration in Schritten von 0,25 % bis 0,5 % erhöht, bis eine angemessene chirurgische Ebene wiederhergestellt ist. Umgekehrt, wenn die Atmung flach oder unregelmäßig wird oder die Herzfrequenz deutlich sinkt, wird das Isofluran um 0,25 % bis 0,5 % reduziert, bis die kardiorespiratorische Funktion wieder stabil ist. Diese dynamische Anpassung stellt sicher, dass die Maus während des gesamten Eingriffs in einer angemessenen Anästhesietiefe bleibt und gleichzeitig die kardiorespiratorische Depression minimiert.
7. Tragen Sie auf beide Augen eine Augensalbe auf, um das Austrocknen der Hornhaut und Verletzungen unter Narkose zu verhindern.
8. Rasieren Sie das Bauchhaar von der Symphyse der Schamhaut bis zum Bereich unterhalb des Rippenrands mit einem elektrischen Haarrasierer. Dann wird die chirurgische Plattform unter ein Stereomikroskop gelegt.
9. Desinfizieren Sie die Operationsstelle mit Povidon-Jod-Abstupfern in einem nach außen gerichteten, konzentrischen Muster (vom Zentrum bis zur Peripherie), wobei der Bereich von unterhalb des Xiphoid bis zur Symphyse der Schamhaut und seitlich zu beiden Flanken abgedeckt wird. Wiederhole das dreimal. Dann mit 70 % Ethanol auf die gleiche Weise abwischen. Stellen Sie sicher, dass das Feld frei von losen Haaren ist.
10. Tragen Sie eine chirurgische Maske und eine Einwegkappe, tragen Sie einen sterilen OP-Kittel und ziehen Sie sterile Handschuhe an.
11. Decken Sie die Maus mit einem sterilen, fensterbefestigten Vorhang ab. Stellen Sie die Fenestrierung auf etwa 2 × 3 cm an und richten Sie sie auf die Bauchmittellinie aus, um das Operationsfeld vollständig freizulegen. Sichern Sie die vier Ecken des Vorhangs.

2. Laparotomie und Exposition

1. Mit einer sterilen Pinzette hebt man vorsichtig eine kleine Hautfalte direkt zum Schädel der Schamsymphyse an. Mit sterilen, spitzspitzigen Scheren machen Sie einen kleinen anfänglichen Schnitt an der Spitze (~0,3 cm) und verlängern dann den Hautschnitt kranial entlang der Mittellinie um 1,5–2,0 cm.
   HINWEIS: Nach dem Einführen der scharfen Scherenspitzen in die anfängliche Öffnung neigen Sie die Spitzen nach oben und führen Sie einen kontrollierten "Push-Cut" entlang der Hautunterseite durch, um zu vermeiden, dass sie zu tief schneiden und die Bauchmuskulatur oder die Eingeweide verletzt. Verwenden Sie eine Pinzette und eine Schere, um das lose subkutane Bindegewebe von der darunterliegenden Bauchwandmuskulatur stumpf zu zerlegen. Seziere etwas breiter als der Hautschnitt, um eine weitere Öffnung zu erleichtern.
2. Ungefähr 0,5 cm kaudal zum Xiphoide-Prozess werden die Spitzen der sterilen, feinen Pinzetten vorsichtig in die Linea alba eingeführt und ein kleines Gewebezelt angehoben.
3. Mit einer sterilen, spitzspitzen Schere schaffen Sie an der angehobenen Stelle eine kleine Öffnung (2–3 mm). An diesem Punkt sollten das glatte Peritoneum und/oder die darunterliegenden Organe (z. B. ein Leberlappen) sichtbar sein.
4. Führen Sie eine Klinge einer sterilen, stumpf gespitzten Schere in die Peritonealhöhle ein, sodass sie dicht an der Bauchwand bleibt. Bei direkter Visualisierung wird der Schnitt entlang der Linea alba in Schädelrichtung verlängert, bis die Gesamtlänge dem Hautschnitt entspricht.
   HINWEIS: Halten Sie die Scherenspitze durchgehend nach oben geneigt und fahren Sie nur unter direktem Blick vor, um sicherzustellen, dass sich keine Darmschlaufen oder Blutgefäße unter der Schere befinden.

3. Identifizierung der arterie superior mesenteria und der Nervendurchquerung

1. Ziehe die Bauchwand vorsichtig seitlich mit sterilen Klebestreifen zurück, um die Bauchhöhle freizulegen.
2. Üben Sie moderaten Druck mit einem Wattestäbchen auf die Bauchwand aus, damit der Darm nach außen treten kann. Bewegen Sie vorsichtig den Dünndarm, den Dickdarm und das Blinddarm auf die linke Seite der Maus.
   HINWEIS: Bedecken Sie den freiliegenden Darm mit einem sterilen Baumwollpad oder Mullbinde, das mit warmem (≈37 °C) steriler Kochsalzlösung befeuchtet wurde, um Gewebetrocknung und Wärmeverlust zu verhindern.
3. Mit der rechten Hand werden Magen, Zwölffingerdarm und Dickdarm mit einem sterilen, angefeuchteten Wattestäbchen (oder stumpf spitzen Mikrozangen) vorsichtig in Richtung linker oberer Quadranten versetzt. Die abdominale Aorta vor der Wirbelsäule sollte in diesem Stadium deutlich sichtbar sein, manchmal teilweise von einer kleinen Menge retroperitoneales Fett bedeckt.
4. Identifizieren Sie die linke Nierenvene und den Zöliakie-Stamm. Die arteria superior mesenteria (SMA) entspringt als einzelner arterieller Zweig von der vorderen Wand der Bauchaorta, typischerweise ~2–4 mm caudal zum Zöliakie-Stamm und auf oder über dem Niveau der linken Nierenvene.
   HINWEIS: Die linke Nierenvene ist eine dunkle, dicke Vene, die horizontal über die vordere Seite der Bauchaorta verläuft, bevor sie in die untere Vena cava abläuft. Der Zöliakie-Stamm ist üblicherweise der erste große arterielle Zweig, der von der vorderen Wand der Bauchaorta entspringt, sich direkt oberhalb der linken Nierenvene befindet und häufig in die Leber-, Plenz- und linke Magenarterie übergeht. Im Gegensatz dazu ist die SMA ein einzelner Stamm ohne hepatische/milzhaltige Äste. Er dringt in die Wurzel des Mesenteriums ein und versorgt das Jejunum, das Ileum und den proximalen Dickdarm; Die Verfolgung seines Verlaufs in das Mesenterium kann helfen, die korrekte Identifizierung zu bestätigen.
5. Identifizieren Sie die milchig-weißen, schnurartigen Bündel, die parallel zur SMA verlaufen, als Zielnervenfasern. Das Nervenbündel oberhalb der SMA entspricht den parasympathischen Fasern, während das unter der SMA liegende Bündel den sympathischen Fasern entspricht (Abbildung 1A).
6. Mit einer Mikropinzette und einer Mikroschere wird das Fett und das lymphatische Gewebe um die SMA sehr vorsichtig getrennt, um die Nervenfasern vollständig freizulegen. Heben Sie vorsichtig das sympathische oder parasympathische Nervenbündel mit einer Mikropinzette an, um es vom SMA zu trennen, und schneiden Sie es dann schnell und vorsichtig durch (Abbildung 1).
   HINWEIS: Während der Dissektion sollten die Spitzen der Pinzette und der Schere zur Seitenwand der Arterie ausgerichtet bleiben und die Instrumente nicht vertikal in tiefere Ebenen ausgerichtet werden. Wenn eine größere Blutung auftritt (z. B. eine Blutung aus der SMA oder der Bauchaorta, die innerhalb von 30 Sekunden durch Druck mit einem sterilen Wattestäbchen nicht kontrolliert werden kann), wird der Eingriff sofort abgebrochen. Das Tier wird noch unter Narkose humanhaft eingeschläfert und von allen nachfolgenden Analysen ausgeschlossen. Dieser Endpunkt ist gemäß IACUC-zugelassenen humanen Endpunkten vordefiniert, um unnötiges Leiden zu vermeiden. Weitere Hinweise zur Fehlersuche bei häufigen intraoperativen Komplikationen finden Sie in Ergänzungsakte 1.

4. Verschluss der Bauchhöhle

1. Entferne alle intraabdominalen Mullbinden/Wattepads. Untersuchen Sie die Bauchhöhle sorgfältig auf aktive Blutungen, mit besonderem Augenmerk auf das SMA-Dissektionsfeld, die Nervendurchtrennstelle und die Schnittkanten der Bauchwand.
2. Spülen Sie die Bauchhöhle vorsichtig mit einem kleinen Volumen warmer, steriler Kochsalzlösung (0,5–1,0 ml) und führen Sie dann vorsichtig überschüssige Flüssigkeit mit einem sterilen, trockenen Wattestäbchen ab.
3. Führen Sie ein Instrument und Mull-/Baumwollzählung durch, um sicherzustellen, dass kein fremdes Material in der Bauchhöhle zurückbleibt.
4. Mit einer 6-0 resorbierbaren Naht schließen Sie das Peritoneum und die Muskelschicht mit einem durchgehenden Laufstich, der an einem Ende des Schnitts beginnt. Jeder Biss muss das Peritoneum und die Bauchwandmuskulatur auf beiden Seiten umfassen.
   HINWEIS: Heben Sie die Wundkanten mit einer Pinzette an und legen Sie jede Naht direkt sichtbar, um zu vermeiden, dass sich der darunterliegende Darm oder das Omentum verfangen bleibt. Wenn nötig, verschieben Sie den Darm vorsichtig mit einem feuchten Wattestäbchen vom Schnitt weg.
5. Schließe die Haut mit unterbrochenen Nähten mit 5-0 Seidenflechten, nicht absorbierbaren Nähten. Nähte in ~2 mm Abständen anbringen und Knoten mit moderater Spannung binden, wobei die Hautränder annähernd (aber nicht stranguliert) werden, um Ischämie zu vermeiden.
   HINWEIS: Eine schlechte Wundzusetzung kann zu einem Schnittvorfall führen. Stellen Sie sicher, dass die Muskelschicht fest versiegelt ist und die Hautkanten gut ausgerichtet sind.
6. Reinigen Sie den geschlossenen Hautschnitt erneut vorsichtig mit einem Povidon-Jod-Abstrich.
7. Markiere die Maus (Ohr oder Schwanz) mit dem Operationsdatum.
8. Entfernen Sie den Nasenkegel und legen Sie die Maus in einen sauberen, weichen Erholungskäfig, der auf einer 37 °C Wärmematte (Einzelgehäuse) steht. Halten Sie das Tier in seitlicher Liegeposition, um das Risiko einer Aspiration zu verringern.
   HINWEIS: Bestätigen Sie, dass das Heizpad bei 37 °C stabil bleibt, um Unterkühlung zu verhindern. Falls nötig, verabreichen Sie 1 ml warme, sterile Kochsalzlösung subkutan zur Volumenunterstützung.
9. Überwachen Sie die Maus kontinuierlich, bis sie vollständig wieder zu Bewusstsein ist und eigenständig in der Bauchlage bleiben kann.
   HINWEIS: Die postoperative Analgesie wurde mit Meloxicam fortgesetzt (5 mg/kg, subkutan, bis zu 48 Stunden nach der Operation) alle 24 Stunden, mit zusätzlicher tierärztlicher Untersuchung, falls Anzeichen von anhaltenden Schmerzen oder Beschwerden festgestellt wurden.

5. Postoperative Überwachungsparameter

HINWEIS: Die postoperative Überwachung wurde zweimal täglich in den ersten 72 Stunden durchgeführt und dann während der gesamten Studiendauer täglich. Bewertete Parameter umfassten:

1. Überwachen Sie das allgemeine Erscheinungsbild, einschließlich Pflege, Fellzustand, Haltung und Aktivitätsniveau.
2. Täglich das Körpergewicht messen; Definiert einen Verlust von mehr als 15 % des präoperativen Körpergewichts innerhalb von 48 Stunden oder 20 % über einen 72-Stunden-Zeitraum als humanen Endpunkt.
3. Untersuchen Sie die Operationsstelle auf Anzeichen von Infektion, Dehiszenz oder Ausfluss.
4. Überwachen Sie das Verhalten, einschließlich spontaner Bewegungen, Reaktion auf Handhabung und Anzeichen von Belastung (z. B. Lautäußerung und Unruhe).
5. Untersuchen Sie jedes Tier, das trotz Schmerzlinderung anhaltende Anzeichen von Schmerz oder Belastung zeigt, und lassen Sie es gegebenenfalls einschläfern.

Ergebnisse

Mit der SMA als konsistentem anatomischen Orientierungspunkt können intestinale autonome Nervenbündel als dünne, perlmuttweiße Strukturen identifiziert werden, die parallel zum Gefäß verlaufen. Basierend auf ihrer anatomischen Position relativ zum SMA wurde das obere Bündel als das vermutete parasympathische Bündel und das untere als das vermutete sympathische Bündel bezeichnet (Abbildung 1A,D). Ein positives intraoperatives Ergebnis wird er...

Diskussion

Die Mausa-SMA entspringt an der Vorderwand der Bauchaorta, unterhalb des Zöliakie-Stammes, und liefert arteriellen Zufluss zu den großen Bauchgeweiden, einschließlich des Darms¹⁴. Vor der SMA befinden sich der Dickdarm und sein Mesenterium, während er hinten eng mit der linken Nierenvene und der Bauchaorta verwandt ist; Die obere mesenteriale Vene verläuft typischerweise entlang ihrer rechten Seite. Bei Mäusen ist die SMA äußerst empfindlich und von kritischen Org...

Materialien

Liste der in diesem Artikel verwendeten Materialien

Name	Unternehmen	Katalognummer	Kommentare
5-0 Seide geflochtene nicht resorbierbare Naht	Ethicon	W500
6-0 PGA Naht	Jinhuan	CR631
Anästhesie-Induktionskammern	RWD Life Science	V100
Tier-Anästhesie-Maschine	RWD Life Science	R500IP
Anti-Cholin-Acetyltransferase-Antikörper	Abcam	ab181023
Künstliche Tränen-Schmiermittel Ophthalmische Salbe	Akorn	59399-162-35
C57BL/6J Mäuse	Shanghai Model Organisms CenterTechnology	SM-001
Cholera Toxin Subunit B (CTB), Alexa FluorTM 555 Konjugat	Thermo Scientific	C34776
Kompound-Mikroskop	Yuyan Instruments	512
DAPI und Hoechst Nukleinsäure-Farbstoffe	Invitrogen	D3571
Fast Green	Thermo Scientific	F7252
Feinhämostatische Pinzette	Jinzhong surgical instrument	JCG020
Hypoallergenes chirurgisches Pflaster	3M Blenderm	70200419342
Isofluran	RWD Life Science	R510-22-10
Mikro-Pinzette(gekrümmt)	Jinzhong surgical instrument	WCC200
Mikro-Pinzette(gerade)	Jinzhong surgical instrument	WCC190
Mikro-Nadelhalter	Jinzhong surgical instrument	WBA050
Mikro-Schere	Jinzhong surgical instrument	Y3F010
Mikro-Spritze	Hamilton	7632-01
Ophthalmische Schere(spitz zulaufende Spitze)	Jinzhong surgical instrument	JC2303
Ophthalmische Schere(gerundete Spitze)	Jinzhong surgical instrument	JC2303
Povidon-Jod-Tupfer	Winner Medical	206
Gewebe und Zellfixativ (4% Paraformaldehyd, PFA)	MedChemExpress	HY-DY3003
OCT-Gefriermedium für Gewebe	Sakura	C2077
Tyrosinhydroxylase (E2L6M) Kaninchen-Monoklonaler Antikörper	Cell Signaling Technology	58844S