Die in der vorliegenden Studie verwendeten experimentellen Protokolle wurden vom Ethikausschuss des Hainan General Hospital genehmigt (Protokoll Nr. 2021-239). Der US National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals sowie die Declaration of Helsinki wurden in allen experimentellen Verfahren strikt befolgt. Die in dieser Studie verwendeten Reagenzien und Ausrüstung sind in der Materialtabelle aufgeführt.
1. Tiermodell und experimentelles Design
In dieser Studie wurden sechsunddreißig männliche C57BL/6J-Mäuse (4 Wochen alt, ca. 20 g) verwendet. Alle Mäuse wurden unter Standardlaborbedingungen (20–25 °C, 50%–65% relative Luftfeuchtigkeit, 12-Stunden-Hell/Dunkel-Zyklus) mit ad libitum Zugang zu Nahrung und Wasser untergebracht. Nach einer 7-tägigen Akklimatisierungsphase wurden die Mäuse zufällig in zwei Gruppen (n=18 pro Gruppe) eingeteilt: die Eisenüberlastungsgruppe (Modellgruppe), die zweimal pro Woche für 4 Wochen intraperitoneale Injektionen von Eisendextran (0,2 g/kg) erhielt; und die Kontrollgruppe, die durch intraperitoneale Injektion äquivalente Mengen normaler Kochsalzlösung erhielt. Nach 4 Wochen wurden die Mäuse eingeschläfert und Bauchspeicheldrüsengewebe für eine anschließende Analyse entnommen.
2. Messung des Serumeisens
Blutproben wurden aus dem retro-orbitalen Sinus unter 1 % Pentobarbitalanästhesie während der Diestrus entnommen. Nachdem das Blut 1 Stunde bei Raumtemperatur stehen gelassen wurde, wurde es bei 4 °C, 3.000 U/min für 15 Minuten zentrifugiert. Das Serum wurde getrennt und bei -80 °C gelagert. Die Serumeisenkonzentrationen wurden mit einem kolorimetrischen Eisentestkit nach dem Protokoll des Herstellers bestimmt.
3. Histologische Analyse
Bauchspeicheldrüsengewebeproben wurden zur Fixierung in 4 % Paraformaldehyd eingetaucht, gefolgt von einer Paraffineinbettung vor der Schnittvorbereitung. Serielle Gewebeschnitte mit einer Dicke von 4–5 μm wurden gewonnen und mit standardmäßigen Deparaffinisations- und Rehydrationsverfahren verarbeitet. Die histomorphologische Untersuchung wurde anschließend mittels Hämatoxylin- und Eosinfärbung durchgeführt, während die Eisenablagerung im Bauchspeicheldrüsengewebe mittels Preußischer Blaufärbung nach konventionellen histologischen Färbungsprotokollen untersucht wurde.
4. Zellkultur und kleine interferierende Ribonukleinsäuretransfektion
Die MIN6-β-Zellen der Maus wurden im hochglukosereichen Eagle-Medium von Dulbecco kultiviert, ergänzt mit 15 % fetalem Rinderserum, 100 U/mL Penicillin, 100 μg/mL Streptomycin, 10 mM HEPES, 50 mM Natriumpyruvat und 50 μmol/L β-Mercapttoethanol. Alle Experimente wurden bei 80 % Zellkonfluenz durchgeführt. Jedes Mal während der Zellkultur werden 6–8 ml Kulturmedium entnommen. Die Zellen wurden bei 37 °C in einer befeuchteten Atmosphäre mit 5 % CO₂ gehalten. Für funktionelle Studien wurden MIN6-Zellen in der logarithmischen Wachstumsphase mit lncRNA-spezifischen kleinen interferierenden (si)RNA transfektiert (wobei ausgewählte lncRNA basierend auf Mikroarray-Ergebnissen angegriffen wurde; Inhibitorgruppe) oder negative Kontroll-siRNA (Inhibitor NC-Gruppe) mit Lipofectamin 2000, gemäß den Anweisungen des Herstellers. Nach 24 Stunden Kultivierung wurden die Zellen mittels quantitativer Polymerase-Kettenreaktion (qRT-PCR) oder Western Blot analysiert, um die Knockdown-Effizienz zu bestimmen. Zielsequenzen dieser siRNA waren wie folgt: siMEG3: GCGUCUUCCUGUGCCAUUUTTAAAUGGCACAGGAAGACGCTT; siNC: UUCUCCGAACGUGUCACGUTTACGUGACACGUUCGGGGAGAATT. Jedes Experiment wurde dreimal durchgeführt und dreimal wiederholt.
5. Reverse-Transkriptase-Polymerase-Kettenreaktionstest
Die Gesamt-RNA wurde aus Bauchspeicheldrüsengewebeproben und MIN6-Zellen mit einem kommerziell erhältlichen phenolbasierten RNA-Isolationsreagenz gemäß den Anweisungen des Herstellers extrahiert. Komplementäre DNA wurde mit einem Reverse-Transkriptions-Set in einem Gesamtreaktionsvolumen von 20 μL synthetisiert. Nach der Reverse-Transkription lag die cDNA-Konzentration der meisten Proben bei etwa 1 μg/μL basierend auf der Quantifizierungsanalyse der Proben. Anschließend wurde 1 μL cDNA-Vorlage für die quantitative Echtzeit-PCR-Amplifikation verwendet. qRT-PCR wurde mit einem auf SYBR Green basierenden PCR-Detektionskit unter folgenden Zyklusbedingungen durchgeführt: 95 °C für 30 S, 90 °C für 15 S, 60 °C für 34 Sekunden und 68 °C für 30 S. Die relativen Genexpressionsniveaus wurden mit der vergleichenden Schwellenwertzyklus-Methode (2-ΔCT-Methode ) bestimmt. GAPDH wurde als internes Referenzgen zur Normalisierung von Echtzeit-PCR-Daten verwendet. Alle experimentellen Verfahren wurden nach den jeweiligen Herstellerprotokollen durchgeführt, und jedes Experiment wurde mindestens dreimal unabhängig wiederholt. Die in dieser Studie verwendeten Primer-Sequenzen sind in ergänzenden Tabellen 1 und 2 aufgeführt.
6. Zellzählungs-Kit-8-Assay
Die Zellproliferationskapazität wurde mittels eines Zellzähl-Kit-8-Tests gemäß den Richtlinien des Herstellers bestimmt. Kurz gesagt: MIN6-Zellen wurden in 96-Well-Kulturplatten mit einer Dichte von 5 x 103 Zellen pro Bohrloch nach der Transfektion mit si-MEG3 oder si-NC verschichtet und für 24 Stunden aufrechterhalten. Zu den festgelegten Zeitpunkten wurden 10 μL Zellviabilitätsreagenz in jedes Bohrloch eingebracht, und die Platten wurden bei 37 °C für 2 Stunden inkubiert. Die Absorptionswerte wurden anschließend bei 450 nm mit einem Mikroplattenleser gemessen. Die Zelllebensfähigkeit wurde als Prozentsatz relativ zur Kontrollgruppe berechnet.
7. Apoptose-Detektion durch Durchflusszytometrie
Apoptotische Veränderungen in MIN6-Zellen wurden gemäß den Anweisungen des Herstellers mit einem Annexin V-FITC/PI Apoptose-Detektionskit untersucht. Nach 48 Stunden siRNA-Transfektion wurden die Zellen entnommen, zweimal mit kalt phosphatgepufferter Kochsalzlösung gewaschen und in einem Bindungspuffer wieder suspendiert. Anschließend wurden die Zellen mit 5 μL Annexin V-FITC und 5 μL Propidiumiodid für 15 Minuten bei Raumtemperatur unter dunklen Bedingungen inkubiert. Unmittelbar nach der Färbung wurden die Proben mittels Durchflusszytometrie analysiert. Frühe und späte apoptotische Zellpopulationen wurden mithilfe von Flowzytometrie-Software quantifiziert. Der Anteil der apoptotischen Zellen wurde anschließend für Intergruppenvergleiche berechnet. Jedes Experiment wurde dreimal unabhängig durchgeführt.
8. Western Blot Analyse
Western-Blot-Experimente wurden gemäß zuvor berichteten Protokollen18 durchgeführt. Die Zellen wurden zunächst mit Trypsin verdaut, gesammelt und mithilfe eines Radioimmunpräzipitations-Lysepuffers auf Eis lysiert. Die Proteinkonzentrationen wurden quantifiziert, und entsprechende Mengen Proteins wurden auf 10%igen Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Elektrophoresegelen getrennt, bevor sie auf Polyvinylidenfluoridmembranen übertragen wurden. Nach der Membranblockierung wurden die Proben mit primären Antikörpern gegen NF-κB (1:1000), Bcl-2 (1:1000), Bax (1:1000), Caspase-3 (1:1000) und Glyceraldehyd-3-phosphat-Dehydrogenase (GAPDH) (1:2000) bei den angegebenen Verdünnungsverhältnissen inkubiert, gefolgt von der Inkubation mit Meerrettichperoxidase-gebundenen sekundären Antikörpern. Proteinsignale wurden mit einem chemilumineszenzierten System detektiert und mit der ImageJ-Software quantifiziert. GAPDH wurde als interne Belastungskontrolle verwendet, und die Proteinexpressionsniveaus wurden als Faltenänderungen relativ zur Kontrollgruppe angegeben.
9. Statistische Analyse
Die Daten wurden als Mittelwert ± Standardabweichung (SD) angegeben. Vergleiche zwischen den Gruppen wurden mit dem Mann–Whitney U Test19 mittels statistischer Analyse durchgeführt. Ein p-Wert <0,05 galt als statistisch signifikant.